L'utilisation croissante de poisson zèbre comme modèle animal nécessite le développement de méthodes efficaces pour la livraison de quantités connues de composés et des solutions. La procédure décrite ci-dessous permet de gavage pour l'administration orale de volumes précis de solution fiable, sûre et efficace pour le poisson zèbre adulte.
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Dans cet article
Résumé
Résumé
Le poisson zèbre est devenu un important modèle in vivo pour la recherche biomédicale. Des méthodes efficaces doivent être développées et utilisées pour délivrer des composés ou des agents dans les solutions pour la recherche scientifique. Les méthodes actuelles d'administration de composés oralement au poisson zèbre adultes sont inexacts en raison de la variabilité de la consommation volontaire par les poissons. Une procédure gavage a été développé pour fournir des quantités précises d'agents infectieux à poisson-zèbre pour l'étude dans la recherche biomédicale. Poisson zèbre adulte de plus de 6 mois ont été anesthésiés avec 150 mg / L de tampon MS-222 et gavées avec 5 pi de solution en utilisant un tube de l'implantation par cathéter flexible attaché à une coupe de pointe de l'aiguille de 22 G. Le tube flexible a été abaissé dans la cavité buccale du poisson zèbre jusqu'à ce que la pointe du tube étendue au-delà des branchies (environ 1 cm). La solution a ensuite été injecté lentement dans le tractus intestinal. Cette méthode a été efficace 88% du temps, avec des poissons récupération sans incident. Cetteprocédé est également efficace comme une personne peut gavage 20-30 poisson en une heure. Cette méthode peut être utilisée pour administrer précisément agents infectieux pour les études sur les maladies, ou des études d'autres composés chez le poisson zèbre adulte.
Introduction
Les méthodes actuelles d'administration de composés oralement au poisson zèbre comprennent des composés qui administrent top couché sur alimentation, mélangés à la ration de gélatine 1, bioencapsulated dans de la saumure de crevettes 2, mélangés avec lipidiques régimes encapsulées 3, cire perles de pulvérisation 4 et via des régimes à base de gluten. 5 Limites de ces modes d'administration par voie orale comprennent les taux de lessivage élevés et la consommation incomplète ou imprévisible composé de poisson. Ces variables sont problématiques parce que dans les études sur les maladies infectieuses, sachant la dose infectieuse administré au poisson peut être critique pour le succès de l'étude. En outre, des travaux antérieurs ont montré que certains composés administrés dans des bains d'eau causent lésion toxique pour les poisson-zèbre branchies avant que les effets intestinaux qui peuvent être à l'étude se produisent. 6
Gavage est une méthode standard utilisée pour d'autres espèces d'animaux de laboratoire à administrer des quantités précises d'un produit avec akconcentration de nown pour l'étude de la recherche biomédicale et pharmaceutique. C'est seulement récemment que des méthodes de gavage poisson zèbre été décrits dans la littérature. Une technique décrite est une méthode de deux personnes à l'aide d'une gaine de cathéter 24 G attaché à une pipette ul 2-20 de livrer 5 pi de solution. 7 La méthode décrite a eu un taux de mortalité de 8,7% et de 39% sur le premier et le second procès, respectivement, plus de la mortalité a été attribuée à des femelles gravides. La seconde technique gavage décrit les seringues usagées gavage épointées à administrer 5 pi de solution à medakas (Oryzias latipes). 8 Information sur la mortalité n'a pas été fourni et le processus exact d'effectuer le gavage n'a pas été décrite. Selon le Conseil canadien de protection des animaux et le poisson zèbre laboratoire, jusqu'à 1% du poids du corps du poisson peut être administré par gavage. 9,10 Notre objectif était de développer une méthode reproductible, sûre et efficace de livrer des volumes précis de comlivres par voie orale pour le poisson zèbre adulte des deux sexes et à tous les stades de la reproduction. Cette procédure serait applicable pour toute étude dans laquelle l'administration orale d'un composé précis est nécessaire.
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Protocole
1. Préparation de la solution anesthésique
- Préparer une solution de 150 mg / L de MS-222 dans de l'eau du système soit à partir d'une solution mère ou de la forme pulvérulente.
- Vérifier le pH à l'aide d'un pH-mètre.
- Tampon avec du bicarbonate de sodium que nécessaire jusqu'à ce que le pH est compris entre 7-7,5.
- Préparer un réservoir d'eau de système libre de MS-222 pour le poisson à récupérer po Le temps de récupération est généralement inférieur à 1 min.
2. Préparation de l'appareil Gavage
- Couper le 22-G implantation tuyau transparent à un peu plus de longueur approximative de la bouche à l'ampoule intestinal des poissons. Initialement, nous vous suggérons d'anesthésier un poisson pour chaque nouveau groupe étant utilisée pour obtenir la meilleure estimation de la longueur nécessaire.
- Poussez le tuyau d'implantation claire coupée sur la ½ pouces 22-G aiguille jusqu'à ce qu'il soit sûr et il n'ya aucun risque de détachement. Si un 22-C ½ aiguille n'est pas disponible, couper une aiguille plus longue pour appenvi ron cette longueur.
- Une fois terminé, le tube de l'implantation du cathéter doit dépasser environ 1 cm de la pointe de l'aiguille, ou moins si le poisson est plus petit.
- Fixez le moyeu de l'aiguille 22 G pour un luerlok seringue de 1 cc.
3. Préparation pour Gavage
- Coupez une rainure dans une éponge avec une lame de scalpel.
- Tremper l'éponge dans l'eau du système libre de MS-222.
- Placez l'éponge humide sur une surface plane.
- Dresser la solution ul appropriée 5 pour gavage dans le tube de cathéter 22-G et une seringue de 1 cc.
4. Anesthésie et Gavage
- Rapide du poisson pendant au moins 24 heures avant la procédure.
- Placer le poisson dans la solution MS-222 jusqu'à ce qu'il perde son réflexe de redressement, et ne répond pas à une fin pincement de la queue, mais maintient mouvement operculaire. Cela prend habituellement environ 2-3 min.
- Retirer le poisson de la solution anesthésique et le placer dansla rainure dans l'éponge avec la tête légèrement en saillie à partir de l'éponge, mais les ouïes couvertes par l'éponge.
- Déplacer l'éponge dans une position verticale.
- Ouvrir la bouche du poisson zèbre en utilisant le tube de cathéter 22-G.
- Insérez délicatement le tube jusqu'à ce que la pointe est passé des branchies (environ 1 cm ou la longueur de la tubulure). Le tube d'implantation devrait pas avoir besoin d'être forcé. Résistance suggère le tube peut être frapper la voûte maillants ou de coeur.
- En cas de résistance, retirer doucement, repositionner et essayer à nouveau.
- Injecter le matériau lentement.
- Alors que l'injection, assurez-vous que la solution ne se termine pas par les branchies ou la bouche.
- Retirer le poisson de l'éponge et le placer dans le bac de récupération.
- La guérison se fait généralement en moins de 1 min et est indiqué par le poisson qui nage debout et maintenir l'équilibre.
- Surveiller poisson pour régurgitation comme indiqué en visualisant le poisson expulsant activement material de sa bouche, ou pas de mouvement operculaire.
- Les poissons peuvent être renvoyés dans leur réservoir ordinaire une fois qu'ils ont récupéré.
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Résultats
Les deux sexes de poissons, y compris les femelles gravides ont été gavés avec succès (Figure 1). Une procédure succès prend moins d'une minute sans liquide vu sortant des ouïes ou la bouche. Le tube pénètre facilement, sans force, sans artérielle observée lors du retrait du cathéter. La procédure est rapide, ce qui nécessite environ 10 min de gavage de 3 à 4 poissons, avec une moyenne de 30-45 secondes par poisson.
Le poisson zèbre ne doit pas être par gavage avec plus ...
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Discussion
Importance
Cette technique est une amélioration et offre plusieurs avantages par rapport aux deux techniques décrites précédemment pour gavage poisson zèbre adulte. Tout d'abord, l'utilisation d'une éponge pour retenir le poisson permet à une personne d'effectuer la procédure, par opposition à une technique décrite précédemment nécessitant deux personnes. 7 Deuxièmement, les tubes de l'implantation par cathéter est plus souple que cathéters intraveineux, ce qui pe...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs déclarent qu'ils n'ont aucun intérêt financier concurrents.
Remerciements
Le Centre universitaire de Bioscience comparatif Rockefeller apporté son soutien à ce projet. Nous remercions Monnas Janelle pour l'assistance technique.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Equipment | |||
| A éponge | |||
| 1-cc luer lock seringue | Becton Dickinson Co | ||
| 22-G Micro-Renathane Implantation tubing (cut) | Braintree Scientific, Inc. | ||
| 1 aiguille 22-G (coupée, si nécessaire) | Becton Dickinson Co | ||
| pH mètre Sonde | |||
| 1 lame | |||
| [en-tête] | |||
| Reagent/Material | |||
| MS-222 (Finquel) | Argent Laboratories | ||
Références
- Royes, J. -A. B., Chapman, F. Preparing Your Own Fish Feeds. , Department of Fisheries and Aquatic Sciences, Florida Cooperative Extension Service, Insitute of Food and Agricultural Sciences, University of Florida. (2009).
- Gomez-Gil, B., Cabanillas-Ramos, J., Paez-Brambila, A., Roque, A. Standardization of the bioencapsulation of enrofloxacin and oxytetracycline in Artemia fransciscana Kellogg. Aquaculture. 196, 1-12 (1906).
- Langdon, C. Microparticle types for delivering nutrients to marine fish larvae. Aquaculture. 227, 259-275 (2003).
- Langdon, C., Nordgreen, A., Hawkyard, M., Hamre, K. Evaluation of wax spray beads for delivery of low-molecular weight, water soluble nutrients and antibiotics to Artemia. Aquaculture. 284, 151-158 (2008).
- Zang, L., Morikane, D., Shimada, Y., Tanaka, T., Nishimura, N. A Novel Protocol for the Oral Administration of Test Chemicals to Adult Zebrafish. Zebrafish. 8, 203-210 (2011).
- Goldsmith, J. R., Jobin, C. Think Small: Zebrafish as a Model System of Human pathology. Journal of Biomedicine and Biotechnology. , (2012).
- Tysnes, K. R., Jorgensen, A., Poppe, T., Midtlyng, P. J., Robertson, L. J. Preliminary expermients on use of zebrafish as a laboratory model for Giardia duodenalis infection. Acta Parasitologica. 57, 1-6 (2012).
- Marie, B., Huet, H., et al. Effects of a toxic cyanobacterial bloom (Planktothris agardhii) on fish: Insights from histopathological and quantitative proteomic assessments following the oral exposure of medaka fish (Oryzias latipes). Aquatic Toxicology. 114-115, 39-48 (2012).
- Canadian Council on Animal Care. CCAC guidelines on: the care and use of fish in research, teaching and testing. , CCAC. Ottawa, Ontario, Canada. (2005).
- Harper, C., Lawrence, C. The Laboratory Zebrafish. , CRC Press. Boca Raton, Florida, USA. (2011).
- De Tolla, L. J., Srinivas, S., et al. Guidelines for the Care and Use of Fish in Research. ILAR Journal. 37 (4), (1995).
- Topic Popovic, N., Strunjak-Perovic, I., et al. Tricaine methane-sulfonate (MS-222) application in fish anaesthesia. Journal of Applied Ichthyology. 28, 553-564 (2012).
- Field, H. A., Kelley, K. A., Martell, L., Goldstein, A. M., Serluca, F. C. Analysis of gastrointestinal physiology using a novel intestinal transit assay in zebrafish. Neurogastroenterology & Motility. 21, 304-312 (2009).
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Réimpressions et autorisations
