Ici, nous présentons une méthode permettant la commutation photoactivée de protéines fluorescentes photoconvertibles (PCFP) dans l’embryon vivant de poisson zèbre, ainsi que le suivi ultérieur de la protéine photoconvertie à des points temporels spécifiques au cours du développement. Cette méthodologie permet de surveiller les événements de biologie cellulaire sous-jacents à différents processus développementaux dans un organisme vertébré vivant.
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Article de méthode
Suivi cellule à l'aide protéines photoconvertible cours de développement poisson zèbre
Dans cet article
Résumé
Résumé
L'embryogenèse est un processus dynamique qui s'étudie idéalement à l'aide de techniques permettant de documenter les changements développementaux in vivo. L'utilisation de protéines fluorescentes codées génétiquement s'est révélée être une stratégie précieuse pour élucider les processus morphogénétiques dynamiques tels qu'ils se produisent dans l'organisme entier. Au cours de la dernière décennie, le développement de protéines fluorescentes photoactivables et photoconvertibles a ouvert la possibilité d'étudier le destin de sous-populations discrètes de protéines marquées1. Contrairement aux protéines photoactivables, les protéines fluorescentes photoconvertibles (PCFP) peuvent être facilement suivies et imagées dans leur état d'émission natif avant la photoconversion, ce qui facilite l'identification et la sélection des régions par inspection optique. Les PCFP, telles que Kaede2, KikGR3, Dendra4 et EosFP5, peuvent passer du vert au rouge suite à une exposition à la lumière UV ou bleue, en raison d'une séquence tripeptidique His-Tyr-Gly qui forme un chromophore vert pouvant être photoconverti en un chromophore rouge par une β-élimination catalysée par la lumière suivie d'une extension du système π-conjugué3. Les PCFP et leurs variantes monomériques sont des outils utiles respectivement pour le suivi cellulaire6-10 et l'étude de la dynamique des protéines11-14. Ces dernières années, les PCFP ont été exprimées dans divers modèles animaux, tels que le poisson zèbre6, le poulet7,8 et la souris9,10, afin de suivre le destin des cellules. Nous décrivons ici un protocole de photoconversion spécifique aux cellules des PCFP dans l'embryon vivant de poisson zèbre, suivi d'un suivi des protéines photoconverties à des stades développementaux ultérieurs. Cette méthodologie permet d'étudier, de manière spécifique aux tissus, les événements de biologie cellulaire sous-jacents à la morphogenèse dans le modèle animal du poisson zèbre.
Protocole
1. Obtention d'embryons pour le test de photoconversion
Après croisement interne de poissons-zèbres transgéniques exprimant un PCFP, les embryons homozygotes les plus brillants sont sélectionnés et élevés à 28,5 °C jusqu'au stade embryonnaire souhaité15.
Remarque 1 : Ce prétri permettra d'analyser les embryons avec une faible puissance laser, évitant ainsi la phototoxicité et la photodégradation.
Remarque 2 : Nous recommandons d'utiliser une lumière de faible intensité lors de la visualisation des embryons et de les maintenir à l'obscurité en raison de la grande sensibilité des PCFP, tels que Kaede et KikGR, à l'exposition à la lumière, y compris la lumière du jour.
2. Inclusion
- Dans un récipient en verre contenant de l'eau pour œufs, déchorionner les embryons au microscope stéréo à l'aide de pinces.
- Anesthésier les embryons en transférant un embryon déchorionné dans une solution de tricaine à 0,16 mg/ml (éthyl 3-aminobenzoate, Sigma-Aldrich) (40μl d'une solution mère à 4 mg/ml dans 1 ml de milieu E3 1X).
Remarque 1 : Transférez les embryons à l’aide d’une pipette en verre ou d’une pipette à embout coupé (P1000) afin de minimiser le risque d’endommager les embryons.
Remarque 2 : Les jeunes embryons déchorionés ne doivent pas être exposés à l'air ni soulevés jusqu'à l'interface eau/air, car les œufs se rompent facilement lorsqu'ils sont soumis à un stress mécanique.
- Transférez l'embryon anesthésié sur le couvercle d'une boîte de culture et maintenez l'embryon dans le plus petit volume possible de milieu.
- Transférez l'embryon dans l'agarose en pipetant l'embryon avec de l'agarose à bas point de fusion (LMA, Lonza) à 1 % à 30 °C contenant 0,16 mg/ml de tricaine, puis déposez-le sur le couvercle en verre d'une boîte de culture à fond en couvre-objet (MatTek Corp. Ashland MA USA). Orientez ensuite l'embryon à l'aide d'une pointe en plastique lisse (par exemple une pointe de pipette Microloader coupée, Eppendorf) et, une fois l'agarose LMA polymérisée, recouvrez l'agarose par une solution de tricaine à 0,16 mg/ml.
Remarque 1 : Faire fondre l'agarose LMA 1 % à 60 °C et maintenir l'agarose fondue à 30 °C.
3. Photoconversion
- Sur un microscope confocal inversé équipé de sources laser de 405 nm, 488 nm et 561 nm, tel que le Zeiss LSM 710, visualiser l'échantillon par un balayage en z-Stack couvrant toute la structure de l'échantillon à photoconvertir et à suivre ultérieurement, en utilisant le laser 488 nm (par exemple, laser Ar de 30 mW, à une intensité de 5 à 7 %, détecteur réglé sur 493-540 nm) et le laser 561 nm (par exemple, laser DPSS 561 de 10 mW, à une intensité de 7 à 9 %, détecteur réglé sur 587-651 nm) pour balayer le tissu/organe afin de détecter respectivement la fluorescence verte et rouge des protéines photoconvertibles.
Remarque 1 : Pour l'analyse avant la photoconversion, nous avons utilisé un objectif Plan Apochromat 20x/NA 0,8.
Remarque 2 : Toujours rechercher la fluorescence rouge avant l'expérience afin d'exclure la présence éventuelle d'un PCFP rouge converti par erreur.
- Sélectionner l'outil Time series et régler sur 2 cycles sans intervalle (un avant et un après la photoconversion).
- Sélectionner l'outil Regions et définir une ou plusieurs régions d'intérêt (ROI) pour la photoconversion.
Remarque 1 : Nous recommandons de déterminer d'abord la précision avec laquelle la région effectivement photoconvertie par le laser de balayage dans la région d'intérêt (ROI) correspond à la ROI sélectionnée dans le logiciel, en mesurant la surface du tissu ou des cellules photoconvertis selon les trois directions (xy et z) sur un échantillon fixé, où aucun déplacement cellulaire ou protéique n'est attendu. Pour les paramètres décrits dans cette application, la ROI correspondait à la région photoconvertie avec une grande précision, mais cela dépend de l'objectif utilisé et de l'intensité du laser appliquée pour la photoconversion. La taille de la ROI peut être réduite à celle d'une seule cellule, selon l'ouverture numérique de l'objectif, le facteur de zoom et l'intensité de lumière laser utilisée pour la photoconversion.
- Sélectionnez l'outil Bleaching et configurez-le pour commencer le blanchiment après le balayage 1 sur 2. Nous avons utilisé un laser à diode de 405 nm à 30 mW pour la photoconversion et avons soigneusement optimisé la quantité minimale de lumière laser nécessaire à une photoconversion complète, principalement en ajustant l'intensité de la lumière laser, le nombre de balayages de la région d'intérêt (ROI) et le temps par pixel (i.e., la vitesse de balayage).
Remarque 1 : Pour la photoconversion, nous avons utilisé un objectif Plan Apochromat 20x/NA 0,8.
Note 2 : La puissance du laser et le nombre d'itérations doivent être déterminés empiriquement pour chaque configuration expérimentale et doivent assurer la photoconversion complète du PCFP vert au rouge dans la région d'intérêt (ROI), avec la quantité minimale nécessaire de lumière laser afin de réduire la phototoxicité. Nous recommandons d'initier les tests avec une faible puissance laser (par exemple 3 %, correspondant à 0,03 mW dans le plan de l'objectif) combinée à un faible nombre d'itérations (par exemple 20), puis d'augmenter progressivement la puissance du laser jusqu'à atteindre une photoconversion complète, ce qui, dans notre cas, correspondait à une puissance de 10 % (soit 0,1 mW dans le plan de l'objectif). Dans ces conditions, tous les embryons testés ont survécu au protocole de traitement. Néanmoins, nous avons observé que la membrane du vitellus est sensible aux impulsions laser et peut facilement être endommagée, entraînant la mort de l'embryon. Pour cette raison, une létalité embryonnaire après la photoconversion peut survenir si la position du tissu ciblé est proche du corps vitellin.
- Analyser l'échantillon en z-Stack à l'aide de lasers à 488 nm et 561 nm pour visualiser la fluorescence verte résiduelle et la fluorescence rouge photoconvertie du PCFP.
Note 1 : Pour l'analyse après la photoconversion, nous avons utilisé un objectif Plan Apochromat 20x/NA 0,8.
4. Retirer l'embryon de l'agarose
- Jetez la solution et retirez délicatement l'embryon du LMA à 1 % à l'aide d'une aiguille ou d'une pointe en plastique lisse.
- Conservez l'embryon dans de l'eau d'œuf à l'obscurité à 28,5 °C jusqu'au stade de développement souhaité.
Remarque 1 : Il est important que les embryons poursuivent leur développement dans de l’eau d’œuf, en particulier durant les premiers jours de développement correspondant à l’allongement du corps embryonnaire. En effet, certains tissus ou organes embryonnaires changent de position au cours du développement, ce qui nécessite des orientations spécifiques lors de l’encapsulation, lesquelles dépendent du tissu ou organe d’intérêt ainsi que du stade de développement souhaité pour l’analyse.
5. Réinclusion
- Procéder comme au point 2.) de ce protocole.
6. Suivi du tissu photoconverti aux stades embryonnaires ultérieurs
- Numérisation de la région d'intérêt (z-Stack) à l'aide de lasers à 488 nm et 561 nm pour les signaux fluorescents verts et rouges, respectivement.
Remarque 1 : Pour l'analyse effectuée x heures après la photoconversion, nous avons utilisé un objectif Plan Apochromat 20x/NA 0,8.
Note 2 : Étant donné que ce protocole n'affecte pas le développement normal de l'embryon, il est possible d'observer l'embryon photoconverti à des stades ultérieurs du développement (pour cela, procéder comme indiqué aux points 4 - 6).
7. Résultats représentatifs
Un exemple de test de photoconversion est illustré dans la figure 1. Nous avons suivi les cellules endothéliales au cours du développement du poisson zèbre (pour une revue de l'anatomie vasculaire du poisson zèbre en développement, voir16). Ainsi, nous avons utilisé une lignée rapporteuse de poisson zèbre Tg(kdrl:nlsKikGR)hsc7 exprimant KikGR dans les noyaux endothéliaux17. Les embryons homozygotes et fortement exprimants ont été élevés à 28,5 °C jusqu'à 48 heures post-fécondation (hpf). Après déchorionation, les embryons ont été anesthésiés et inclus dans de l'agarose à faible fusion (LMA), en positionnant le côté antéro-dorsal de l'embryon vers la lame de couverture afin de mieux visualiser les vaisseaux de la tête. Nous avons utilisé un microscope confocal inversé (Zeiss LSM 710 Meta) équipé de lasers fonctionnant à 405 nm, 488 nm et 561 nm, ainsi qu'un objectif Plan Apochromat 20x/NA 0,8 pour le test de photoconversion et le suivi ultérieur de la protéine photoconvertie. Comme indiqué dans la figure 1A, avant la photoconversion, KikGR était exprimé dans le tissu endothélial et n'était détectable que sous forme de fluorescence verte à l'aide d'un laser Argon à 488 nm. Des balayages de contrôle avec un laser DPSS 561-10 à 561 nm pour la fluorescence rouge n'ont détecté aucune trace de KikGR photoconverti avant la photoconversion (figure 1A). Ensuite, la région d'intérêt (ROI) a été entièrement photoconvertie à l'aide d'un laser à diode 405 nm (à 10 % d'intensité, 20 itérations), puis les vaisseaux de la tête ont été à nouveau scannés à l'aide des lasers 488 nm et 561 nm (figure 1B). Comme le montre la figure 1B, la fluorescence verte de KikGR s'est complètement transformée en rouge au sein de la ROI. Après le test de photoconversion, l'embryon a été retiré de l'agarose et élevé à 28,5 °C dans de l'eau d'œufs. Enfin, l'embryon a été observé à nouveau 24 heures après la photoconversion, environ à 72 hpf, afin de suivre les cellules endothéliales photoconverties à des stades ultérieurs (figure 1C). Ainsi, l'embryon a été à nouveau inclus dans de l'agarose à faible fusion (LMA), et l'échantillon a été rescanné à l'aide des lasers 488 nm et 561 nm. Comme le montre la figure 1C, dans le tissu endothélial issu de la ROI photoconvertie, des protéines KikGR à la fois non photoconverties et photoconverties ont été observées, en raison de la stabilité de la forme rouge fluorescente de KikGR photoconvertie et de la resynthèse de nouvelles protéines KikGR vertes non photoconverties.
Figure 1. Photoconversion de KikGR au cours du développement du poisson zèbre. (A,B) Une région spécifique de la vascularisation endothéliale de la tête a été photoconvertie à 48 hpf chez des embryons transgéniques Tg(kdrl:nlsKikGR)hsc7 et (C) observée à nouveau 24 heures après la photoconversion (environ 72 hpf). La fluorescence de KikGR (en vert), de KikGR photoconverti (en rouge) et des canaux fusionnés sont présentées. Les cercles pointillés indiquent la région d’intérêt (ROI) avant, juste après et 24 heures après la photoconversion. Les images sont des vues dorsales de l’embryon de poisson zèbre, l’extrémité antérieure étant orientée vers le bas. Échelles : 50 μm.
| Protéine (acronyme) | Ex (nm) | Em (nm) | EC | QY | Structure quaternaire | Luminosité | Application | Réf |
| Kaede_G | 508 | 518 | 99 | 0.9 | tetramer | 259 | Suivi cellulaire | 2,6 |
| Kaede_R | 572 | 580 | 60 | 0.3 | tetramer | 59 | ||
| KikGR_G | 507 | 517 | 54 | 0.7 | tetramer | 112 | Suivi cellulaire | 3,6,8-10 |
| KikGR_R | 583 | 593 | 35 | 0.6 | tetramer | 68 | ||
| mKikGR_G | 505 | 515 | 49 | 0.7 | monomer | 101 | Suivi dynamique Images de super-résolution | 13 |
| mKikGR_R | 580 | 591 | 28 | 0.6 | monomer | 53 | ||
| EosFP_G | 506 | 516 | 72 | 0.7 | tetramer | 150 | Suivi cellulaire | 5,20 |
| EosFP_R | 571 | 581 | 41 | 0.5 | tetramer | 67 | ||
| tdEos_G | 506 | 516 | 34 | 0.7 | tandem dimer | 165 | Images de super-résolution | 12,14,21 |
| tdEos_R | 569 | 581 | 33 | 0.6 | tandem dimer | 59 | ||
| mEos2_G | 506 | 519 | 56 | 0.7 | monomer | 140 | Suivi dynamique Images de super-résolution | 11,18 |
| mEos2_R | 573 | 584 | 46 | 0.7 | monomer | 90 | ||
| Dendra2_G | 490 | 507 | 45 | 0.5 | monomer | 67 | Suivi dynamique Images de super-résolution | 4,11 |
| Dendra2_R | 553 | 573 | 35 | 0.55 | monomer | 57 |
Tableau I. Propriétés des protéines fluorescentes photoconvertibles. Le tableau indique, pour chaque PCFP, le nom courant et/ou l'acronyme, les longueurs d'onde d'excitation (Ex) et d'émission (Em) maximales, les coefficients d'extinction molaires (CE, 10-3 M-1 cm-1), le rendement quantique (RQ), la structure quaternaire dans des conditions physiologiques, la luminosité relative (en % d'EGFP), l'application et les références. Tableau adapté de Day et Davidson, 20101.
| PCFP | Lignées transgéniques de poisson zèbre | Source |
| Kaede | Tg(elavl3:Kaede)rw0130a | Okamoto Lab |
| Tg(EPV.TP1-Mmu.Hbb:Kaede) | ||
| Tg(ins:Kaede) | ||
| Tg(isl1:Gal4-VP16,14xUAS:Kaede) | ||
| Tg(lhx5:Kaede)b1204/+ | ZIRC | |
| Tg(myl7:kaede) | ||
| Tg(olig2:Kaede) | ||
| Tg(UAS-E1b:Kaede)s1999t | ZIRC | |
| Tg(UAS:Kaede)rk8 | ZIRC | |
| Tg(vsx2:Kaede)nns2 | Higashijima Lab | |
| KikGR | Tg(kdrl:nlsKikGR) | |
| Tg(krt4:NTR-KikGR) | ||
| Tg(myl7:nlsKikGR) | ||
| Tg(sox10:KikGR) | ||
| Tg(UAS:KikGR) | ||
| EosFP | Tg(sox10:EosFP) | |
| Tg(sox10:nlsEosFP) | ||
| Dendra | Tg(-8mpx:Dendra2) | |
| Tg(UAS:Dendra-kras) |
Tableau II. Lignées transgéniques de zebrafish exprimant des PCFP. Données obtenues dans la base de données sur l'organisme modèle zebrafish (ZFIN, http://zfin.org/). La disponibilité des lignées au Zebrafish International Resource Center (ZIRC, http://zebrafish.org/zirc/) est indiquée.
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Discussion
Ces dernières années, des modèles animaux transgéniques exprimant des protéines photoconvertibles telles que Kaede ou KikGR ont été générés. Ces animaux se développent normalement, ce qui indique que ces protéines n'ont aucun effet toxique sur le développement embryonnaire. Le premier rapport concernant un test de photoconversion pour le traçage cellulaire dans les embryons animaux a été réalisé par Hatta et collaborateurs, par injection d'ARNm ou d'ADN codant pour Kaede dans des embryons de poisson-zèbre à un seul blast...
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Déclarations de divulgation
Aucun conflit d'intérêts déclaré.
Remerciements
Nous remercions le Dr Ian C. Scott de nous avoir aimablement fourni la lignée transgénique de poisson zèbre Tg(kdrl:nlsKikGR)hsc7 au Hospital for Sick Children de Toronto, au Canada. Nous remercions la plateforme d'imagerie à fluorescence par microscopie confocale et biphotonique (Max-Delbrueck-Center for Molecular Medicine) et le Dr Zoltan Cseresnyes pour leur excellente assistance technique et leur soutien global en imagerie. S.A.-S. bénéficie d'une bourse Heisenberg de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG). Ce travail a été financé par la subvention DFG SE2016/7-1.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Matériel : | |||
| Équipement nécessaire pour l'élevage des poissons et la collecte des œufs (voir le Zebrafish Book22 pour plus de détails). | |||
| Stéréomicroscope | Leica | Lecia MZ6 Stereomicroscope | Équipé d'un laser fonctionnant à 488 nm |
| Microscope confocal à balayage laser | Zeiss | Zeiss LSM 710 NLO | Équipé de lasers fonctionnant à 488 nm, 561 nm et 405 nm |
| Bloc chauffant | |||
| Paire de pinces Dumont n°5 | |||
| Plaques de culture à fond en lame de verre | MatTek Corp | Ashland MA USA | |
| Pointes de pipette Microloader | Eppendorf | ||
| Vortex | |||
| Aiguilles | |||
| Réactifs : | |||
| Milieu d'eau pour œufs | |||
| 60 μg/ml de sels Instant Ocean dans de l’eau ddH2O | |||
| Milieu E3 | |||
| 5 mM NaCl | |||
| 0,17 mM KCl | |||
| 0,33 mM CaCl2 | |||
| 0,33 mM MgSO4 | |||
| 0,00001 % (p/v) de bleu de méthylène | |||
| Solution mère de tricaine à 4 mg/ml | |||
| 400 mg de tricaine (éthyl 3-aminobenzoate) | Sigma-Aldrich | ||
| 97,9 ml d’eau ddH2O | |||
| 2,1 ml de Tris 1 M (pH 9) | |||
| Ajuster à pH 7, aliquoter et conserver à -20 °C | |||
| Agarose à bas point de fusion (LMA, Lonza) à 1 % | |||
| 1 g de LMA/100 ml de milieu E3 1X | |||
| Aliquoter et conserver à 4 °C |
Références
- Day, R. N., Davidson, M. W. The fluorescent protein palette: tools for cellular imaging. Chem. Soc. Rev. 38, 2887-2921 (2009).
- Ando, R., Hama, H., Yamamoto-Hino, M., Mizuno, H., Miyawaki, A. An optical marker based on the UV-induced green-to-red photoconversion of a fluorescent protein. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 99, 12651-12656 (2002).
- Tsutsui, H., Karasawa, S., Shimizu, H., Nukina, N., Miyawaki, A. Semi-rational engineering of a coral fluorescent protein into an efficient highlighter. EMBO Rep. 6, 233-238 (2005).
- Gurskaya, N. G., Verkhusha, V. V., Shcheglov, A. S., Staroverov, D. B., Chepurnykh, T. V., Fradkov, A. F., Lukyanov, S., Lukyanov, K. A. Engineering of a monomeric green-to-red photoactivatable fluorescent protein induced by blue light. Nat. Biotechnol. 24, 461-465 (2006).
- Wiedenmann, J., Ivanchenko, S., Oswald, F., Schmitt, F., Rocker, C., Salih, A., Spindler, K. D., Nienhaus, G. U. EosFP, a fluorescent marker protein with UV-inducible green-to-red fluorescence conversion. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101, 15905-15910 (2004).
- Hatta, K., Tsujii, H., Omura, T. Cell tracking using a photoconvertible fluorescent protein. Nat. Protoc. 1, 960-967 (2006).
- Stark, D. A., Kulesa, P. M. An in vivo comparison of photoactivatable fluorescent proteins in an avian embryo model. Dev. Dyn. 236, 1583-1594 (2007).
- Kulesa, P. M., Teddy, J. M., Stark, D. A., Smith, S. E., McLennan, R. Neural crest invasion is a spatially-ordered progression into the head with higher cell proliferation at the migratory front as revealed by the photoactivatable protein, KikGR. Dev. Biol. 316, 275-287 (2008).
- Nowotschin, S., Hadjantonakis, A. K. Use of KikGR a photoconvertible green-to-red fluorescent protein for cell labeling and lineage analysis in ES cells and mouse embryos. BMC Dev. Biol. 9, 49(2009).
- Griswold, S. L., Sajja, K. C., Jang, C. W., Behringer, R. R. Generation and characterization of iUBC-KikGR photoconvertible transgenic mice for live time-lapse imaging during development. Genesis. 49, 591-598 (2011).
- Baker, S. M., Buckheit, R. W. 3rd, Falk, M. M. Green-to-red photoconvertible fluorescent proteins: tracking cell and protein dynamics on standard wide-field mercury arc-based microscopes. BMC Cell Biol. 11, 15(2010).
- Watanabe, S., Punge, A., Hollopeter, G., Willig, K. I., Hobson, R. J., Davis, M. W., Hell, S. W., Jorgensen, E. M. Protein localization in electron micrographs using fluorescence nanoscopy. Nat. Methods. 8, 80-84 (2011).
- Habuchi, S., Tsutsui, H., Kochaniak, A. B., Miyawaki, A., van Oijen, A. M. mKikGR, a monomeric photoswitchable fluorescent protein. PLoS One. 3, e3944(2008).
- Fang, Z., Takizawa, N., Wilson, K. A., Smith, T. C., Delprato, A., Davidson, M. W., Lambright, D. G., Luna, E. J. The membrane-associated protein, supervillin, accelerates F-actin-dependent rapid integrin recycling and cell motility. Traffic. 11, 782-799 (2010).
- Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev. Dyn. 203, 253-310 (1995).
- Isogai, S., Horiguchi, M., Weinstein, B. M. The vascular anatomy of the developing zebrafish: an atlas of embryonic and early larval development. Dev. Biol. 230, 278-301 (2001).
- Lazic, S., Scott, I. C. Mef2cb regulates late myocardial cell addition from a second heart field-like population of progenitors in zebrafish. Dev. Biol. 354, 123-133 (2011).
- McKinney, S. A., Murphy, C. S., Hazelwood, K. L., Davidson, M. W., Looger, L. L. A bright and photostable photoconvertible fluorescent protein. Nat. Methods. 6, 131-133 (2009).
- Godinho, L. Live imaging of zebrafish development. Cold Spring Harb Protoc. 2011, 770-777 (2011).
- Curran, K., Lister, J. A., Kunkel, G. R., Prendergast, A., Parichy, D. M., Raible, D. W. Interplay between Foxd3 and Mitf regulates cell fate plasticity in the zebrafish neural crest. Dev. Biol. 344, 107-118 (2010).
- Nienhaus, G. U., Nienhaus, K., Holzle, A., Ivanchenko, S., Renzi, F., Oswald, F., Wolff, M., Schmitt, F., Rocker, C., Vallone, B., Weidemann, W., Heilker, R., Nar, H., Wiedenmann, J. Photoconvertible fluorescent protein EosFP: biophysical properties and cell biology applications. Photochem. Photobiol. 82, 351-358 (2006).
- Westerfield, M. The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , 4th ed, Univ. of Oregon Press. Eugene. (2000).
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Réimpressions et autorisations
