passivation de surface pour les études de protéines unique molécule

Résumé

Nous décrivons un procédé pour la passivation d'une surface de verre en utilisant du polyethylene glycol (PEG). Ce protocole comprend le nettoyage de surfaces, la fonctionnalisation de la surface, et le revêtement de PEG. Nous introduisons une nouvelle stratégie pour traiter la surface avec des molécules de PEG à deux tours, ce qui donne une qualité supérieure de passivation par rapport aux méthodes existantes.

Résumé

Spectroscopie de fluorescence seule molécule s'est avérée être un rôle déterminant dans la compréhension d'un large éventail de phénomènes biologiques à l'échelle nanométrique. Des exemples importants de ce que cette technique peut donner aux sciences biologiques sont les idées mécanistes sur protéine-protéine et les interactions protéine-acide nucléique. Lorsque les interactions des protéines sont sondés au niveau d'une seule molécule, les protéines ou leurs substrats sont souvent immobilisés sur une surface de verre, ce qui permet une observation de longue durée. Ce système d'immobilisation peut introduire des artefacts de surface indésirables. Par conséquent, il est essentiel pour passiver la surface du verre pour le rendre inerte. Revêtement de surface à l'aide de polyéthylène glycol (PEG) se distingue par sa haute performance en matière de prévention de l'interaction des protéines de manière non spécifique avec une surface de verre. Toutefois, la procédure de revêtement de polymère est difficile, en raison de la complication résultant d'une série de traitements de surface et l'exigence stricte que la surface doitêtre exempt de toutes les molécules fluorescentes à la fin de la procédure. Ici, nous fournissons un protocole robuste avec des instructions étape-par-étape. Il couvre le nettoyage de surface comprenant la gravure piranha, une fonctionnalisation de la surface avec des groupes amine, et enfin revêtement PEG. Pour obtenir une haute densité d'une couche de PEG, nous introduisons une nouvelle stratégie de traitement de la surface avec des molécules de PEG à deux tours, ce qui améliore remarquablement la qualité de passivation. Nous fournissons des résultats représentatifs ainsi que des conseils pratiques pour chaque étape critique de sorte que n'importe qui peut obtenir la qualité de surface passivation élevé.

Introduction

Lors d'une étude de la protéine seule molécule, il est essentiel de parvenir à une qualité de passivation de surface de sorte que l'expérience est libre de tout dysfonctionnement de la protéine induite en surface ou dénaturation ^1,2. Bien que d'une surface de verre traitée avec des agents tensioactifs, tels que l'albumine de sérum bovin, est couramment utilisé pour une seule molécule d'études de l'acide nucléique ^3, le degré de sa passivation n'est pas assez élevé pour des études de protéines. Une surface de verre revêtue de polymère (polyethylene glycol, PEG) est supérieure à la ^4-6 de la performance de passivation. Ainsi, il est devenu universellement utilisé pour les études de protéines mono-molécule depuis qu'il a été introduit à une étude de la fluorescence de molécules simples ^7-10. La procédure de revêtement de polymère nécessite plusieurs traitements de surface ^7,11,12. Par conséquent, il est difficile de suivre la procédure entière sans instructions détaillées. Souvent, le degré de passivation de surface varie selon le protocole is suivi. Nous présentons ici un protocole robuste, étape par étape les instructions, ce qui éliminera l'un des principaux goulets d'étranglement d'études de protéines d'une seule molécule. Voir la figure 1 pour une présentation.

Protocole

1. Faites glisser Préparation et nettoyage

Une chambre microfluidique est composé d'une lame de quartz et une lamelle couvre-objet. Dans de type prisme à réflexion totale fluorescence interne (TIRF) de la microscopie, la surface de la lame de quartz est imagé. Par conséquent, il est important de nettoyer une lame de quartz à fond en utilisant H ₂ O, l'acétone, le KOH, et des solutions de piranha. Th est nettoyage multi-étape élimine les molécules organiques fluorescentes sur une surface qui interfèrent avec les mesures de fluorescence de la molécule unique. En outre, la gravure de piranha rend la surface hydrophile de quartz en générant des groupes hydroxyle. Les groupes hydroxyles libres sont essentiels pour la réaction amino-silanisation à l'étape 3.

1. Diapositives forage de quartz. Percer une paire de trous dans une lame de quartz avec un peu de 3/4 mm de forage au diamant (Figure 2a). Si plusieurs canaux sont souhaitées, forer plus pairs de trous (Figure 2b). Ces trous sont utilisés pour l'injection de solutions dans une chambre microfluidique à l'étape 7.
   1. Conserver le trépan de forage humide à H ₂ O au cours du forage. H ₂ O se produit comme lubrifiant, ce qui augmente la durée de vie du trépan de forage.
   2. Occasionnellement essuyage de la pointe du foret permet de percer des trous.
   3. Après le perçage des trous, marquer un côté de la lame pour faciliter l'identification pendant le processus de PEGylation. Les marqueurs peuvent être utilisés comme référence pour éviter toute confusion plus tard. Pour le marquage, un bit de forage au diamant peut être utilisé. Ne pas utiliser de stylo depuis l'encre pourrait obtenir sur la surface.
2. Nettoyage avec H ₂ O. Placer les lames dans un pot de peinture sur verre. Typiquement, 5 à 15 diapositives peuvent être placés dans un seul pot. Rincer les lames avec MilliQ H ₂ O. Répétez 3 fois et soniquer les diapositives avec MilliQ H ₂ O pendant 5 minutes pour enlever la saleté. Jeter l'eau et rincer les lames à nouveau 3 fois avecMilliQ H ₂ O. A noter que 130 W est la puissance de sonication utilisé pour ce protocole. Puissance de sonication plus élevée pourrait réduire la durée de vie des lames de quartz.
3. Nettoyage avec de l'acétone. Remplacez le MilliQ H ₂ O avec de l'acétone. Soniquer les lames avec de l'acétone pendant 20 min ou plus.
4. Rinçage à l'H ₂ O. Rejeter l'acétone et rincer les lames avec MilliQ H ₂ O. Répétez 3 fois afin d'enlever tout résidu de l'acétone.
5. Nettoyage avec KOH. Remplacer l'eau avec 1 M KOH et soniquer les diapositives de 20 minutes ou plus. Gravure excessive (par exemple la nuit de traitement de KOH) permettra d'améliorer la qualité de la surface, mais présentera des rayures, ce qui pourrait interférer avec l'imagerie de fluorescence.
6. Rinçage à l'H ₂ O. Rincer les lames avec MilliQ H ₂ O 3 fois pour éliminer les traces de KOH.
7. Piranha gravure.
   1. Placer les lames dans un support de diapositives Duran ou un titulaire de téflon sur mesure et place-les dans un bêcher (1 litre) qui se trouve dans une hotte chimique.
   2. Remplir le bécher avec 450 ml d'H ₂ SO _4.
   3. Ajouter 150 ml d'H ₂ O ₂ à 03 heures 01 rapport entre H ₂ SO ₄ et H ₂ O _2. Une fois la solution commence à bouillir spontanément, la température augmente de plus de 90 ° C. Assurez-vous que la solution H ₂ O ₂ est à la température ambiante avant de commencer la réaction. Dans le cas contraire, la température de la solution d'ébullition peut être inférieure à 90 ° C.
   4. Agiter la solution pour un bon mélange et laissez reposer pendant le bécher 20 min.
   5. Prenez les diapositives de la solution de piranha avec le support de diapositives, et les mettre dans un support de diapositives contenant MilliQ H ₂ O. Pendant ce temps, jetez la solution piranha dans une bouteille de déchets désignés une fois qu'il atteint la température ambiante.
   6. Rincer les lames 3 fois avec MilliQ H ₂ O. Un soin particulier doit être pris en outre steps pour éviter toute contamination possible des diapositives. Continuer à l'étape 3. Il est conseillé de procéder immédiatement aux étapes suivantes.
      * Attention: La solution de piranha est extrêmement réactif. Lors de la manipulation de cette solution prudence devrait être prise. En outre, lorsque, par erreur en mélange avec des solvants organiques tels que l'acétone, il peut provoquer une explosion.

2. Coverslip nettoyage

Une chambre microfluidique est composé d'une lame de quartz et la lèvre de couverture. Lorsqu'un microscope TIRF de type prisme est utilisé, la surface d'une lamelle couvre-objet n'est pas imagée. Par conséquent, il suffit de nettoyer une lamelle couvre uniquement avec H ₂ O et KOH. Dans le cas d'une lamelle couvre-objet doit être imagée (par exemple par l'intermédiaire de la microscopie TIRF du type à objectif), il est recommandé de traiter les lamelles avec une solution piranha (étape 1.7). Notez que si PEGylation de la surface de la lamelle n'est pas de haute qualité, il peut agir comme un puits pour les protéines d'und donner lieu à des variations de la concentration en protéines.

1. Rinçage à l'H ₂ O. Placer les lamelles (24 x 30, 24 x 40 ou 24 x 50 mm ²⁾ dans un bocal de verre de coloration. Typiquement, 5 à 15 lamelles couvre-objet peuvent être placées dans un seul pot. Rincer les lamelles 3 fois avec le MilliQ H ₂ O.
2. Nettoyage avec KOH. Remplacer l'eau par du KOH 1 M et soniquer les lamelles pendant 20 minutes ou plus.
3. Rinçage à l'H ₂ O. Rincer les lamelles 3 fois avec de l'H ₂ O MilliQ pour éliminer les traces de KOH. Passez à l'étape 3.

3. Amino-silanisation des lames et lamelles couvre-

La fonctionnalisation de la surface des lames de quartz et les lamelles couvre-objet avec un groupe amine par l'intermédiaire de la chimie amino-silanisation. Le méthanol est utilisé comme solvant et l'acide acétique en tant que catalyseur pour la réaction amino-silanisation.

1. Rinçage avec du methanol. Remplacez le MilliQ H ₂ O dans les bacs de coloration (de Steps 1 et 2) avec du méthanol. Gardez les lames et les lamelles dans du méthanol avant l'étape 3.3. Ne pas stocker les lames et les lamelles dans du méthanol pour une inutilement longue période de temps (par exemple plusieurs heures) depuis impuretés dans le méthanol sera adsorber à la surface.
2. Préparation solution d'amino-silanisation.
   1. Rincer un ballon en Pyrex plusieurs fois avec du methanol. Soniquer le flacon avec du methanol pendant 5 minutes, ou plus longtemps. Il est conseillé d'avoir un ballon dédié qui est maintenu propre.
   2. Verser 100 ml de methanol dans le ballon.
   3. Ajouter 5 ml d'acide acétique.
   4. Ajouter 3 ml de APTES (3-aminopropyltriméthoxysilane) et mélanger doucement en le secouant.
3. Amino-silanisation. Remplacer le méthanol dans les bacs de coloration contenant les diapositives et les lamelles couvre-objet avec le mélange réactionnel d'aminosilanization.
   1. Incuber pendant 20-30 min. Pendant l'incubation, une fois sonication pendant 1 min.
4. Rinçage avec du methanol. Remplacer la uneréaction de minosilanization avec du methanol. Écarter le méthanol et ajouter une solution de méthanol frais. Répétez cette procédure trois fois.

4. Passivation de surface en utilisant un polymère (premier tour)

Passivation de la surface d'aminé revêtu de lames de quartz et des lamelles couvre-objet en conjuguant NHS-ester de polyéthylène glycol (PEG). Cette réaction est effectuée avec la concentration de saturation de la solution de PEG à pH 8,5 pendant une nuit.

1. Séchage des diapositives et des lamelles. Sécher les lames et les lamelles couvre-objet à l'aide de N ₂ gazeux et de les placer dans des boîtes de pipette propre d'une manière telle que le côté qui doit être pégylée est orientée vers le haut. La boîte de pipette est partiellement rempli avec MilliQ H ₂ O. Ce milieu humide empêche solution de PEGylation de sécher pendant la nuit d'incubation.
2. Préparation de tampon de réaction. Préparer 0,1 M de tampon frais de bicarbonate de sodium (pH 8,5) en dissolvant 84 mg de bicarbonate de sodium dans 10 ml d'MilliQ H ₂ O. Il n'y a pas besoin d'ajuster le pH. Cette solution peut être conservé congelé pour la prochaine utilisation (par exemple de l'étape 6.1).
3. Préparer une solution de PEGylation.
   1. Préparer un mélange de PEG de 0,2 mg biotinylés NHS-ester de PEG (5000 Da) et ¹³ 8 mg de NHS-ester de mPEG (5000 Da) dans un tube de 1,5 ml. Lors de la préparation de N nombre de diapositives, la préparation de N fois plus grande quantité du mélange de PEG dans un seul tube.
   2. Ajouter 64 ul de N fois (ou 64 ul de N nombre de lames) de la mémoire tampon fraîchement préparé (étape 4.2). Introduire à la pipette de haut en bas afin de les dissoudre complètement.
   3. Centrifugeuse avec 16 100 g pendant 1 min pour éliminer les bulles d'air. Ne pas pipeter par la suite. Sinon, les bulles d'air se forment qui interfèrent avec la PEGylation à l'étape 4.4.
4. PEGylation.
   1. Déposer 70 ul du mélange de PEGylation à une lame de quartz séché obtenu à l'étape 4.1. Utilisez 90 pi en cas de 24 x 50 mm ² coverslip.
   2. Placez délicatement une lamelle séchée de l'étape 4.1 sur la solution.
   3. Pour avoir un uniforme et de haute qualité de PEGylation, prendre soin de ne pas introduire de bulles d'air. En raison de la tension superficielle, la plupart des bulles d'air peuvent spontanément laisser le volume de réaction dans les cinq minutes en raison de la tension superficielle.
   4. Incuber les lames dans un environnement sombre et humide. La demi-vie de NHS-ester que l'on utilise du PEG à un pH de 8 est d'environ une heure. Au minimum, les incuber pendant 2 heures. Incubation pendant une nuit conduit à la meilleure qualité de PEGylation (données non présentées).

5. Stockage à long terme

Stockage des diapositives et des lamelles en N ₂ PEGylés à -20 º C.

1. Séchage des diapositives et des lamelles. Démonter délicatement la lame et la lamelle en faisant glisser la lamelle à un côté, les rincer à l'eau MilliQ H ₂ O, et les sécher avec N _2.
2. Stockage des diapositives et des lamelles. For une utilisation immédiate, suivez la procédure pour le second tour de PEGylation (étape 6). Afin de stocker pour une longue période de temps, suivre les étapes suivantes.
   1. Placer une paire de la lame et la lamelle couvre-objet dans un tube de 50 ml de telle sorte que les surfaces PEGylées sont confrontés à une distance l'une de l'autre.
   2. Fermer partiellement le tube, le tube sous vide, puis le remplir avec N _2. Ces étapes permettent de préserver la surface pégylé pendant une longue période de temps. Visser hermétiquement le tube et le stocker à -20 ° C. La qualité des lames reste bonne pour 3 mois (Figure 3a, à droite).

6. Passivation de surface en utilisant un polymère (le second tour)

Série supplémentaire de PEGylation pour rendre la couche plus dense de PEG et également pour étancher tous les groupes amine qui restent sur ​​la surface. L'utilisation de courts molécules NHS-ester de PEG (333 Da) peut être efficace en pénétrant dans une couche de PEG existant. Il est recmandé de faire de ce second tour de PEGylation droit avant d'utiliser une diapositive.

1. Préparation de tampon de réaction. Préparer 0,1 M de tampon frais de bicarbonate de sodium (pH 8,5). La solution congelée de l'étape 4.2 peut aussi être utilisé.
2. Préparer une solution de PEGylation. Dissoudre 7 ul de 250 mM MS4-PEG dans 63 ul du tampon de bicarbonate de sodium.
3. PEGylation. Suivez la même procédure que dans l'étape 4.4. Incuber pendant 30 min jusqu'à la nuit.
4. Séchage des diapositives et des lamelles. Démonter la paire de la lame et la lamelle, rincez-les avec MilliQ H ₂ O, les sécher avec N _2, et de les conserver dans une boîte de pipette propre. Procéder à l'assemblage d'une chambre microfluidique à l'étape 7.

7. Assemblage une chambre microfluidique

Assemblage d'une chambre microfluidique en utilisant une paire d'une lame de quartz pégylé et une lamelle couvre-objet. Ruban adhésif double face collante est utilisé comme une entretoise. La chambre est scellé avec de la colle époxy et, silutions sont introduits à travers les trous de la lame de quartz.

1. Placer une lame de quartz sur une surface plane avec le côté orienté vers le haut pégylé.
2. Faites un canal (largeur de 5 à 7 mm) en diagonale sur la surface pégylé en mettant rubans adhésifs double face collante sur la lame. Assurez-vous que les trous sont positionnés au centre du canal. Prenez soin de ne pas abîmer la surface pégylé pendant le processus de fabrication d'une chambre. Il est possible de réaliser une glissière à canaux multiples en plaçant et en collant les bandes adhésives double face différente (voir figure 2).
3. Placez délicatement une lamelle pégylé sur le dessus pour compléter la chambre. Le côté pégylé doit être orientée vers le bas.
4. Étanchéité de la chambre en appuyant sur la lamelle sur la zone où rubans adhésifs double face sont placés. Faites-le doucement mais complètement de sorte que la chambre se transforme en eau-étanche.
5. Fermer les bords de la chambre avec de la colle époxy.
6. Immobiliser streptavidine ou neutravidine sur laPEG biotinylé couche en ajoutant 50 ul de 0,1 mg / ml de solution de streptavidine ou de neutravidine à T50 (10 mM Tris-HCl, tampon mM de NaCl [pH 8,0] 50) à l'aide d'une pipette de p200. Après 1 min d'incubation, rincer avec 100 pi de tampon T50.
7. Ajouter molécules biologiques biotinylés pour votre imagerie seule molécule.

8. Faites glisser le recyclage

Recyclage des lames de quartz. Diapositives utilisées sont recyclées en enlevant les lamelles et les rubans adhésifs double face collante.

1. Après utilisation, stocker les chambres dans l'eau du robinet. Incubation à long terme dans l'eau facilite le démontage des chambres.
2. Faire bouillir les chambres dans l'eau du robinet à l'aide d'un micro-ondes. Utilisez un bécher en Pyrex. Faire bouillir pendant 10 minutes ou plus.
3. Enlevez les lamelles et les bandes adhésives double face en utilisant une lame de rasoir. Ne pas appuyer sur une lame de quartz perpendiculaire à son plan. Sinon, il se casse. Garder la lame de rasoir à une distance à partir du canal. Otherwise, il introduit les rayures sur le canal.
4. Rincer les lames à l'aide d'un détergent ménager en les frottant avec les doigts.
5. Placer les lames dans un pot de peinture sur verre. Typiquement, 5 à 15 diapositives peuvent être placés dans un seul pot. Ajouter 10% de détergent ménager et soniquer les diapositives de 20 minutes ou plus. Rincer les lames avec une grande quantité de l'eau du robinet.
6. Passez à l'étape 1.2.

Résultats

Après le montage de la chambre microfluidique (étape 7.1 à 7.6) et avant de procéder à l'étape 7.7, il est conseillé d'effectuer le contrôle de la qualité de la surface pégylé.

Si la passivation de surface a été effectué avec succès, il existe moins de 10 manière non spécifique des protéines adsorbées par unité de surface de formation d'image (25 mm x 25 mm) observée lorsque 1-10 nM de protéine marqué par fluorescence est ajoutée dans la chambre (figure 3a, à gauche).

Lorsque l'une des étapes de nettoyage ou de réaction n'a pas été correctement effectué, le nombre de non-spécifiquement adsorbé protéines augmente de façon significative, et l'écran de CCD peut être saturé par des signaux de fluorescence. Par exemple, si la gravure de piranha est sauté, il est 100 fois plus grande quantité d'une adsorption non spécifique observée (Figure 3a; compare gauche avec du milieu). Lorsque la deuxième étape de PEGylation est sauté, il y avait environ 3 foissa plus grande quantité d'adsorption non spécifique observée (Figure 3b). Un faible degré de PEGylation est observée lorsque les produits chimiques périmés (par exemple APTES conservés à température ambiante pendant plusieurs mois) sont utilisés (données non présentées). La qualité de la surface diminue également vers le bas quand une quantité importante de temps a passé depuis qu'il était pégylé (Figure 3a; comparer gauche à droite).

À notre connaissance, c'est la première fois que les deux séries de PEGylation sont introduits pour les études d'une seule molécule. Les deux tours de PEGylation garantissent la plus haute qualité de PEG formation de la couche (Figure 3b). La nature supérieure de la double PEGylation est en évidence montré dans les films (Film 1a Comparer avec Movie 1b). Dans ces films, les signaux de fond à partir de molécules fluorescentes en solution sont observés à être beaucoup plus faible lorsque la double PEGylation était utilisés, ce qui indique que les protéines sont repoussés de manière plus efficace par la couche doublement PEGylated. Bien que ce processus en deux étapes est fortement conseillé, la deuxième étape de PEGylation peut être ignorée si votre expérience est tolérable de passivation non optimale.

Figure 1:. Schématique des traitements de surface (a) une lame de microscope est nettoyé avec de l'acétone, KOH, et des solutions de piranha. Il est fonctionnalisé avec APTES et pégylé avec NHS-ester PEG. (B) Une lamelle couvre-objet est nettoyé avec du KOH, ainsi qu'avec la solution piranha, si nécessaire. Il est fonctionnalisé avec APTES et pégylé avec NHS-ester PEG.

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Figure 2:. Chambre microfluidique (a) Une chambre à canal unique. La lame porte-objet comporte deux trous forés. Il est monté avec une lamelle en utilisant deux tranches d'un ruban adhésif double-face collante. (B) Une chambre à trois canaux. La lame de microscope a six trous percés. Il est monté avec une lamelle en utilisant quatre tranches d'un ruban adhésif double-face collante.

Figure 3: les images CCD prises avec des protéines marquées par un colorant en solution. (A) des images CCD ont été prises par type prisme totale fluorescence à réflexion interne microscopie en utilisant un objectif 60x avec 10 nM Cy3 labeld représentant en solution. (Gauche) Une surface a été préparé suivant le protocole dans cet article. (Moyen) Une surface était préparationrouge suivant le protocole dans cet article, mais piranha gravure a été sautés. (À droite) Une surface a été préparé suivant le protocole dans cet article et stocké pendant 3 mois à -20 ° C sous atmosphère d'azote. (B) les images CCD prises avec 10 nM Cy3 labeld représentant en solution. (Gauche) Une surface a été préparé suivant le protocole dans cet article. (À droite) Une surface a été préparé suivant le protocole dans cet article, mais le second tour de PEGylation a été ignorée. Barre d'échelle = 5 um.

Film 1: films CCD prises avec des protéines marquées par un colorant en solution. films CCD ont été prises par type prisme totale fluorescence à réflexion interne microscopie en utilisant un objectif 60x avec 10 nM Cy3 labeld représentant en solution. La résolution temporelle est de 100 ms. (A) Une surface a été préparé suivant le protocole de cet article. (B) Une surface a été préparé suivant le protocole dans cet article, mais le second tour de PEGyltion a été ignorée. Cliquez ici pour voir le film 1a et cliquez ici pour voir le film 1b.

Discussion

Les étapes critiques de ce protocole

Il est essentiel de faire la surface hydrophile avant la réaction amino-silanisation. Ceci a été réalisé grâce à la gravure de piranha qui génère des groupes hydroxyles libres sur une surface de verre / quartz. Il est recommandé de ne pas garder la surface gravée de piranha exposée sur H ₂ O ou de l'air pendant une longue période de temps depuis l'hydrophilie de la surface descend progressivement.

Les molécules de PEG NHS-ester sont réactifs. Il est conseillé de faire des aliquotes et stocker sous azote en -20 º C. La durée de conservation du produit chimique APTES à la température ambiante est faible. Il est conseillé de le remplacer par un nouveau chaque mois.

Modifications de ce protocole

Lorsque vous ne pouvez pas utiliser la gravure de piranha pour toute raison pratique, vous pouvez graver à l'aide de KOH pendant une longue période de temps (par exemple, overnight), qui fera également des groupes hydroxyles exposés. L'écueil de cette approche alternative est que la lame devient inutilisable après quelques recyclages en raison de fortes égratignures.

Il est souvent pratiqué pour brûler une surface de verre / quartz à l'aide chalumeau au propane, qui est efficace pour éliminer les matières organiques fluorescentes ^7. Cette procédure n'a pas été inclus dans ce protocole car il est redondant de la gravure de piranha. Notez que cette procédure sera potentiellement conduire à une oxydation des groupes hydroxyle. Par conséquent, cette procédure ne devrait pas être effectuée une fois par surface a été gravé en utilisant KOH ou solution piranha.

Quand un tampon avec un pH inférieur à 7 est utilisé pour l'imagerie de molécule unique, la conformation de PEG passe de "champignon" à "brosse", ce qui réduit le degré de passivation. Par conséquent, quand un pH inférieur à 7,0 est utilisé, il est recommandé en outre pour passiver la surface en utilisant le tartrate de disuccinimidyle ^7.

Perspectives

Ce travail a fourni un protocole robuste pour atteindre la surface de haute qualité passivation. Ce protocole sera utile pour les études de fluorescence d'une seule molécule qui sont impliqués dans ¹⁴ des protéines ainsi que des complexes de protéines à l'intérieur des extraits cellulaires et les immunoprécipités ^15. Il sera largement utilisé pour d'autres techniques d'une seule molécule comme la spectroscopie de force et de spectroscopie de couple ^16. Il sera également utile pour la prévention de l'adsorption des cellules sur une surface ^17.

Le protocole prévu dans ce travail est exigeant pour ses procédures en plusieurs étapes. passivation de surface en utilisant des lipides-PEG ⁸ et poly-lysine PEG ⁹ sont disponibles comme une approche alternative. Depuis, ils ne nécessitent pas de réactions chimiques, il est facile à mettre en œuvre. Cependant, le degré de passivation n'est pas aussi élevée que celle obtenue par l'intermédiaire chimique modification d'une surface.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
1. Préparation et nettoyage des lames
acétone	Sigma	32201	1 L
Coverslips	VWR	631-0136 631-0144 631-0147	24 x 32 mm2, 22 x 40 mm2, 24 x 50 mm2 ( N°1½ ;, Rectangulaire)
Forets diamantés	MTN-Giethoorn, Pays-Bas	LA-0564-00DB	3/4 mm
Duran	Slide Holder LGS, Pays-Bas	213170003
Plats de coloration en verre	Fisher Scientific	300101
H2O2	Boom	6233905	1 L, peroxyde d’hydrogène 30 %. Les bouteilles ouvertes doivent être conservées à 4 °C.
H2SO4	Boom	80900627.9010	Acide sulfurique 95-98 %
KOH	Sigma	30603	Hydroxyde de potassium
Méthanol	Sigma	32213	1 L
Sonicator	Branson		Nettoyeur à ultrasons de table, 3510
Lames de quartz	Finkenbeiner		1 » x 3 », 1 mm d’épaisseur
2. Nettoyage de lamelles
Duran slide holder	LGS, Pays-Bas	213170003
KOH	Sigma	30603	Sonicator à hydroxyde de potassium
	Branson		Nettoyeur à ultrasons de table, 3510
3. Amino-silanisation des lames et lamelles
Acide acétique	Sigma	320099-500ML	Acide acétique, glacial
APTES	Sigma-Aldrich	281778-100ML	3-aminopropyl trimethoxysilane. Conserver à température ambiante sous N2. Remplacez-le une fois par mois.
Flacon (200 ml)	VWR	(200 ml)	Flacon en pyrex. Ayez un flacon dédié à l’aminosilanisation.
Méthanol	Sigma	32213	1 L
Sonicator	Branson		Nettoyeur à ultrasons de table, 3510
4. Passivation de surface à l’aide d’un polymère (premier tour)
Biotine-mPEG	Laysan Bio	Biotin-PEG-SVA-5000-100mg	Biotin-PEG-SVA, MW 5,000  ;Da. Stocker des aliquotes de 1-2 mg (assez pour 10 lames) à -20 ° ; C sous N2.
mPEG	Laysan Bio	MPEG-SVA-5000-1g	mPEG-succinimidyl valérate (SVA), MW 5 000 Da. Stocker des aliquotes de 80 mg (assez pour 10 lames) à -20 ° ; C sous N2.
Bicarbonate	de sodium Sigma	S6014-500G
5. Passivation de surface (le deuxième tour)
DMSO	Sigma-Aldrich	D8418-100ML	Dimethyl sulfoxide BioReagent, pour la biologie moléculaire, &ge ; 99,9 %
DST	Pierce	20589	Tartarate de disuccinimidyle
MS4-PEG	Pierce	22341	PEG court NHS-ester, MW 333 Da. Dissoudre 100 mg de MS4-PEG dans 1,1 ml de DMSO. Magasin 20 & micro ; l aliquotes à -20 ° ;C.
Bicarbonate	de sodium Sigma	S6014-500G
6. Assemblage d’une chambre microfluidique
ruban adhésif	Scotch		10 mm de large
Epoxy	Thorlabs	G14250	Devcon 5 minute epoxy
NaCl	Sigma-Aldrich	S9888-1 KG	Chlorure de sodium
Neutravidin	Pierce	31000	ImmunoPure NeutrAvidin Biotin-Binding protein. Stock en 5 mg/ml dans H2O à 4 ° ;C.
Streptavidin	Invitrogen	S-888	Stock 5 mg/ml en H2O ou T50 à 4 ° ;C.
Socle Trizma	Sigma-Aldrich	T1503-1 KG	Tris