Article de méthode

Création de dégradés et adhésifs solubles pour la migration des cellules d'imagerie par microscopie à fluorescence

DOI :

10.3791/50310

⸱

4 avril 2013

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Centre for Vascular Research and Australian Centre for Nanomedicine, The University of New South Wales, 2School of Chemistry and Australian Centre for Nanomedicine, The University of New South Wales

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Une méthode pour l'assemblage des gradients adhésives et soluble dans une chambre microscopique direct des études sur la migration des cellules est décrite. L'environnement technique combine des surfaces adhésives anti-salissures et les pistes de solutions avec des dégradés et permet donc de déterminer l'importance relative des signaux de guidage.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cellules peut détecter et à migrer vers des concentrations plus élevées de signaux adhésives telles que les glycoprotéines de la matrice extracellulaire et des signaux solubles tels que les facteurs de croissance. Ici, nous décrivons une méthode pour créer des gradients opposés de repères adhésifs et soluble dans une chambre microfluidique, qui est compatible avec l'imagerie de cellules vivantes. Un copolymère de poly-L-lysine et de polyéthylène glycol (PEG-PLL) est employée pour passiver des lamelles de verre et empêcher l'adsorption non spécifique de biomolécules et de cellules. Suivant l'impression par microcontact, ou immersion lithographie stylo sont utilisés pour créer des voies de la streptavidine sur les surfaces passivées à servir de points d'ancrage pour le peptide biotinylé arginine-glycine-acide aspartique (RGD) comme le repère adhésif. Un dispositif microfluidique est placé sur la surface modifiée et utilisée pour créer le gradient de signaux adhésives (100% RGD RGD à 0%) sur les pistes de streptavidine. Enfin, le dispositif microfluidique même est utilisé pour créer un dégradé de succès chimiotactiqueh comme sérum de veau foetal (FBS), que le signal soluble dans le sens inverse du gradient d'indices adhésives.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La migration cellulaire dirigée est une propriété fondamentale de nombreuses cellules et est un aspect clé de nombreux processus physiologiques normaux, y compris le développement embryonnaire, de la défense contre l'infection et la cicatrisation. En outre, la migration cellulaire joue également un rôle important dans de nombreuses maladies telles que les maladies vasculaires, métastase des cellules tumorales et de 1,2 inflammation chronique. Alors que les états classiques de la migration cellulaire - polarisation, de vulgarisation, de formation saillie de l'adhérence, la force et la rétraction arrière - sont généralement acceptés 3,4, l'élucidation des mécanismes par lesquels l'intégration spatio-temporelle du signal est coordonné a été plus difficile.

La matrice extracellulaire (MEC) sert de substrat pour l'adhésion cellulaire, et par l'intermédiaire chimique et physique inhérente 5 6 diversité, fournit des signaux de direction pour la navigation cellule 7,8. En plus de ces indices adhésives 9, les facteurs solubles 10-12 </ Sup> tels que les chimiokines et des facteurs de croissance peut induire la migration cellulaire dirigée par les récepteurs chimiotactiques et de leur signalisation en aval motogenic. À l'heure actuelle, on ne sait pas si l'engagement et de la signalisation par les récepteurs d'adhésion (intégrines par exemple) ou des récepteurs chimiotactiques tels que récepteur tyrosine kinase (RTK), sont dominants. Il n'est pas connu si les hiérarchies de systèmes de récepteurs sont spécifiques de type cellulaire.

Microscopie de cellules vivantes donne une foule d'informations qui n'est pas accessible dans des essais en vrac et peuvent être combinés avec des dispositifs microfluidiques pour générer des gradients de 13,14 immobilisés indices et solubles 15 16. La méthode décrite ici utilise une série d'étapes simples et établies pour la modification de surface en conjonction avec une chambre de disponible dans le commerce microfluidique pour créer un test d'imagerie pour la migration des cellules qui peuvent être facilement mises en œuvre dans un laboratoire de biologie cellulaire (Figure 1). L'assemblagedispositif microfluidique a des qualités optiques comparables à verre 17 et les gradients de molécules diffusibles sont stables pendant au moins 16 h. Le système peut être utilisé pour des techniques de microscopie à épifluorescence et avancé. Contrairement à d'autres configurations de chimiotaxie 18, ce système est idéal pour enregistrer lentement migrateurs, les cellules adhérentes. Surtout, le système est modulaire et permet facilement la mise en place de l'adhésif de remplacement ou des indices de migration solubles et l'examen des différents types cellulaires.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Passivation de Lamelles de verre avec PLL-PEG-biotine

Cette étape est destinée à passiver la surface de sorte que les cellules adhèrent et migrent vers des régions spécifiques sur la lamelle de verre qui sont créés avec l'impression microcontract (Étape 2-3a) ou par immersion lithographie stylo (étape 3b). Pour la passivation, un copolymère de poly-L-lysine (PLL) et de polyéthylène glycol (PEG), qui est utilisé dans 20% des molécules de PEG sont greffés à la biotine (PLL-PEG-biotine).

  1. Pour nettoyer des lamelles de verre (18 mm x 18 mm), les plonger dans un rack dans l'éthanol à 100% et placer le support dans un bain de sonication pendant 30 min. Sécher les lamelles de verre dans l'air ou dans un courant d'azote.
  2. Ensuite, soniquer les lamelles de verre pendant 30 min dans 1 M NaOH. Ensuite rincer les surfaces en verre trempé avec soin par le rack dans un bécher rempli avec 1,5 L Milli-Q H 2 O. Répétez le processus de rinçage à trois reprises avec frais Milli-Q H 2 O à chaque fois. Sécher les lamelles de verre dansun four à 60 ° C.
  3. Placer la moitié du verre propre des lamelles de individuellement dans une chambre humide, qui est constitué d'une plaque de 24 puits partiellement rempli d'H 2 O. Déposer 15 ul de PLL-PEG-biotine (1 mg / ml) dans du PBS sur chaque lamelle de verre. Prenez l'autre moitié des lamelles de verre qui restent propres et soigneusement sandwich à la solution de PEG. Laissez les lamelles pendant 1 heure dans la chambre humide. Faites glisser les lamelles en sandwich doucement les uns des autres sans racler la surface PEG-couché et les rincer à l'eau Milli-Q H 2 O. L'eau devrait glisser facilement sur le côté PEG-traitée. Si nécessaire, sécher à l'air les lamelles de verre sur une serviette en papier avec la surface traitée vers le haut. Rangez les lamelles dans un dessiccateur sous vide jusqu'à l'utilisation.

2. Fabrication des timbres pour l'impression par microcontact

Nous décrivons deux processus aux pistes de streptavidine motif sur les lamelles de verre passivé. Le premier, d'un microimpression rocontact, nécessite généralement la fabrication d 'un maître silicium à partir duquel un timbre PDMS est jeté. Dans notre cas, le motif du timbre de PDMS sont de 100 um à l'échelle lignes qui sont espacés de 290 um de centre à centre avec une hauteur caractéristique de 25 microns. Ci-dessous, nous décrivons brièvement comment fabriquer un maître silicium approprié (étape 2.1-2.3) et le timbre de PDMS (étape 2.4). Toutefois, il existe de nombreux protocoles pour l'impression par microcontact décrits dans la littérature 19-23, qui sont appropriées pour l'impression de motifs protéiques sur des lamelles de verre. Masters peuvent également être faits sur mesure et achetés auprès de sources commerciales.

  1. Tout d'abord, nettoyer la tranche de silicium (4 "de diamètre) en le incubation dans une solution piranha (3:1 v: v d'acide sulfurique et de peroxyde d'hydrogène à 30%). Pendant 20 min Rincer à fond la plaquette 10 fois avec MilliQ H 2 O. Sécher la plaque dans un four à 150 ° CO / N.
  2. Rincer la plaquette de silicium propre et sec avec de l'acétone à 100%, suivie de l'alcool isopropylique à 100%. Suivantspin-couche 2 ml de GM1070 SU-8 de photorésist (Gersteltec Sarl) sur la plaquette à 3.100 tours par minute pendant 40 secondes pour créer une couche de 25 microns d'épaisseur. L'échantillon est ensuite cuit sur une plaque chauffante à 65 ° C pendant 5 min, puis encore 5 min à 95 ° C.
  3. Exposer la résine photosensible SU-8 à la lumière UV pendant 60 secondes sous un photomasque avec le motif désiré (par exemple en utilisant un masque Quintel Q6000 alignement) et répétez le processus de cuisson décrire en 2.2. Puis l'échantillon est mis au point en immergeant la plaquette dans SU-8 de révélateur (Gersteltec Sarl) pendant 4 minutes, on rince à l'alcool isopropylique 100% et séché sous courant d'azote. La superficie de la résine photosensible SU-8 qui n'a pas été exposée à la lumière UV est ainsi éliminé, en créant le modèle inverse du timbre en PDMS.
  4. L'étape suivante consiste à jeter un timbre de PDMS par le maître de silicium. Tout d'abord, bien mélanger 1 partie (en poids / poids) de l'agent de durcissement avec 10 parties de prépolymère élastomère (Sylgard 184). Pour enlever les bulles d'air, dégazer le mélange dans un dessiccateur attaché à une ligne de vidependant 1 heure. Ensuite, versez l'élastomère PDMS sur le maître silicium dans une boîte de Pétri à environ 1 cm de hauteur et de durcir le mélange maître et PDMS dans une étuve à 70 ° C pendant 1 heure. Enfin, le cachet de PDMS est retiré du maître de silicium et coupé à la taille.

3. Streptavidine ou de motifs Cues adhésives sur des lamelles de verre passivés

Après passivation des lamelles de verre, des motifs protéiques sont imprimés avec l'impression par microcontact (étape 3a) ou lithographie dip-pen (Step 3b). Dans notre cas, la streptavidine est imprimé sous forme de lignes, qui forment la base pour des gradients de RGD (étape 4). La même procédure peut également être utilisée pour l'impression de protéines de la matrice pour créer des motifs d'adhésif.

Une méthode alternative pour l'impression par microcontact pour la structuration de biomolécules sur des surfaces est creux lithographie stylo. En plongeon lithographie stylo, un porte à faux est utilisé pour transférer un petit volume de solution sur la surface. La taille des cantilevers, viscosity de la solution, le temps de contact de la poutre sur la surface, hydrophobicité de la surface et de l'humidité dans la chambre de déterminer la taille d'impression des éléments imprimés. L'avantage de cette méthode est que différents modèles peuvent être imprimés pour chaque expérience, car il n'est pas nécessaire de fabriquer des maîtres et des timbres. L'inconvénient est que cela prend plus de temps pour imprimer un motif donné et qui ont un pendage lithographie stylo nécessite un instrument spécialisé qui peut ne pas être disponible dans de nombreux laboratoires. L'instrument lithographie dip stylo que nous avons utilisé était le NanoeNabler de Bioforce Nanosciences. Ici, nous avons imprimé des petits points qui étaient <10 um de diamètre, pour lequel nous avons utilisé SPT10 cantilevers.

3a. Impression par microcontact (μCP) Technique

  1. Pour nettoyer et faire le tampon de PDMS plus hydrophile, traiter le côté motifs des timbres de PDMS dans une UV et à l'ozone (par exemple, Procleaner Ozone UV Bioforce Nanosciences) pendant 1,5 heure. Vous pouvez également utiliser un plasmapropre pour un temps plus court dans le même but. Ce processus crée une surface 24 PDMS oxydé, ce qui améliore le processus d'impression.
  2. Immédiatement après le traitement à l'ozone ou le plasma, le lieu et la propagation 10 pi de streptavidine (1 mg / ml dans du PBS) sur les timbres PDMS et laisser reposer pendant 1 heure dans une chambre humide (comme un partiellement rempli à 6 puits plaque, voir étape 1.3) . Si les pistes doivent être visibles au microscope fluorescent, utilisez la streptavidine qui est conjugué à un fluorophore tel que la streptavidine-AlexaFluor350.
  3. Enlever l'excès de streptavidine le tampon de papier de soie et de l'air sec du tampon pendant environ 1 min. Appuyez légèrement sur le timbre sur la lamelle de verre PLL-PEG-biotine-enduit.
  4. Si fluorescente streptavidine a été utilisé dans 3.A2 étape, examiner le motif à l'aide en vertu d'un microscope à épifluorescence. Conservez les surfaces imprimées dans un dessiccateur.

3b. Dip Pen Lithographie

  1. Tout d'abord, mélanger 1 partie de 1 mg / ml de streptavidine ou streptavidin-AlexaFluor350 avec 10 parties de glycérol (v / v) et de charger 5 ul du mélange sur la console. Ensuite, commencer le processus d'impression comme décrit dans le manuel d'utilisation de l'instrument lithographie dip stylo. Pour réduire la taille du point à environ 5 um, régler la vitesse d'impression, le temps de contact du levier sur la distance de la surface verticale ou de la porte à faux à la surface. Dans l'exemple illustré à la figure 2c, des points ont été imprimés, en ligne avec la ligne et la colonne de séparation mis à 10-15 um. Cette distance est suffisante pour éviter les points de fusion dans l'autre, mais permet la visualisation de points multiples dans un seul champ de vue avec la plupart des paramètres du microscope.
  2. Conservez les surfaces imprimées dans un dessiccateur.

4. Création de dégradés adhésif sur la streptavidine-modèle Surfaces

On crée des gradients d'adhérence de la biotine-RGD sur des lamelles de verre qui sont revêtues de streptavidine (figure 3) ou de contain modèles streptavidine sur des lamelles de verre passivé (figure 5). Pour créer un gradient de surface, nous avons utilisé un dispositif microfluidique disponible dans le commerce (appelé sticky-Slide chimiotactisme 3D à partir de Ibidi) qui crée un gradient de solution stable par diffusion passive. Pour en compétition pour les sites de liaison streptavidine, nous avons utilisé deux gradients opposés de la biotine et la biotine-RGD qui n'était pas conjugué à RGD (voir Figure 1).

  1. Respecter les lamelles de verre recouvertes de streptavidine ou à motifs sur le côté collant du dispositif chimiotactisme collant-Slide 3D. Faire en sorte qu'il n'y ait pas de fuite pendant plusieurs heures, les bords du dispositif sont fermées par une fine couche de vaseline chauffée et d'une seconde couche d'un mélange de 1 partie de la vaseline à 1 partie de cire de paraffine (p / p).
  2. Remplissez le canal de l'appareil avec 6 pi de PBS dans le canal. Ensuite, remplissez les deux réservoirs avec 70 ul de 0,03 pg / pl biotine-4-fluorescéine dans du PBS et 70 m &u; l de 0,03 pg / pl biotine-RGD dans du PBS, respectivement. Incuber les échantillons à la température ambiante dans l'obscurité pendant 1 heure.
  3. Retirer les solutions biotine et rincer soigneusement la surface tout en restant attaché au dispositif microfluidique deux fois avec du PBS. Repérer le sens de la pente adhésif et, si nécessaire, stockez pas l'appareil rempli de PBS à 4 ° C pendant mais s'assurer que l'appareil ne se dessèche pas. Si nécessaire, d'analyser le gradient de colle avec un microscope à fluorescence.

5. Étiquetage des cellules avec des fluorophores pour l'imagerie des cellules vivantes

Les cellules sont marquées avec des colorants fluorescents qui aident le suivi de cellules au microscope fluorescent. Sondes fluorescentes marqueurs communs sont des organelles, comme Syto 64 rouges, qui marque le noyau de la cellule. Pour ce faire, les cellules sont d'abord lavées trois fois avec du PBS, puis incubées avec 1 uM Syto 64 Rouge dans un milieu de culture pendant 45 min et enfin lavé à trois reprises avec du PBS. S'il vous plaît noter que les cellules ne doivent pas êtreconservés dans du PBS pendant de longues périodes de temps.

Colorants alternatifs pour le suivi de la cellule sont des séries CellTracker cette tache le cytoplasme et sont conservés pendant la migration et la division cellulaire. La transfection de cellules avec la protéine de fusion fluorescente est particulièrement utile pour enregistrer les distributions subcellulaires d'une protéine d'intérêt lors de la migration. Cependant, les protéines fluorescentes photo-blanchiment généralement plus rapides que les colorants organiques de sorte que les observations à long terme peut ne pas être possible.

6. Chargement de cellules avec un dégradé Soluble dans le dispositif microfluidique

  1. Compter les cellules marquées par fluorescence et fendus en deux tubes du nombre de cellules égales. Lavez et remettre un tube de cellules avec un milieu contenant le facteur chimiotactique, comme moyen de modification de glucose bas Dulbecco Eagle (DMEM) avec 10% de sérum de veau fœtal (FBS). Lavez et remettre l'autre tube de cellules dans un milieu sans chimiotactique, c'est à dire DMEM avec 0% de FBS. La concentration finaledes cellules dans chaque tube doit être de 5 x 10 5 cellules / ml.
  2. Retirez toutes les solutions du dispositif microfluidique (de l'étape 4.3) et le placer sur la platine du microscope (voir l'étape 7). Chargez 70 ul de cellules (5 x 10 5 cellules / ml dans du DMEM 0% FBS) dans un réservoir et 70 ul de cellules HeLa (5 x 10 5 cellules / ml dans 10% de FBS DMEM) dans un autre. Librement placer un ruban adhésif sur les réservoirs pour éviter l'évaporation. Si les cellules à la surface sont pré-incubés avant l'imagerie, il est souhaitable que les cellules sont chargées dans l'appareil dans un milieu de croissance sans gradient. Le dispositif est ensuite placé sur la platine du microscope et les médias remplacée par gradient médias DMEM sans SVF soit dans un réservoir et du DMEM avec 10% de FBS dans l'autre.

7. Vivez imagerie cellulaire et analyse des données

  1. Allumer le microscope (Nikon Ti-E) et faire chauffer le stade au moins 1 heure avant de commencer l'expérience.
  2. Assurez-vous que le canal de la microfluidic dispositif est dans le champ de vision et les cellules sont au point. Sélectionner le paramètre d'acquisition d'image tels que les temps d'exposition et les filtres fluorescentes, séquence d'images de fond clair et fluorescence qui capture les cellules et les pistes ainsi que des points de temps et durée d'enregistrement (par exemple toutes les 15 minutes pendant 16 heures).
  3. Analyser les données avec des logiciels appropriés tels que ImageJ Manuel de suivi ou Ibidi chimiotactisme et de l'outil de migration.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pour comprendre comment les cellules intègrent les signaux migratoires 25, nous avons développé une méthode pour imager des cellules par microscopie de fluorescence qui migrent dans un environnement avec des gradients concurrents adhésives et soluble (figure 1). Pistes adhésives qui contiennent streptavidine fluorescente et RGD biotinylé a été créé avec des pistes microcontacts imprimés et trempette lithographie stylo (figure 2). L'impression par microcontact réussie est indi...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dans ce protocole, nous avons utilisé un dispositif microfluidique disponible dans le commerce (sticky-Slide chimiotactisme 3D à partir de Ibidi) pour étudier les effets des surfaces chimiquement modifiées et les gradients chimiotactiques sur la migration des cellules. Cette configuration ne nécessite pas de microfluidique écoulement car le gradient est établi par diffusion le long de la longueur du canal. Ceci est important parce que la circulation pourrait affecter différemment les cellules migrent lentemen...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous n'avons pas d'intérêts commerciaux à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs remercient le financement de l'Australian Research Council et la Santé nationale et du Medical Research Council de l'Australie et également à remercier l' Facilité de fabrication australienne nationale pour la SU-8 maître pour l'impression par microcontact. SHN est soutenu par le Ministère de l'Enseignement Supérieur et de la Malaisie Universiti Sains Malaysia.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Couvertures pour tachesScientific8542 E40Grille de lamelles
FourBinderED 53 series
Plaquette de siliciumSilicon Quest708-007Bore dopé < 100> plaquette, 4" de diamètre, 500 &mu ; m, poli simple face
GM1070 SU-8 photorésineGersteltec Sarl
SU-8 développeurGersteltec Sarl
Sylgard 184 agent de durcissementDow Corning
Sylgard 184 prépolymère élastomèreDow Corning
PLL-PEG-biotine (20 %)SuSos AGPLL(20)-g[3.5]-PEG(2)/PEG(3.4)-Biotine (20 %)1 mg/ ml dans PBS
FluorescéineSigma469551 mM dans PBS
Streptavidin-AlexaFluor350InvitrogenS-112491 mg/ml dans PBS
Biotine-4-fluorescéineInvitrogenB-13700,03 &mu ; g/&mu ; l dans PBS
Biotin-RGDGenScriptSC12080,03 mg/ml dans PBS
Syto 64 RedInvitrogenS-113461 &mu ; M in PBS
Sticky slide chimiotaxie 3DIbidi80328
200 &mu ; l Greiner pointe biseautée jauneGreiner Bio-One739261
VaselineSigma16415
Cire de paraffine, mp 55-57 ° ; CSigma327204
Nano eNabler 10 &mu ; m cantilever BioForceSPT-S-C-10s
Image J logicielInstitut national de la santérsbweb.nih.gov/ij/download.html
Plugin de suivi manuelFabrice Cordeliè ; resrsb.info.nih.gov/ij/plugins/track/track.html
Outil de chimiotaxie et de migrationIbidi GmbHwww.ibidi.com/applications/ap_chemotaxis.html
Thomas

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Pulsipher, A., Yousaf, M. N. Surface Chemistry and Cell Biological Tools for the Analysis of Cell Adhesion and Migration. Chem. BioChem. 11, 745-753 (2010).
  2. Hall, A. The cytoskeleton and cancer. Cancer Metastasis Reviews. 28, 5-14 (2009).
  3. Parsons, J. T., Horwitz, A. R., Schwartz, M. A. Cell adhesion: integrating cytoskeletal dynamics and cellular tension. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 11, 633-643 (2010).
  4. Geiger, B., Spatz, J. P., Bershadsky, A. D. Environmental sensing through focal adhesions. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10, 21-33 (2009).
  5. Roussos, E. T., Condeelis, J. S., Patsialou, A. Chemotaxis in cancer. Nature Reviews Cancer. 11, 573-587 (2011).
  6. Petrie, R. J., Doyle, A. D., Yamada, K. M. Random versus directionally persistent cell migration. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 10, 538-549 (2009).
  7. Geiger, B., Yamada, K. M. Molecular architecture and function of matrix adhesions. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3, (2011).
  8. Ngalim, S. H., Magenau, A., Saux, G. L. e, Gooding, J. J., Gaus, K. How do cells make decisions: engineering micro- and nanoenvironments for cell migration. Journal of Oncology. 2010, 363106(2010).
  9. Roy, D. C., Wilke-Mounts, S. J., Hocking, D. C. Chimeric fibronectin matrix mimetic as a functional growth- and migration-promoting adhesive substrate. Biomaterials. 32, 2077-2087 (2011).
  10. Jin, T., Xu, X., Hereld, D. Chemotaxis, chemokine receptors and human disease. Cytokine. 44, 1-8 (2008).
  11. Xu, X., Jin, T. Imaging G-protein Coupled Receptor (GPCR)-mediated Signaling Events that Control Chemotaxis of Dictyostelium Discoideum. J. Vis. Exp. (55), e3128(2011).
  12. Chung, B. G., et al. A Gradient-generating Microfluidic Device for Cell Biology. J. Vis. Exp. (7), e271(2007).
  13. Rhoads, D. S., Guan, J. L. Analysis of directional cell migration on defined FN gradients: role of intracellular signaling molecules. Exp. Cell Res. 313, 3859-3867 (2007).
  14. Park, J., et al. Simple haptotactic gradient generation within a triangular microfluidic channel. Lab on a Chip. 10, 2130-2138 (2010).
  15. Li Jeon, N., et al. Neutrophil chemotaxis in linear and complex gradients of interleukin-8 formed in a microfabricated device. Nat. Biotech. 20, 826-830 (2002).
  16. Joanne Wang, C., et al. A microfluidics-based turning assay reveals complex growth cone responses to integrated gradients of substrate-bound ECM molecules and diffusible guidance cues. Lab on a Chip. 8, 227-237 (2008).
  17. Frequently Asked Questions (FAQ) :: ibidi [Internet]. , ibidi GmbH. Available from: http://www.ibidi.com/service/faq.html (2010).
  18. Pujic, Z., Mortimer, D., Feldner, J., Goodhill, G. J. Assays for eukaryotic cell chemotaxis. Combinatorial Chemistry & High Throughput Screening. 12, 580-588 (2009).
  19. Thery, M., Piel, M. Adhesive micropatterns for cells: a microcontact printing protocol. Cold Spring Harbor protocols. 2009, pdb prot5255(2009).
  20. Shen, K., Qi, J., Kam, L. C. Microcontact Printing of Proteins for Cell Biology. J. Vis. Exp. (22), e1065(2008).
  21. Shin, Y., et al. Microfluidic assay for simultaneous culture of multiple cell types on surfaces or within hydrogels. Nat. Protocols. 7, 1247-1259 (2012).
  22. Qin, D., Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft lithography for micro- and nanoscale patterning. Nat. Protocols. 5, 491-502 (2010).
  23. Huang, Y., Agrawal, B., Sun, D., Kuo, J. S., Williams, J. C. Microfluidics-based devices: New tools for studying cancer and cancer stem cell migration. Biomicrofluidics. 5, 13412(2011).
  24. Hillborg, H., et al. Crosslinked polydimethylsiloxane exposed to oxygen plasma studied by neutron reflectometry and other surface specific techniques. Polymer. 41 (00), 6851-6863 (2000).
  25. Liu, L., Ratner, B. D., Sage, E. H., Jiang, S. Endothelial Cell Migration on Surface-Density Gradients of Fibronectin, VEGF, or Both Proteins. Langmuir. 23, 11168-11173 (2007).
  26. Friedl, P., Wolf, K. Plasticity of cell migration: a multiscale tuning model. The Journal of Cell Biology. 188, 11-19 (2010).
  27. Moazzam, F., DeLano, F. A., Zweifach, B. W., Schmid-Schönbein, G. W. The leukocyte response to fluid. Proceedings of the National Academy of Sciences. 94, 5338-5343 (1997).
  28. Walker, G. M., et al. Effects of flow and diffusion on chemotaxis studies in a microfabricated gradient generator. Lab on a Chip. 5, 611-618 (2005).
  29. Perl, A., Reinhoudt, D. N., Huskens, J. Microcontact Printing: Limitations and Achievements. Adv. Mater. 21, 2257-2268 (2009).
  30. Salaita, K., Wang, Y., Mirkin, C. A. Applications of dip-pen nanolithography. Nat. Nano. 2, 145-155 (2007).
  31. Wouters, D., Schubert, U. S. Nanolithography and nanochemistry: probe-related patterning techniques and chemical modification for nanometer-sized devices. Angewandte Chemie (International ed. in English). 43, 2480-2495 (2004).
  32. Xia, N., et al. Directional control of cell motility through focal adhesion positioning and spatial control of Rac activation. FASEB J. 22, 1649-1659 (2008).
  33. Oakes, P. W., Beckham, Y., Stricker, J., Gardel, M. L. Tension is required but not sufficient for focal adhesion maturation without a stress fiber template. The Journal of Cell Biology. 196, 363-374 (2012).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Adhesive GradientSoluble GradientMicrofluidic ChamberPLL PEG PassivationMicrocontact PrintingDip Pen LithographyStreptavidin PatterningBiotinylated RGDFBS GradientLive Cell Imaging

Articles connexes