Method Article

Techniques pour les yeux de traitement implantés avec une prothèse rétinienne pour l'analyse histopathologique localisée

DOI:

10.3791/50411

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August 2nd, 2013

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1Bionics Institute, 2Department of Anatomical Pathology, St Vincent's Hospital Melbourne, 3Department of Pathology, University of Melbourne, 4Medical Bionics Department, University of Melbourne

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Techniques de visualisation cytoarchitecture rétine directement adjacent aux électrodes individuelles au sein d'un stimulateur rétinien.

Abstract

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Avec le développement récent de prothèses rétiniennes, il est important de développer des techniques fiables pour évaluer la sécurité de ces dispositifs dans les études précliniques. Toutefois, la fixation standard, la préparation et les procédures d'histologie automatisés ne sont pas idéales. Nous décrivons ici les nouvelles procédures d'évaluation de la santé de la rétine directement adjacent à un implant. Prothèses rétiniennes disposent matrices d'électrodes en contact avec les tissus oculaires. Les méthodes précédentes n'ont pas été en mesure de localiser spatialement le tissu oculaire adjacent aux électrodes individuelles au sein de la matrice. En outre, le traitement histologique standard se traduit souvent par détachement artifactual brut des couches de la rétine lors de l'évaluation yeux implantés. Par conséquent, il a été difficile d'évaluer les dégâts localisés, s'il est présent, causée par l'implantation et la stimulation d'un réseau d'électrodes implanté. Par conséquent, nous avons développé une méthode pour identifier et localiser le tissu oculaire à côté implanté electrodes en utilisant une (code couleur) système de marquage colorant, et nous avons modifié une technique de fixation d'oeil à minimiser décollement de la rétine artefact. Cette méthode a également rendu la sclère translucide, ce qui permet la localisation des électrodes individuelles et des pièces spécifiques d'un implant. Enfin, nous avons utilisé un témoin apparié pour augmenter la puissance des évaluations histopathologiques. En résumé, cette méthode permet de discrimination et d'évaluation fiable et efficace de la cytoarchitecture rétinienne dans un œil implanté.

Introduction

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Prothèses rétiniennes pourraient bientôt devenir interventions cliniques utiles pour le traitement de diverses formes de perte de vision sévère. Certaines conditions, telles que la rétinite pigmentaire (RP), conduisent à la dégénérescence généralisée des photorécepteurs de l'œil, ce sont les cellules responsables de la transduction de la lumière en signaux neuronaux. Cependant, certaines cellules dans d'autres couches de la rétine restent et sont des cibles potentielles pour la stimulation électrique avec une prothèse rétinienne 1. Les premiers résultats des essais cliniques humains ont été prometteurs pour matrices d'électrodes implantées dans le epiretinal 2,3, 4,5, sous-rétinien et intrascléral 6 emplacements. Ces dispositifs sont constitués de matériaux différents ayant des formes différentes, mais ils utilisent tous des impulsions électriques pour activer les neurones viables restantes de la rétine en vue de créer des percepts visuels.

Notre groupe plus large (Bionic Vision Australia) a développé un implant rétinien qui a progressed pour une étude clinique pilote avec 3 patients atteints de RP implantés avec des réseaux d'électrodes suprachoroïdien (Clinical numéro d'essai: NCT01603576). figure 1A montre ce prototype suprachoroïdien prothèse rétinienne.

La sécurité des patients est primordiale dans les études cliniques et, par conséquent, avant de commencer les essais humains, nous avons effectué des essais de toxicité aiguë et chronique extensive dans des modèles précliniques (figure 1B). Évaluations histopathologiques étaient indispensables pour affiner les procédures chirurgicales, parcourir la conception de l'électrode, et, finalement, d'établir l'innocuité de l'implant. Afin de maintenir un flux de travail efficace en queue d'aronde avec les pratiques de pathologie clinique standard, une technique d'enrobage de paraffine a été employée. Il était également souhaitable d'utiliser des méthodes de coloration comparables aux normes cliniques, tels que l'hématoxyline et l'éosine (H & E), qui sont facilement interprété par les pathologistes. Nous voulions aussi une technique qui pourrait être adapté pour des analyses immunohistochimiques, enafin de faciliter une évaluation plus poussée cellulaire des tissus.

La biocompatibilité des matériaux d'implants, et la sécurité de la stimulation électrique chronique, doit être évaluée avec soin. Il est important d'être en mesure d'examiner l'histopathologie du tissu oculaire à proximité des électrodes de stimulation individuels au sein de la matrice. Cependant, les tableaux devaient être enlevés avant le traitement des échantillons afin qu'ils puissent être testés, et parce que leurs composants métalliques ne pouvaient pas être facilement sectionné. En conséquence, notre préparation des tissus établie ne permet pas la localisation et la cartographie des tissus par rapport aux électrodes implantées 7. En plus de l'absence d'une méthode de localisation des tissus, la fixation à base de formaldéhyde standard et les techniques de transformation ont donné lieu à des artefacts répandues et décollement de la rétine due à la contraction différentielle des différentes couches de l'œil (Figure 2). En raison de la non-homogénéité de til rétine, il était difficile d'établir des comparaisons valables avec le tissu de contrôle, en particulier pour des mesures quantitatives. Ces limitations combinées compliquées évaluations précises des dommages potentiels causés par nos réseaux implantés.

Ici, nous présentons de nouvelles techniques pour surmonter ces limitations. Nous avons modifié les techniques de fixation et le traitement des yeux spécialisées 8-10 pour maintenir la compatibilité avec l'histologie à base de paraffine. Nous avons modifié les taches histologiques et immunohistochimiques standard pour donner des résultats comparables, basée sur les commentaires des pathologistes cliniques. Après avoir rendu le translucide de tissu scléral, un code de couleur à base de colorant a été utilisé pour marquer le tissu oculaire adjacente à chaque électrode individuelle, avant de retirer la matrice de l'espace suprachoroïdien. Par le marquage du réseau d'électrodes et les sites d'électrodes individuelles, les échantillons peuvent être prélevés avec précision à partir des régions adjacentes d'électrodes. Échantillons appariés pourraient être recueillies auprès èmee oeil de commande, afin de faciliter les comparaisons par paires.

Protocol

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1. Énucléation et post-fixation

Ce protocole suppose que le sujet a été implanté unilatéralement avec un réseau d'électrodes suprachoroïdien.

  1. Préparer des solutions postfix dans des bouteilles en verre Schott.
    1. Fixateur de Davidson, 2x 100 ml
      • 2 ml de formol (formaldéhyde à 37%)
      • 10 ml d'acide acétique glacial (99,7%)
      • 35 ml d'éthanol (98%)
      • 53 ml d'eau distillée
    2. 50% d'éthanol, 2 fois 100 ml
    3. 70% d'éthanol, 2x 100 ml
  2. Transcardiaque perfuser sujet au chaud (37 ° C) du sérum physiologique hépariné suivie par le froid (4 ° C) du formol tamponné neutre (10%).
  3. Cravate suture au niveau du limbe supérieur (ou dans un endroit qui est éloigné de la matrice suprachoroïdienne) des deux yeux - en ligne avec un muscle grand droit, pour servir de point de repère.
  4. yeux enucleate, le maintien de toutes les pistes externes de l'œil implanté.
  5. Placez each œil dans 100 ml de solution fixateur de Davidson et de laisser à la post-fixer à la température ambiante.
  6. Après 18 - 36 h dans le fixateur de Davidson, transfert à l'éthanol à 50% (à température ambiante) pour 6-8 heures, puis finalement à 70% d'éthanol (à température ambiante).
  7. Réfrigérer les échantillons à 4 ° C et le magasin jusqu'à ce que la dissection.

Globes oculaires intacts et sous pression ont été stockés de cette manière pendant jusqu'à 3 mois sans nuire à l'histologie qui en résulte.

2. L'identification et la cartographie des tissus

Le protocole de fixation ci-dessus (étape 1) a rendu le translucide sclérotique et le tableau est maintenant visible - y compris les sites d'électrodes individuelles (Figure 3).

  1. Retirez le globe implanté dans de l'éthanol et de l'assiette soigneusement loin excès de tissus, y compris la conjonctive et la capsule de Tenon. Coupez nerf optique à un 2 - longueur de 3 mm (figure 3A).
  2. L'utilisation d'un colorant histologique marking schéma, l'étiquette des électrodes avec un code de couleur prédéfinie, en prenant soin de ne pas tacher le colorant.
  • Nous avons choisi une suite disponible dans le commerce du colorant histologique spécialisé (voir annexe). De petites quantités de colorant ont été soigneusement appliqués avec un pinceau à pointe fine (taille Roymac 00) sur le tissu et on laisse sécher à l'air pour un maximum de 5 min.
  • Pour nos besoins, nous avons choisi: vert pour l'électrode active (s) qui a (ont) stimulées au maximum, à des niveaux supraliminaires, pour la durée de l'étude, le rouge pour d'autres électrodes actives, le jaune pour les électrodes plus de retour de diamètre, et bleu de guides supplémentaires et / ou des marquages ​​de distance anatomiques (figures 3B et 3C).
  • Quelques essais et erreurs peuvent être nécessaires pour trouver un colorant qui est stable tout au long des étapes ultérieures. Par exemple, dans la figure 4, on peut voir que le colorant vert était plus résistant que le colorant rouge. La dilution du colorant dans de l'éthanol à 70% permet d'améliorer Penet lipidiqueration et le revêtement de tissu.
  • Il est utile de croquis ou photographie du globe teint pour référence future.
  1. Retour à l'éthanol à 70% pour déshydrater le colorant.
  2. Répétez l'étape 2.1 pour le globe de contrôle non implantés.
  3. Utilisation des fils de suture à partir de l'étape 1.3, aligner l'oeil de commande et l'oeil implanté comme une paire en miroir.
  4. Placer un gabarit de silicone (avec les mêmes dimensions que l'ensemble d'électrodes) à l'emplacement mis en miroir sur l'oeil de commande que l'implant se trouve sur l'oeil implanté (NB la sclérotique translucide et les marquages ​​de colorant de l'étape 2.2 de permettre une visualisation immédiate de la position de la matrice implantée ).
  5. Effectuer les étapes 2,2 et 2,3 pour l'oeil de commande, de sorte que chaque emplacement de l'électrode implantée a une paire de commande dans un emplacement anatomique comparables (par exemple un miroir adapté équivalent).

3. Dissection et Embedding

  1. Retirez l'ensemble de l'implant de l'oeil et de supprimer l'avant de l'oeil(Y compris la cornée, de l'iris et le cristallin). Retirez le corps vitré de l'œilleton restant (chambre postérieure).
  2. Disséquer l'oeil implanté en de multiples bandes représentatifs (~ 2 mm d'épaisseur) contenant chacun un sous-ensemble des régions marquées colorant (figure 3D). Notez que l'orientation des bandes doit être choisi pour aider à évaluer divers aspects de la réponse tissulaire à l'implant 7.

Il est utile, pour l'avenir, de faire un disque dont les régions colorants sont présents sur chaque bande et leurs positions relatives (et couleurs).

  1. Placer la bande sur son côté dans un bassin peu profond de l'agar liquéfié (4%; 80 - 90 ° C) avec la partie à couper première face vers le bas (figure 3E).
  2. Une fois la gélose a durci, couper autour de l'échantillon et le placer dans une cassette de tissu soutenu par des inserts en mousse (figure 3F).
  3. Répétez les étapes 3.1-3.3 pour l'œil de contrôle - takING soin de disséquer miroir appariés bandes.
  4. Traiter toutes les cassettes via la technique de traitement paraffine standard (automatisé nuit).
  5. Intégrer tissu traité dans de la paraffine avec le côté à couper premières vers le bas.

4. Coupe et coloration

  1. Couper des blocs de paraffine en 5 sections um référant régulièrement aux notes des étapes 2 et 3.
  2. Recueillir sections de chacune des régions teints et monter sur des lames.

La région immédiatement adjacente à chaque spot teint de la sclérotique peut maintenant être évaluée avec certitude que c'était à proximité proche de l'électrode correspondante dans le tableau (figure 4).

  1. Tacher ou effectuer immunofluorescence comme vous le souhaitez. Exemple taches et immunohistochimie de la figure 5 sont les suivantes: H & E Luxol rapide bleu (LFB); violet de crésyl; trichrome bleu de Masson; Schiff acide périodique (PAS); bleu de Prusse station de Perlsà; synthétase anti-glutamine (GS), protéine anti-neurofilaments (NF); anti-protéine acide fibrillaire gliale (GFAP) et 4 ',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI).
  2. Taches standards et spéciaux ont été réalisés comme détaillé:
    1. Coloration H & E a été réalisée selon le protocole fourni par Leica Multistainer bain ensemble ST5020 (Leica Biosystems).
    2. LFB violette et de crésyl (modifié par 11):
      1. Déparaffiner dans 3 bains de xylène (3x 2 min) et 2 changements d'éthanol (100%, 100%) (2x 1 min) et rincer à l'eau du robinet (45 sec).
      2. Sections hydrate à 95% d'éthanol.
      3. Lieu en solution LFB 11 à 37 - 42 ° C (la nuit).
      4. Rincez excès tache avec de l'éthanol à 70%.
      5. Rincer à l'eau distillée.
      6. Lieu de carbonate de lithium dilué (8%) (quelques secondes).
      7. Différencier dans l'éthanol à 70% (quelques secondes).
      8. Rincer à l'eau distillée.
      9. Répétez les étapes 4.4.2.6 à 4.4.2.8, si nécessaire, jusqu'à ce que background est incolore.
      10. Placer dans une solution d'acétate de crésyl violet de travail à 37 ° C (10 min).
      11. Ne pas laver à l'eau.
      12. Déshydrater en 3 changements d'alcool absolu (1x 30 sec, 2x 20 sec) et 3 bains de xylène (1x 1 min 30 sec, 2x 1 min).
      13. Mount et lamelle avec DPX.
    3. Trichrome bleu de Masson (modifié par 11):
      1. Déparaffiner selon 4.4.2.1.
      2. Apportez sections à l'eau (2 min).
      3. Colorer les noyaux utilisant le fer hématoxyline de Weigert (2 min).
      4. Laver à l'eau du robinet, rincer à l'eau distillée.
      5. Colorer dans une solution de fuchsine écarlate acide Biebrich (5 min).
      6. Rincer à l'eau distillée.
      7. Différencier l'acide phospho-phosphotungstique jusqu'à collagène est rose pâle (6 min).
      8. Rincer à l'eau distillée.
      9. Contre-dans le bleu d'aniline (1 min).
      10. Bien se laver dans de l'acide acétique à 1% (1 min).
      11. Déshydrater, montage et lamelle comme per 4.4.2.12 et 4.4.2.13.
    4. PAS (modifié par 11):
      1. Déparaffiner selon 4.4.2.1.
      2. Oxyder à l'acide périodique à 1% (15 min).
      3. Laver à l'eau de l'eau distillée puis courir.
      4. Colorer dans le réactif de Schiff (15 min).
      5. Laver à l'eau (5 min).
      6. Contre-avec Hématoxyline de Harris (1 min).
      7. Laver rapidement sous l'eau du robinet.
      8. Différencier dans l'alcool d'acide de 0,5% (1 dip).
      9. Bien laver à l'eau du robinet.
      10. Bleu dans l'eau du robinet de Scott (1 min).
      11. Bien laver à l'eau.
      12. Déshydrater, montage et lamelle selon 4.4.2.12 et 4.4.2.13.
    5. Bleu de Prusse de Perls tache comme décrit dans 11.
  3. Immunofluorescence a été réalisée comme détaillé:
    1. Déparaffiner selon 4.4.2.1.
    2. Rincer à l'eau distillée (2 x 5 min).
    3. Effectuer la récupération de l'antigène à l'aide de tampon citrate à 0,01%, un pH de 6 à 75 à 80 ° C (20 min) uned laisser refroidir dans une solution tampon de citrate à 0,01% (20 min).
    4. Laver les coupes dans du tampon phosphate salin (PBS) (2x 5 min).
    5. Perméabiliser la membrane cellulaire dans une solution tampon de lavage (10 minutes).
    6. Incuber dans une solution de sérum bloc (2 h).
    7. Incuber sections dans un seul anticorps primaire dilué dans du diluant d'anticorps (10% normal chèvre serum/0.1% Triton X-100/PBS) (une nuit dans le réfrigérateur). Le titre de chaque anticorps primaire utilisé est indiquée dans le tableau 1.
    8. Après une nuit d'incubation, laver les sections dans une solution tampon de lavage (5x 3 min). De ce point, gardez sections dans l'obscurité.
    9. Incuber les coupes dans l'anticorps secondaire correspondant à un titre de 1:500 pour une durée déterminée (voir le tableau 1 pour plus de détails).
    10. Laver les coupes dans une solution tampon de lavage (3x 5 min).
    11. Incuber les coupes dans DAPI (1:25.000 / PBS) (30 min).
    12. Laver les coupes dans une solution tampon de lavage (3x 5 min).
    13. Mount et lamelle en utilisant FluoresceMilieu de montage NT.

Les échantillons et les échantillons témoins sont prêts pour comparaison par paires.

Results

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La figure 4 montre une section représentative résultant de la coupe de l'échantillon représenté dans la figure 3. La section a été coupé à 5 um d'épaisseur et colorées avec H & E selon les protocoles décrits ci-dessus. La forme brute de la bande d'échantillon est conservé avec des artefacts de tissus différentielles minimales (figure 4A). Les deux marques de teinture étaient visibles sur la sclérotique, bien que le colorant vert a mieux résisté que le rouge (figure 4B). Les couches de la rétine n'ont pas été artifactually détachés et la morphologie rétinienne est préservée (figure 4C). Le tissu rétinien à côté des marques de colorant, ce qui correspond à l'emplacement des électrodes dans le réseau, peut être aisément identifié.

La figure 5 montre une coloration représentant spécial et immunohistochimie de coupes de tissus préparées selon le protocole en vigueur. Reportez-vous à la figure 5 caption et complémentaire Matériaux pour plus de détails sur les taches spécifiques et les modifications apportées à leur usage. Post-modification, ces taches et immunohistochimie étaient équivalentes aux normes établies - comme vérifié par les pathologistes.

Type d'anticorps primaire et titre (entre parenthèses) GFAP (1:1500) NF200 (1:100) GS (1:100)
Type d'anticorps secondaire et titre (entre parenthèses) Alexa Fluor 594 Alexa Fluor 488 Alexa Fluor 488
Durée de l'incubation de l'anticorps secondaire 1 heure 2 heures 45 min

Tableau 1. Type d'anticorps, Titre et durée de l'étiquetage.

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Figure 1. SuprachoroIDAL Prototype réseau d'électrodes. A) Macro photographie d'un tableau moulé de qualité clinique. B) Photomicrographie d'un tableau préclinique à la main.

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Figure 2. Ancien histologie rétine. Des méthodes histologiques standard ont été utilisés pour préparer ceux-ci, H & E taché, sections d'un oeil implanté avec un réseau d'électrodes suprachoroïdien. A) Une section orthogonale à travers la cavité de la matrice d'électrodes (représenté par une étoile). La rétine est détaché du tissu oculaire externe. Cela est particulièrement évident en dessous de la région implantée (flèche). Il est impossible de déterminer quelle partie de la rétine était à côté de chaque électrode de la matrice. Scalebar = 1 mm. B) A plus fort grossissement de la région encadrée dans le Panneau A. Il existe plusieurs, régulièrement espacés, des artefacts dans la rétine layers (flèches), ainsi que les principaux détachement de la couche tapetum (la couche réfléchissante en regard félin). Scalebar = 100 um. C) A plus fort grossissement de la région encadrée dans le panneau B. Sous-indiqué les segments externes des photorécepteurs, ainsi que l'épithélium pigmentaire, qui restent intacts, ce qui suggère que le détachement était un effet secondaire artefact du traitement, plutôt que d'être causée par un traumatisme ou in vivo pathologie. SCALEBAR = 20 um.

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Figure 3. La localisation et la dissection de l'électrode-Adjacent tissus. J.-C.) High Dynamic Range photographies macro d'un œil énucléé, avec un réseau d'électrodes suprachoroïdien in situ. A) poste fixe avec fixateur de Davidson, et avant l'enlèvement de tableau, la sclérotique translucide permet de visualiserles électrodes individuelles dans le tableau (exemple unique indiquée par la flèche). B) Les électrodes sont marqués avec une couleur de teinture prédéfini. C) Marquage Dye espacement régulier de points de repère anatomiques sont utilisés pour maintenir la cohérence entre les expériences. D) Après le retrait de l' tableau, l'œil est découpé par main dans les bandes de l'échantillon. Les flèches colorées indiquent deux des sites adjacents d'électrodes sur la sclérotique. Pointillé jaune indique plan de coupe. E) Macro-photo de bande d'échantillon intégré dans un bloc de gélose. F) Macro photographie de la bande d'échantillon agar-embed partir du panneau E, découpé et placé dans une cassette d'intégration soutenu par des coussinets biopsie mousse pour minimiser le mouvement de la section en cours de traitement.

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Figure 4. New histologie rétine. trong> La bande de l'échantillon ci-dessus (à partir de la figure 3D), contenant la poche d'électrode, a été inclus en paraffine, sectionnés à 5 um et colorées avec H & E. A) vert et régions teints rouges (indiqués par des flèches, identique à la figure 3D) sont visibles dans une section prise au niveau de la ligne en pointillés dans la figure 3D jaune. Barre d'échelle = 1.000 um. La rétine n'est pas détaché, ni au-dessous de la poche de tableau ni de loin. B) La région encadrée de Panel A avec un colorant rouge et vert visible indiqué par les flèches, et la rétine intacte tout au long. Barre d'échelle = 500 C) La région encadrée de Groupe B, montrant l'intact, ci-joint, la rétine à côté du colorant vert um.. Barre d'échelle = 50 um. Sachant que la localisation du colorant indique la position d'une électrode, on peut évaluer en toute confiance le tissu rétinien adjacent de dommages, le cas échéant, provoqué par une stimulation électrique.

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Figure 5. Des exemples de cytohistochemistry rétinienne modifié en utilisant des colorations spéciales et immunofluorescence. L'utilisation de fixateur de Davidson, par opposition à des techniques standard de formol de fixation, les modifications requises pour les protocoles de coloration habituelles, telles que décrites dans le texte du protocole principal. Les pathologistes ont confirmé que ces modifications ont entraîné une coloration équivalente. A) H & E haematoxylin taches noyaux de cellules violettes, tandis que éosine cytoplasme de la cellule, collagène et de soutien des tissus de diverses nuances de rose. B) LFB taches bleues myéline alors que la contre-coloration de violet de crésyl peut être utilisé pour . identifier les cellules ganglionnaires par coloration des corps de Nissl dans le bleu perikaryon et mettant en évidence les cellules satellites qui entourent les cellules C) trichrome bleu de Masson; l'écarlate de Biebrich-fuchsine acide solution taches muscle fibres rouge, tandis que les taches bleues aniline le collagène, dans ce cas, la sclérotique, bleu D) PAS;. composants de la glycoprotéine de membrane basale et les composants du tissu conjonctif sont colorées violet, tandis que le haematoxylin contre-colorants noyaux de cellules pourpre E) bleu de Prusse de Perls.; au niveau du site de l'hémorragie, la formation d'hémosidérine de globules rouges dégradées et la libération des complexes de fer produit une couleur pourpre tandis que l'addition de teintures rouge neutre lysosomes rouge F) GS;. ce neurotransmetteur enzyme dégradant trouvé dans les cellules de Müller 13 (vert ), peut être vu s'étendant dans les deux sens avec les corps cellulaires Müller dans la couche nucléaire interne et endfeet cellulaire Müller formant la membrane limitante interne G) NF-200;. cette chaîne lourde de protéine du cytosquelette (vert) trouvée dans le soma et les processus cellulaire , liaisons transversales avec d'autres neurofilaments pour maintenir la structure des neurones 14,15. Ganglioncellules et leurs axones peuvent être vus dans la couche de cellules ganglionnaires et la couche de fibres nerveuses, tandis que les axones des cellules horizontales situées à la frontière extérieure de la couche nucléaire interne de la rétine félin, sont également mises en évidence. Contre-coloration au DAPI (bleu) permet la visualisation des couches de la rétine H) GFAP;. Cette protéine du cytosquelette (rouge) ont proliféré dans les cellules de Müller et les astrocytes pendant gliosis 16, peut être vu en alignant la couche de fibres nerveuses avec les cellules de Müller formant des extensions minces par l'intérieur vers couches de la rétine externe. Contre-coloration au DAPI (bleu) permet de visualiser les couches de la rétine. Barre d'échelle = 50 um dans tous les panneaux. La rétine interne est affiché en haut de chaque image; la rétine externe est indiqué au bas de chaque image, à l'exclusion Groupe E, ce qui montre réaction subscleral.

Discussion

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L'évaluation de la sécurité de l'implant est une considération primordiale pour les études précliniques. Avant une prothèse rétinienne peut être implanté chez l'homme, il est essentiel de vérifier que cela ne causera aucun préjudice. Cela nécessite une évaluation à la fois de la biocompatibilité des implants 17-23 ainsi que tout dommage potentiel qui pourrait être causé par une stimulation électrique chronique 24-26. Expérience avec des prothèses neurales similaires, tels que l'implant cochléaire, donne un aperçu du large éventail de stimulation et physiques, des paramètres qui ne causent pas de dommages aux tissus 27. Cependant, la rétine a des caractéristiques différentes à d'autres sites d'implantation et les limites de sécurité donc précis (tels que la densité de charge maximum) ne peuvent pas être pris en charge dans des études antérieures dans d'autres systèmes. densités de charge sont les plus élevés dans les sites d'électrodes actives et cela correspond avec le plus grand potentiel de dommages. Par conséquent, une méthode pour localiser le tissu directement adjacentaux électrodes actives individuelles augmenterait considérablement l'utilité de ces études. Le tissu adjacent à des régions spécifiques de l'implant peut également être mis en évidence pour une inspection plus minutieuse. Cette approche ciblée permet moins de sections à analyser, tout en conservant la confiance que le "scénario du pire" a été examiné.

La méthode de localisation de colorant scléral décrit ici a été testé avec du silicone en forme de main et moulé / Pt matrices d'électrodes 28-30. Il a été utilisé avec couche mince polyamide tableaux 7,31 et aussi mince pellicule de silicone / Pt tableaux 32. Certaines études prothèses rétiniennes employées électrodes "puce en forme" avec implantations intrascléral 33. La présente technique devrait être efficace pour évaluer ce type de matrices d'électrodes. Regard félin avec sclérotique mince (épaisseur au pôle postérieur 90 - 200 um) a permis la visualisation des électrodes individuelles dans un tableau. Cependant, même si electro individueldes n'étaient pas visibles, leurs positions peuvent être facilement déduites en utilisant un modèle de silicone lorsque le contour du tableau peut être vu (similaire à celui utilisé dans l'étape 2.6).

La cartographie colorant limite la nécessité d'obtenir des coupes de tissus non pertinentes car seuls les sections avec le colorant présent sont obtenus. La possibilité de déduire avec précision la position de l'électrode permet non seulement l'analyse histopathologique pertinentes et une plus grande puissance statistique, mais a un impact majeur sur la gestion du temps et de l'argent en réduisant la quantité de lames et les lames utilisées ainsi que le coût du travail. L'utilisation d'un colorant qui est adhérente et peut résister à la transformation du tissu, tout en étant également visible dans les coupes de tissus non colorées est importante examen initial. La connaissance de la localisation du colorant et de l'orientation du tissu au cours de la dissection et intégrant assiste le processus de coupe. Cela comprend les orienter correctement le bloc de parvenir à une section qui n'est pas coupé obliquement et donne un representati pleinsur du tissu. Il est donc important que la personne qui effectue la coupe est présent au moment de l'application de la teinture, la dissection et l'intégration.

Le protocole global est robuste aux modifications mineures, notamment avec des timings de fixation. Cependant, la dissection de l'oeil et les étapes de marquage colorant sont des opérations délicates qui bénéficient d'une bonne dextérité manuelle pour éviter d'endommager le spécimen. Alors que le fixateur de Davidson s'est avéré efficace pour réduire les artefacts détachement de la rétine à proximité d'un implant, il n'empêche pas les dommages mécaniques directe lors de la dissection. Le fixateur de Davidson était difficilement compatible avec certaines procédures histologiques et immunohistochimiques spéciales. Par conséquent, il était nécessaire de modifier / optimiser ces étapes comme détaillé ci-dessus. Les changements progressifs dans les temps et les concentrations coloration ont été faites jusqu'à ce que le résultat optimal a été atteint - pour plus de détails, reportez-vous aux documents supplémentaires.

Quantification de la rétinehistologie reste problématique. La rétine est non homogène et à la fois l'épaisseur et la variation de la densité des cellules avec l'augmentation de distance depuis la zone centralis 34,35. Par conséquent, les tissus voisins dans l'oeil implanté ne peut pas être utilisé pour des comparaisons et un œil de contrôle est utilisé à la place. Par paires de chaque section correspondant à l'œil de commande nous donne une comparaison statistique plus puissant des changements pathologiques; résultats d'efficacité et de sécurité avec les prothèses rétiniennes sont mieux évaluées en comparant les yeux compagnon dans un sujet 36. Des précautions particulières doivent être prises pour minimiser coupe oblique car cela affecterait la quantification.

En résumé, les méthodes décrites ci-dessus ont considérablement amélioré notre analyse histopathologique, qui à son tour a donné lieu à un flux de travail préclinique plus efficace. Les résultats des études précliniques utilisant ces méthodes conduit directement à un essai clinique dans lequel 3 patients atteints de RP ont été implantés en toute sécurité avec suprachoroidal prothèses rétiniennes. Ces méthodes sont utiles à la fois pour les stimulateurs rétiniens et autres implants oculaires où la réponse pathologique à l'implantation à long terme doit être évalué. Cette méthode a donné des avantages intéressants pour le maintien de la cytoarchitecture et l'enregistrement de la pathologie de régions d'intérêt sur l'implant. Bien que n'étant pas spécifiquement testées, une modification de ces procédures peut être utilisé dans d'autres espèces et d'autres emplacements anatomiques, en particulier là où un tableau est implanté superficiellement.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs tiennent à remercier: Mme Alexia Saunders et Mme Michelle McPhedran d'assistance expérimentale; Mme Helen Feng pour la fabrication de l'électrode, le Dr Penny Allen et le Dr Jonathan Yeoh pour assistance chirurgicale; état-major de la Royal Victorian Eye and Ear Hospital de biologique Centre de recherche sur les soins des animaux, le professeur Rob Shepherd pour des conseils généraux à travers, et le Dr Bryony Nayagam et M. Ronald Leung pour les commentaires critiques sur une version préliminaire du manuscrit.

Ce travail a été effectué à l'Institut Bionics et l'Hôpital St Vincent, Melbourne. Le financement a été assuré par la Fondation Ian Potter, les T Reid Charitable Trusts John, et le Conseil australien de la recherche par le biais de son Initiative spéciale de recherche dans Bionic Vision Science et subvention de la technologie pour Bionic Vision Australia (BVA). L'Institut Bionics est reconnaissant du soutien qu'il reçoit du gouvernement de Victoria à travers son Programme de soutien de l'infrastructure opérationnelle.

Materials

Solution non standard Préparation pour colorants spéciaux

1 % Solution aqueuse de violet de crésyle

  • Cresyl violet 1 g
  • Eau distillée 100 ml

Cresyl Violet Acétate Working Solution

  • 1 % solution mère aqueuse de crésyle violet 9 ml
  • Eau distillée 51 ml
  • 10 % acide acétique 0,5 ml

Biebrich Acide écarlate Fuchsin Solution

  • 1 % Beihrich écarlate 90 ml
  • 1 % acide fuchsin 10 ml
  • acide acétique glaciaire 1 ml

Acide phosphomolybdique-acide phosphtungstique

  • Acide phosphomolybdique 2,5 g
  • Acide phosphotungstique 2,5 g
  • Eau distillée 100 ml

Aniline Blue Solution

  • Bleu d’aniline 2,5 g
  • Acide acétique glacial 2 g
  • Eau distillée 100 ml

Solutions pour l’immunohistochimie

Wash Buffer Solution

  • 0,1 % Triton X-100 dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS)

solution de bloc de sérum

  • 10 % sérum de chèvre normal/0,1 % Triton X-100 en PBS

SUPPLEMENTARY MATERIAL

Luxol Fast Blue

Le but de la réalisation d’une coloration Luxol Fast Blue (LFB) était d’identifier les cellules ganglionnaires dans la couche de cellules ganglionnaires grâce à la contre-coloration du violet de crésyle. Alors que le LFB colore la myéline, le colorant au violet de crésyle se lie aux substances de Nissl dans les neurones, composés de réticulum endoplasmique rugueux et de ribosomes. De nombreuses cellules de la rétine contiennent de la substance Nissl, y compris des cellules amacrines. Ces cellules sont généralement situées dans la couche limite interne de la couche nucléaire interne, mais les cellules amacrines déplacées peuvent être trouvées dans la couche de cellules ganglionnaires. La coloration de la substance Nissl est utile pour différencier les grandes cellules ganglionnaires fortement colorées des cellules amacrines déplacées plus petites. Pour faciliter la visualisation de ces cellules, nous avons modifié le protocole de solution de travail du violet de crésyle en augmentant le volume de la solution mère de violet de crésyle dans la solution de travail. Nous avons augmenté le volume par incréments de 1,0 ml de 6,0 ml à 9,0 ml, réduisant ainsi le volume d’eau distillée. En évaluant la facilité de visualisation et d’identification des cellules ganglionnaires, une coloration optimale a été obtenue avec 9 ml de solution mère de violet de crésyle supplémentaire et 51 ml d’eau distillée. Le violet de crésyle est un colorant basique, bien que pour teindre la substance Nissl, il soit nécessaire de l’utiliser dans une solution acide, et donc le volume d’acide acétique est resté inchangé à 0,5 ml.

Periodic Acid Schiff

La coloration Periodic Acid Schiff (PAS) a été réalisée pour mettre en évidence polysaccharides, en particulier le glycogène, présent dans les membranes basales et les parois cellulaires fongiques, indiquant une infection fongique. Le processus de coloration PAS consiste à oxyder les groupes hydroxyles dans les polysaccharides à l’aide d’acide périodique, produisant des groupes aldéhydes. L’application du réactif de Schiff se lie aux groupes aldéhydes en produisant une couleur magenta avec une contre-coloration à l’hématoxyline produisant des noyaux cellulaires violets. Nos lames ont montré une faible coloration au niveau de la membrane limitante interne. Cela peut être dû aux polysaccharides présents, car tous les polysaccharides ne peuvent pas être oxydés dans un délai standard, en particulier ceux contenant des polysaccharides anioniques. Nous avons donc augmenté la durée de l’étape d’oxydation de 10 min à 12, 15 et 20 min. Nous avons constaté qu’une étape d’oxydation de 15 minutes était la plus efficace dans la coloration PAS.

Masson' s Bleu trichrome

Le principe de la coloration au bleu trichrome de Masson est de colorer le collagène et les muscles, ce qui, dans nos lames rétiniennes, peut être utilisé pour indiquer une augmentation du tissu de collagène, ce qui peut indiquer une fibrose due à une blessure. Cette coloration est sensible aux techniques de fixation, des modifications ont donc été nécessaires pour obtenir une coloration optimale. Le processus de cette coloration consiste à colorer initialement le cytoplasme et les fibres musculaires en rouge à l’aide du colorant rouge écarlate et acide fuchsin de Biebrich. La différenciation avec l’acide phosphomolybdique/phosphotungstique entre en compétition avec le colorant rouge dans les fibres de collagène. Dans la sclère, les grosses molécules d’acide phosphomolybdique/phosphotungstique sont capables de pénétrer dans le tissu conjonctif lâche, contrairement aux fibres musculaires denses qui ne sont pénétrables qu’aux petites molécules. Un colorant bleu d’aniline est ensuite appliqué pour remplacer l’acide dans les fibres de collagène, produisant une sclère teinte en bleu. Pour optimiser cette coloration en coupes rétiniennes, la durée de la coloration au colorant fuchsin à l’acide écarlate de Biebrich a été réduite afin de créer un équilibre entre le colorant bleu et le colorant rouge. L’utilisation du fixateur de Davidson nécessitait également un temps de différenciation prolongé pour éliminer le colorant rouge du collagène. Nous avons testé la différenciation à 5, 6, 8 et 10 min, avec des résultats optimaux à 6 min. La différenciation varie également en fonction de l’épaisseur et de la coupe des sections lisses, une différenciation supérieure à 6 minutes pouvant être requise.

Glial Fibrillary Acidic Protein (GFAP) Antibody

Polyclonale, l’espèce hôte est le lapin, a un poids moléculaire de 50 kDa. L’antigène GFAP est un filament intermédiaire présent dans le cytoplasme (le cytoplasme des astrocytes et de Mü ; cellules de la rétine), l’antigène est composé de 428 acides aminés et a un poids moléculaire de 49512 Da.

Neurofilament-200 anticorps

Monoclonale, l’espèce hôte est la souris, clone N52, isotype IgG1, il reconnaît les formes phosphorylées et non phosphorylées des neurofilaments lourds qui ont un poids moléculaire de 200 kDa. L’anticorps se liera à un épitope dans le domaine de la queue du neurofilament. L’anticorps va colorer les neurofilaments dans le péricarya neuronal, les dendrites et les axones.

Glutamine Synthetase (GS) anticorps

Monoclonal, clone GS-6, l’espèce hôte est la souris, a un poids moléculaire de 45 kDa et l’isotype de l’anticorps IgG2a. L’antigène GS se trouve dans le cytoplasme cellulaire (cytoplasme de Mü ; cellules de la rétine), l’antigène possède 373 acides aminés et un poids moléculaire de 42 064 Da.

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Le système de marquage DavidsonBradley Products1163-4 - rouge 1163-5 - bleu 1163-2 - jaune 1163-1- vert  ;
Lapin Polyclonal Anti-Glial Fibrillary Acidic ProteinAnticorps MilliporeAB58041:1500, incubation de nuit
Souris Anticorps monoclonal anti-glutamine synthétaseMilliporeMAB3021:100 incubation de nuit
Souris monoclonale Anti-Neurofilament 200 AnticorpsSigma-AldrichN01421:100 incubation de nuit
4',6-diamindino-2-phénylindole, dilactate (dilactate)Life TechnologiesD35711:25,000 30 min incubation
Alexa Fluor 488 chèvre anti-souris IgGLife TechnologiesA110291:500
Superfrost 90° ; jauneGrale ScientificSF41299  ;
Lames de microscope FLEX IHCDAKOK802021-2  ;
Alexa Fluor 594 chèvre anti-lapin IgGLife TechnologiesA110371:500
Sérum de chèvre normalLife TechnologiesPCN500010 % sérum/0,1 % Triton X-100/PBS
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