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Article de méthode

La durée du repas comme mesure des réponses nociceptives orofaciales chez les rongeurs

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DOI :

10.3791/50745

⸱

10 janvier 2014

 , 
1Department of Biomedical Sciences, Texas A&M University Baylor College of Dentistry

Dans cet article

Résumé

Un allongement de la durée du repas représente un comportement nociceptif orofacial chez les rongeurs similaire au comportement de garde des humains souffrant de douleur orofaciale. Manger est un comportement qui ne nécessite aucune formation ou manipulation animale, nécessite une participation corticale et n’est pas en concurrence avec d’autres comportements induits expérimentalement, distinguant ce test des mesures réflexes ou opérantes alternatives.

Résumé

Un allongement de la durée du repas peut être utilisé pour mesurer une augmentation de l’hyperalgésie mécanique orofaciale ayant des similitudes avec le comportement de protection des humains avec douleur orofaciale. Pour mesurer la durée des repas, les rats non retenus sont continuellement maintenus dans des modules d’alimentation informatisés et atténués pendant des jours à des semaines pour enregistrer le comportement alimentaire. Ces chambres à atténuation du son sont équipées de distributeurs de granulés chow. Le distributeur a une auge de granulés avec un photobeam placé au fond de l’auge et lorsqu’un rongeur retire un granulé de l’auge d’alimentation, ce faisceau n’est plus bloqué, signalant à l’ordinateur de laisser tomber un autre granulé. L’ordinateur enregistre la date et l’heure où les granulés ont été prélevés dans l’auge et à partir de ces données, l’expérimentateur peut calculer les paramètres de la farine. Lors du calcul des paramètres de repas, un repas a été défini sur la base de travaux antérieurs et a été fixé à 10 min (en d’autres termes, lorsque l’animal ne mange pas pendant 10 min, ce serait la fin de la farine de l’animal), la taille minimale du repas a également été fixée à 3 granulés. La durée du repas, le numéro de repas, l’apport alimentaire, la taille du repas et l’intervalle entre les repas peuvent ensuite être calculés par le logiciel pour toute période de temps que l’opérateur souhaite. Parmi les paramètres d’alimentation qui peuvent être calculés, la durée du repas s’est avérée être un marqueur biologique non invasif continu de la nociception orofaciale chez les rats et souris mâles et les rats femelles. Les mesures de durée des repas sont quantitatives, ne nécessitent aucune formation ou manipulation animale, nécessitent une participation corticale et ne sont pas en concurrence avec d’autres comportements induits expérimentalement. Ces facteurs distinguent ce dosage d’autres méthodes opératoires ou réflexes d’enregistrement de la nociception orofaciale.

Introduction

Des modèles animaux ont été utilisés pour étudier la douleur et la nociception associées aux dommages oro-aciaux et/ou à l’inflammation1,2, mais l’absence de modèles animaux appropriés entraîne une compréhension incomplète des mécanismes. Bien que les modèles actuels nous aident à comprendre divers mécanismes impliqués dans la douleur oro-faciale aiguë et chronique, ces modèles animaux présentent des forces et des faiblesses.

De nombreux modèles mesurent les réponses nociceptives comportementales pendant de courtes durées. Le toilettage du visage est une réponse comportementale connue suite à une constriction des nerfs faciaux3. D’autres études ont mesuré le frottement du visage avec l’avant ipsilatéral ou l’arrière-train, ainsi que le bronchage de la tête après l’administration d’injections de forine dans l’articulation temporo-mandibulaire (ATM) ou la lèvre4-7. Les latences de retrait de la tête sont un autre modèle de mesure du comportement nociceptif où un analgésiomètre à feuillet de queue modifié est utilisé pour quantifier la réponse nociceptive(c’est-à-dire le retrait de la tête) après application de chaleur sur le coussinet de vibrisses rasées d’un rat8. L’activité musculaire digastrique et massétère a également été enregistrée comme corrélat de la douleur après des injections de glutamate dans l’ATM9. Une autre étude a mesuré les changements dans les paramètres de sommeil pour évaluer les réponses nociceptives chez les rats mâles et femelles avec une ATM enflammée, ces paramètres comprenaient la latence du sommeil, le mouvement oculaire rapide (REM), le pourcentage de sommeil non paradoxal et le pourcentage de sommeil paradoxal10. La plupart des modèles animaux qui mesurent les réponses nociceptives comportementales utilisent un court laps de temps, c’est-à-dire des minutes à des heures par jour11-14. En outre, la plupart des tests de modèles animaux ont lieu pendant la phase légère et chez un animal nocturne, comme un rat, cela peut provoquer un stress qui peut confondre les résultats nociceptifs15-18. Les tests ci-dessus mesurent la réponse nociceptive dans des conditions orofaciales variables mais pour une courte durée et ne peuvent donc être utilisés que pour étudier les troubles aigus. Un test alternatif a utilisé l’expression faciale comme mesure de la nociception de durée modérée, mais cette méthodologie peut être subjective19.

Pour évaluer la nociception orofaciale persistante ou chronique, certains ont utilisé l’application d’un filament de von Frey à la surface de la peau pour évaluer la sensibilité mécanique des animaux soumis à une constriction nerveuse ou à une inflammation de l’ATM3,20. Liverman et coll. 2009 ont mesuré les réponses de sevrage à l’aide de monofilaments classés à la suite d’injections de CFA dans le muscle masster de rats 21,22. Yamazaki et coll. (2008) ont injecté à l’ATM du CFA, puis, pendant 14 jours, des comportements nociceptifs quantifiés à la stimulation mécanique ou thermique ou froide appliquée sur la région de l’ATM. Malheureusement, ces tests comportementaux nociceptifs impliquent la contention animale, qui produisent des hormones de stress, l’apprentissage ou des comportements alternatifs qui peuvent interférer avec les résultats mesurés.

Les modèles pour mesurer la nociception dans les dents utilisent le réflexe d’ouverture de la mâchoire mais cette méthode peut être peu fiable23 ou imprécise24. L’activité électromyographique a été utilisée pour mesurer la nociception dentaire25, mais cette méthode exige généralement que l’animal soit inconscient, bien que dans une étude, la nociception dentaire ait été étudiée chez des rats en mouvementlibre 26. En 2008, Khan a étudié la relation entre la nociception dentaire et la fonction masticatoire à l’aide d’une jauge de contrainte sensible27, mais ce modèle de durée de morsure nécessite de retenir l’animal de l’activité normale 28. La force de morsure est une mesure fiable de la douleur dentaire chez l’homme, mais parce que les rats ont besoin de formation et / ou de retenue pour mesurer la force de morsure, une source de stress est introduite qui peut produire des résultats avec une signification physiologique douteuse29-31

Certaines limites de la contention et du stress peuvent être surmontées en utilisant une conception opérante pour évaluer les comportements nociceptifs. Un modèle opérationnel utilise l’évitement d’une température inconfortable pour évaluer et caractériser la nociception orofaciale32-35. Ce modèle récompense-conflit est basé sur une récompense de lait sucré pour inciter le rongeur à positionner volontairement son visage contre une sonde thermique chauffée ou refroidie34,36. Cependant, le test nécessite une formation des animaux, mais l’une des forces du test est que les données sont collectées de manière automatisée.

Encore un autre modèle animal a employé le dysfonctionnement rongeant nociception-induit comme index de nociception orofacial37. Cependant, le rongeur est confiné dans un tube et sa seule échappatoire est de ronger à travers une cheville pour sortir. Un avantage de ce modèle est qu’il mesure la fonction de la mâchoire après une blessure aiguë ou chronique à la mâchoire chez la souris. Cependant, le rongeur est confiné, ce qui ajoute un comportement concurrent alternatif confondant, c’est-à-dire une évasion, ce qui serait stressant et pourrait donc influencer les résultats du test de nociception.

La durée des repas a été utilisée pour mesurer la nociception chez les animaux atteints d’arthrite de l’ATM38-41,l’exposition à la pulpe dentaire42et les lésions musculaires43. Un rongeur qui a éprouvé la nociception orofaciale a mangé plus lentement après que l’animal ait initié un repas. Les patients souffrant de douleurs à l’ATM prennent également plus de temps à mâcher leur nourriture et la durée du cycle raccourcit lorsque la douleur de l’ATM est diminuéede 44 à 46. L’allongement de la durée du repas lorsque la douleur de l’ATM est présente devrait être un « comportement de protection », défini opérationnellement comme un comportement nociceptif47.

La durée du repas mesure la nociception de l’ATM à l’aide d’une méthode non invasive jusqu’à 19 jours chez les rats mâles et femelles et 6 jours (période la plus longue testée) chez les souris mâles et pourrait être décrite comme un marqueur biologique de la nociception38-41. À l’appui que la durée du repas mesure les réponses nociceptives, la nociception peut être réduite par une intervention pharmacologique, ce qui fait revenir la durée de la farine de l’animal à la normale38,40,41. Cela a également été confirmé lorsque les neurones nociceptifs ont été détruits à l’aide de la capsaïcine; après destruction de nerf la durée de farine d’animaux n’a pas été augmentée après injection de CFA dans le TMJ 40.

Vous trouverez ci-dessous le protocole sur la façon d’obtenir et d’analyser statistiquement les données sur la durée des repas.

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Protocole

Dans ce modèle, les rats ou les souris ont reçu de la nourriture et de l’eau ad libitum. Le Texas A&M University Baylor College of Dentistry Institutional Animal Care and Use Committee a approuvé tous les protocoles expérimentaux. Ci-dessous les paramètres spécifiques sont indiqués en italique et sont utilisés spécifiquement pour le modèle d’arthrite de l’ATM chez le rat. Les souris peuvent également être utilisées dans ce modèle et des modèles animaux alternatifs de douleur dentaire et de douleur oro-faciale myogénique peuvent également être utilisés42,43.

1. Paramètres du logiciel

  1. Chargez le logiciel Animal Monitor pour les unités d’alimentation sur l’ordinateur.
  2. Le logiciel Animals Monitor est maintenant ouvert en cliquant sur l’icône et sous la sélection du menu Fichier, choisissez l’option déroulante « configuration ».
  3. Dans la fenêtre « Animal Monitor Configuration », décochez la case intitulée « Pellet Delivered Input » (Entrée de la pastille fournie)(Figure 1A).
    Remarque: Cette case est habituellement cochée à l’usine par défaut. Désélectionnez cette option. Une fois que l’investigateur désélectionne cette option, les résultats sont enregistrés en envoyant une pastille de l’auge plutôt qu’en la distribuant.
    Remarque : Lorsque la case « Nommage automatique des fichiers » est cochée, le logiciel nomme automatiquement les fichiers(Figure 1A). Cette case est généralement cochée à l’usine par défaut.
  4. Réglez les voyants de la minuterie pour qu’ils s’allument à 06h00 (6h00) et s’éteignent à 20h00 (20h00).
    Remarque: le matériel pour les unités de alimentation a été modifié de sorte que les lumières dans les boîtes ne sont pas contrôlées par le logiciel, mais sont câblées à la place à une minuterie isolée de 24 heures. Ainsi, la « Lumière maison » indiquée sur le logiciel de configuration n’était pas fonctionnelle dans ces exemples.
  5. Sélectionnez le menu déroulant Modifier et choisissez Expérimenter. Une fenêtre dont le titre est « Case 01 - » s’affiche(Figure 1B).
  6. Entrez le nom de fichier sous lequel les données seront enregistrées dans cette fenêtre.
    Remarque: si aucun nom de fichier n’est entré, les fichiers de données seront automatiquement nommés par le logiciel. Les détails de l’expérience peuvent être ajoutés dans cette fenêtre et enregistrés avec les fichiers de données. Les informations de la fenêtre peuvent également être enregistrées et utilisées pour des expériences ultérieures.
  7. Entrez un nombre supérieur à la durée totale de l’expérience dans la zone de saisie intitulée « Durée de l’expérience (jours) : ».
    Remarque: Cela garantira que le logiciel enregistre les données jusqu’à ce que l’expérience soit terminée, une erreur peut être de définir cette valeur trop courte, ce qui empêchera le logiciel d’enregistrer les données même si les animaux sont toujours dans les modules d’alimentation.
  8. Inscrivez 24 dans la case de saisie intitulée « Nombre d’heures par jour ».
    Remarque: la longueur peut être modifiée selon les spécifications de l’expérimentateur.
  9. Inscrivez 10 dans la case intitulée « Critères de fin de la période de repas (min) : »
    Remarque : pour les rats, un repas a été défini à l’aide d’un critère de fin de repas de 10 minutes basé sur des études antérieures48 (c’est-à-dire qu’un repas a été mis entre parenthèses avant et après par une période de 10 minutes sans granulés) et la taille minimale du repas a été fixée à trois boulettes par repas dans ce progiciel.
  10. Inscrivez 45 dans la case intitulée « Granulés (mg)». Si un individu voulait utiliser des souris entrée 20 dans cette fenêtre.
  11. Pour les rats, ajoutez 45 granulés de rongeurs de chow mg à la trémie du distributeur d’alimentation.
    Remarque: pour les souris, ajoutez 20 granulés de chow de rongeurs mg à la trémie de chow.
  12. Dans la section « Phase » de la fenêtre Expérience, entrez le terme Jour dans le champ « Nom » et dans le champ « Nombre d’heures », tapez 24(Figure 1B).
    Remarque: sous la section « Phase », il y a deux grands champsouverts. Le premier grand champ ouvert sera rempli par le texte entré dans les champs précédents « Phase » et « Nom ».
  13. Le prochain grand champ ouvert aura l’en-tête « Phase du jour » Entrez dans le champ intitulé « Nom » le mot Lumière et entrez dans le champ intitulé « Pourcentage » le nombre 60.
    Remarque: ce texte entré remplira le grand champ ci-dessous.
  14. Ensuite, entrez dans le champ intitulé « Nom » le mot Sombre et entrez dans le champ intitulé « Pourcentage » le nombre 40. Remarque: avec ces entrées, 60% de la journée sera attribuée à la phase de lumière et 40% sera attribuée à la phase sombre. Lorsque le logiciel calcule les habitudes de repas, ces informations seront utilisées. Ces paramètres typiques pour le cyclisme des animaux femelles qui sont maintenus sur un cycle lumière / obscurité 14:10.
  15. Sélectionnez le bouton « Définir toutes les boîtes comme celle-ci ». Enregistrez ces informations, puis appuyez sur OK.
  16. L’écran « Boîtes de démarrage » apparaît, sélectionnez les chargeurs à activer et appuyez sur OK(Figure 1C).
  17. Ensuite, les fenêtres d’exécution de l’Animal Monitor s’affichent avec les données de modèle de repas(Figure 1D).
    Remarque : Surveillez et enregistrez le « nombre de boulettes distribuées » à partir de cette fenêtre pour déterminer l’état actuel du rat. Un rat mâle en bonne santé pesant environ 300 g mangera généralement entre 300-800 45 mg de granulés par jour.
  18. Les fichiers sont générés quotidiennement et automatiquement enregistrés qui ont un fichier . CSV extension. Ouvrez ces fichiers pour récupérer des données sur les modèles de repas telles que l’apport alimentaire, le numéro de repas, la durée du repas, la taille du repas ou l’intervalle entre les mois. Les intervalles pour ces habitudes de repas peuvent être calculés pour toute la journée ou pour une phase de la journée telle que la phase sombre et claire. Comme indiqué ci-dessus, les paramètres sont pour un cycle lumière / obscurité 14: 10. Les données brutes du moment où chaque pastille a été retirée de l’auge sont également enregistrées comme brutes. FICHIER CSV.
    Remarque: Dans les anciennes versions du logiciel, une taille de repas minimale de 3 pastilles n’est pas utilisée dans les calculs pour générer le fichier . FICHIER CSV.  De plus, pour obtenir la durée moyenne du repas à l’aide de l’ancien logiciel, vous devez soustraire 10 min des valeurs de la colonne Durée moyenne du repas du fichier . FICHIER CSV.
    Lorsque le logiciel fonctionne, l’opérateur peut sélectionner manuellement l’option de menu déroulant du fichier et sélectionner quotidiennement « enregistrer les données brutes ». Cela permettra d’économiser les données brutes pour une période de 24 heures plutôt que pour l’ensemble de l’expérience. Ces données brutes peuvent être traitées par un logiciel alternatif à la discrétion de l’utilisateur.
    Remarque: dans les résultats présentés, nous avons utilisé un logiciel alternatif pour inclure une taille de repas minimale de 3 granulés.

2. Analyse de la durée des repas

  1. Placez les rats individuels dans les chambres à atténuation du son équipées de chargeurs de granulés activés par ordinateur par photobeam.
    Remarque: dans ces unités d’alimentation, il y a des bouteilles d’eau graduées et des bacs à déchets dans lesquels une feuille de papier absorbant épais est placée. Dans la trémie du distributeur d’alimentation, 45 mg de granulés de chow pour rongeurs peuvent être ajoutés pour les rats ou 20 mg de granulés de chow de rongeurs peuvent être ajoutés pour les souris. Les granulés de Chow sont distribués dans une mangeoire en forme de V et au fond de cette auge se trouve un photobeam. Une pastille distribuée dans l’auge sera détectée en cassant cette photofam. Une fois qu’un rat a retiré cette pastille de l’auge d’alimentation, la photofam est restaurée et cela signale à l’ordinateur de laisser tomber une autre pastille. La restauration du photobeam déclenche également l’enregistrement par l’ordinateur de la date et de l’heure et conserve un décompte courant des pastilles distribuées. Ce décompte des granulés est ensuite analysé pour déterminer l’apport alimentaire, le nombre de repas, la durée du repas, la taille du repas ou l’intervalle entre les farines pendant n’importe quelle partie de la journée à l’aide du logiciel Med Assoc. Inc. Encore une fois le brut . Fichier de données CSV peut être analysé par un logiciel externe39,40,49-51.
  2. Consigner le nombre total de granulés consommés, la quantité d’eau consommée et le poids des animaux pour discerner la santé générale des rats pendant l’expérimentation.
  3. Rincez les bouteilles d’eau et remplissez-les quotidiennement d’eau douce et ajoutez du chow à la trémie d’alimentation au besoin.
  4. Déversez quotidiennement le bac à déchets et le papier absorbant épais sous la cage et soufflez quotidiennement la poussière provenant du déplacement d’une partie du chargeur à l’aide d’air à haute pression.
    Remarque : L’équipement de protection individuelle(p. ex. blouses, gants, masques et masques) est requis.
  5. Retirez les planchers, les bacs à déchets et les bouteilles d’eau une fois l’expérience terminée et lavez ces composants. Retirez également l’électronique d’alimentation du lavage de cage à la main ou dans un lave-vaisselle.

3. Induction de l’arthrite de l’ATM

  1. Placez les animaux dans les mangeoires au moins 4 jours avant l’expérimentation.
    Remarque: ces données seront rapportées en pré-jours pour obtenir un comportement d’alimentation de base. Ensuite, les animaux sont retirés de la mangeoire pour le traitement. Un type de traitement était d’induire un TMJ arthritique. Pour ce modèle, les rats sont injectés avec l’adjuvant complet de Freund (CFA) à 08h00(c’est-à-dire début de la phase légère) après que les rats ont été anesthésiés avec de l’isoflurane (débit de 5%).
  2. Injecter 250 mg de CFA dans 50 L bilatéralement dans l’espace périarticulaire de chaque ATM.
    Remarque : dans l’exemple(figure 2),250 mg de CFA dans 50 L ont été injectés dans chaque ATM, mais des doses aussi faibles que 10 mg dans des volumes aussi petits que 15 μl sont efficaces sur des périodes de temps plus courtes52.
  3. Injectez aux rats témoins l’ATM avec 50 L de solution saline à 0,9 %. Remarque: tous les animaux étaient mobiles dans un délai de 5 minutes ou moins après induction de l’anesthésie. Dans le cas où une plus petite dose de CFA est administrée dans un volume moindre, les rats témoins recevraient ce même volume de solution saline.

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Résultats

La durée des repas est un corrélat comportemental de la douleur oro-faciale et des mesures de la durée des repas ont été appliquées aux animaux atteints d’arthrite de l’ATM(figure 2)et de carie dentaire(figure 3). Dans une expérience, des rats ont eu l’arthrite d’ATM après avoir administré une dose élevée de 250 mg de CFA et ce traitement a induit une augmentation significative de la durée des repas pendant 19 jours (Figure 2). Une dose plus faible de CFA (mg 10) injecté...

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Discussion

Les patients atteints d’ATM souffrant de douleur orofaciale signalent une douleur accrue avec un temps de mastication accru, de sorte que le cycle de mastication s’allonge plus la personne mâche45,53-56. Notre test comportemental permet des tests similaires chez les rats et les souris lors de la mesure de la durée du repas39. Une étude récente non publiée a suggéré que l’essai de filament de von Frey ait eu une plus grande sensibilité que des mesures de durée de repas, montrant un changement signifi...

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Déclarations de divulgation

Il n’y a rien à divulguer.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Logiciel de surveillance animaleMed Assoc. IncSOF-710East Fairfield, VT
Granulés de précision sans poussière, rongeurs, à base de céréales  ;Bio-ServF0165Granulés de 45 mg, 50 000/boîte
Granulés de précision sans poussière, rongeurs, à base de céréalesBio-ServFO16320 mg granulés
Complete Freund’s AdjuvantChondrex, Inc.7001Aucun loger ne fournit la concentration de 5 mg/ml. Peut utiliser l’EGF d’autres sources, à condition que l’enquêteur utilise constamment cette source
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