L'isolement et la différenciation Th17 de Naïve CD4 des lymphocytes T

Lymphocytes T CD4 + (cellules T) jouent un rôle critique dans la défense immunitaire à médiation par le système contre les micro-organismes infectieux. A l'inverse, les cellules T sont également intimement associés à l'apparition et la progression des maladies auto-immunes telles que le diabète de type 1, le lupus érythémateux disséminé et l'arthrite rhumatoïde. Lymphocytes T CD4 + sont activées par une combinaison de récepteurs des cellules T (TCR) des interactions avec un antigène apparenté / complexe majeur d'histocompatibilité (CMH II) II des molécules, et des interactions récepteur CD28 avec des ligands B7.1/B7.2 ^15. En plus de la fourniture de la stimulation du TCR et CD28 co-stimulation, les cellules présentatrices d'antigènes offrent également un environnement de cytokines, ce qui détermine l'état du lymphocyte T de différenciation, en dirigeant ainsi la réponse du lymphocyte T à l'antigène donné. Interactions pathogène distincte / cellule présentatrice d'antigène de créer des environnements de cytokines distinctes, qui Skew lymphocytes T vers le bas voies distinctes axées sur la elimination de l'agent pathogène initiateur. Malheureusement, T voies effectrices des lymphocytes, à l'origine destinées à éliminer les pathogènes envahisseurs, peuvent être à tort dirigés contre des auto-tissus ^15. Par conséquent, une meilleure compréhension de l'état de différenciation de chaque sous-ensemble distinct de cellules T CD4 + est essentielle pour notre compréhension de la façon de moduler l'équilibre entre l'élimination des agents pathogènes et la tolérance à l'auto.

En plus de la Th1, Th2, et des voies de différenciation des cellules T régulatrices inductibles, les lymphocytes T naïfs peuvent également être entraînés par des cytokines en bas de la voie Th17. Considérant que les cellules Th1 pathogènes intracellulaires combat, les cellules Th2 éliminer les agents pathogènes extracellulaires, et les lymphocytes T régulateurs (Tregs) minimiser les réactions inflammatoires ^{1, 16;} cellules Th17 jouent un rôle important dans l'élimination des bactéries et des champignons extracellulaires. cellules Th17 sont généralement désignés par l'expression du facteur de transcription spécifique de la lignée RORγT et la production d'IL-17A, ce qui favorise l'activation des macrophages et des ^{neutrophiles, 1 7.}

cellules Th17 ont été impliqués dans plusieurs maladies auto-immunes, et leurs modèles de rongeurs associés. Par exemple, il a été démontré que l'IL-23 (qui est nécessaire pour maintenir le phénotype Th17), mais pas d'IL-12, était le coupable central dans l'encéphalite auto-immune expérimentale (EAE), le modèle de rongeur de la maladie de sclérose en plaques. Il a été montré par la suite que la réduction de la production d'IL-17 sont corrélées à la prévention EAE ^{2, 6, 17.} De plus, les cellules Th17 ont été associés à d'autres maladies auto-immunes comme l'arthrite et le lupus érythémateux disséminé (SLE) ^{10, 16.} IL-23 p19 déficientes ^{- / -} les souris se sont révélés avoir de très faibles nombres de cellules Th17, et sont résistants au développement de l'EAE, non seulement, mais également d'arthrite induite par le collagène, un modèle pour la polyarthrite rhumatoïde ^{10, 18.} En outre, les souris traitées avec des anticorps neutralisants de l'IL-17A à l'arrièreer l'apparition de l'arthrite induite par le collagène ont également été trouvés à avoir une résolution de l'atteinte articulaire ^18. Il convient de noter que le rôle des cellules Th17 dans la progression de la maladie auto-immune reste à caractériser la recherche récente a également montré un rôle protecteur des cellules Th17 dans diabète de type 1 ^{9, 11} et ¹⁴ de l'inflammation intestinale. Ces études confirment l'importance de la différenciation Th17 dans l'auto-immunité.

Dans la différenciation Th17 vitro est une méthode nécessaire à la recherche sur les cellules T, car il ya au moins deux questions troublantes qui nécessitent une enquête plus approfondie: 1) Comment fonctionne exactement IL-6 régulent l'équilibre entre Treg et la différenciation Th17, et 2) Quels sont les mécanismes exacts derrière l'IL-17 induit-troubles inflammatoires? Notre procédé utilise des cellules CD4 + CD25-T à partir des rates et des ganglions lymphatiques de la souris C57BL / 6. Il est important de noter que bien qu'il soit possible d'induire la différenciation Th17 utilisant un impurpopulation, l'acquisition d'au moins une CD4 pur à 80% + population de cellules CD25-T nie toute inquiétude de contamination et garantit des résultats de différenciation Th17 plus de succès. Afin d'obtenir une différenciation adéquate Th17, les cellules CD4 + CD25-T sont incubées en présence d'anticorps anti-CD3 et anti-CD28, qui fournissent des signaux d'activation, 1 et 2, respectivement, et de l'IL-6, et TGF-β. Bien qu'il ait été rapporté que l'IL-23 seule peut être utilisé pour réaliser la différenciation Th17, il a ensuite été démontré que l'IL-23 est nécessaire pour la stabilité de la population de cellules Th17, mais IL-6 et le TGF-β sont essentiels pour la différenciation Th17 ^{3, 18, ​​19.} Des études murines ont montré que le récepteur de l'IL-23 est exprimé sur les cellules T CD4 + seulement après qu'ils ont été stimulées avec de l'IL-6 et le TGF-β ^{13, 18.} En outre, les cellules Th17 vont développer avec succès en présence d'IL-23-anticorps de blocage aussi longtemps que l'IL-6 et TGF-β sont présents ^{18, 19.} En tant que tel, cette différenciation Th17 protocole provIDES les conditions appropriées avec succès pour induire la différenciation Th17. Développement d'une meilleure compréhension des mécanismes qui sous-tendent la différenciation Th17 et IL-17 production présenter l'opportunité pour le développement de meilleurs traitements visant à les troubles auto-immunes ^13.

Toute utilisation des animaux a été effectuée conformément aux protocoles approuvés par le Comité institutionnel de protection et d'utilisation des animaux.

Une. Préparation des mélanges et des médias

1. Stérile pH PBS: 7.3 (1 L)
   0,23 g de NaH ₂ PO ₄
   1,15 g de Na ₂ HPO ₄
   9,0 g de NaCl
   Prendre avec de l'eau déminéralisée. Stériliser à l'autoclave.
2. Culture Cellulaire médias (100 ml)
   89 ml de RPMI
   10 ml de 10% de FBS
   1 ml Antibiotique antimycosique (ABAM) 100 pg 50 mM de 2-mercaptoéthanol (3,5 ug stock 2-mercaptoéthanol dans 96,5 pg PBS)
3. FACS tampon (Fluorescent Activation tri cellulaire) (Pour être utilisé pendant la cytométrie de flux) FBS 2% dans du PBS stérile
4. iTh17 Mix (Basé sur le nombre d'échantillons, déterminer le volume nécessaire pour tous les mélanges et les médias)
   1,5 pg / ml d'anti-CD28
   20 ng / ml d'IL-6
   5 ng / mlTGF-β

2. Les cellules seront étalées dans Triplicate dans les conditions suivantes

1. Plate lié anti-CD3, anti-CD28 (ce qui est le mélange de commande d'activation).
2. iTH17: Plaque lié l'anti-CD3, anti-CD28, IL-6, TGF-β.

3. Plate-lié l'anti-CD3 (10 pg / ml)

Il est recommandé que la préparation de plaques en forme de plaques anti-CD3 lié est effectué au moins 4 heures avant le moment où les cellules sont ajoutées aux plaques.

1. Ajouter 30 ul anti-CD3 de puits (anti-CD3 est dilué dans du PBS stérile) d'un nouveau puits U bas Microtest tissu plaque 96 de la culture, et appuyez sur les côtés de la plaque pour assurer une couverture uniforme des puits. Incuber à 37 ° C pendant 4 heures, puis réfrigérer jusqu'à ce qu'il soit temps d'ajouter les mélanges et les cellules de la plaque.

4. Souris Dissection

1. Ce protocole est basé sur l'utilisation de la souris C57BL / 6 mice, 3-8 mois, et acheté de The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME).
2. Sacrifiez souris à l'aide de CO ₂ asphyxie, et confirmer la mort à la dislocation cervicale postérieure.
3. Stériliser souris outils de dissection et de la zone d'incision avec 70% d'éthanol et de commencer la dissection.
4. Du point de vue ventrale, saisir la peau qui est antérieure à l'ouverture de l'urètre et commencer à couper avec des ciseaux jusqu'à la ligne médiane ventrale jusqu'à atteindre la zone du menton. Prendre des précautions pour ne pas déchirer ou de couper dans la muqueuse de la paroi péritonéale.
5. Tirez sur la peau et cerner pour permettre un accès confortable aux ganglions lymphatiques lors de l'enlèvement.
6. Les ganglions lymphatiques et la rate recueillies seront tous retirés avec une pince, et placés dans une boîte de Pétri stérile contenant 5 ml de autoMACS cours Buffer acheté de Miltenyi Biotec (voir les figures 2 et 3 pour les ganglions lymphatiques et les diagrammes d'enlèvement de la rate).
   1. Retirer les ganglions lymphatiques axillaires qui sonttrouvé près de l'aisselle (sous le bras) derrière les muscles pectoraux de chaque souris.
   2. Retirer les ganglions lymphatiques brachial qui se trouvent dans les tissus conjonctifs qui se trouvent à proximité de chaque région axillaire.
   3. Retirer les ganglions lymphatiques cervicaux superficiels présents dans le cou de chaque souris.
   4. Retirer les ganglions lymphatiques inguinaux qui sont situés dans la région de la hanche à la conjonction des trois vaisseaux sanguins.
   5. Pour accéder aux ganglions lymphatiques mésentériques, couper à travers le péritoine jusqu'à la ligne médiane ventrale. Ganglions lymphatiques mésentériques sont présents dans le tissu conjonctif qui maintient ensemble les intestins. Ils se trouvent généralement dans une chaîne de 4-8 nœuds, et peuvent apparaître comme un "collier de perles". Assurez-vous de retirer la totalité de la chaîne.
   6. La rate est situé dans la région abdominale, derrière l'estomac et les intestins. Retirez-le en le tirant et le détacher du pancréas.
7. Broyer les organes sous une hotte stérile en utilisant deux lames de microscope givré. Placez les ganglions lymphatiques ou la rate surle côté givré d'une lame de microscope, et frotter avec le côté givré de la deuxième diapositive jusqu'à désintégré. Répétez jusqu'à ce que tous les nœuds lymphatiques et la rate ont été la terre.

Note: Il est recommandé de commencer par les ganglions lymphatiques et terminer avec la rate, comme le sang, il sera difficile de voir les ganglions lymphatiques restantes dans le tampon autoMACS.

9. Pour filtrer les organes de base dans une suspension cellulaire unique, commencer par pliage d'un morceau de matériau en nylon 40 pm à plusieurs reprises, et en plaçant dans la partie supérieure d'un tube à centrifuger de 15 ml. Le matériau en nylon devrait être d'environ 3 x 3 po
10. Utilisez une seringue de 5 ml et 21 aiguille G pour aspirer les 5 ml de autoMACS cours tampons et organes sol. Distribuer lentement dans le matériau de nylon repliée. Prenez soin de ne pas percer la matière avec l'aiguille.

Remarque: Une fois que la suspension cellulaire unique est atteint, la solution doit apparaître comme une solution cohérente pâle sans VisibLe morceaux de tissu solide. Si les solides restent, re-aspiration et de distribution à travers un nouveau morceau plié de nylon placé dans un nouveau tube de 15 ml de la centrifugeuse.

11. Toujours garder les cellules sur la glace lorsqu'il n'est pas utilisé.

5. Séparation cellulaire

1. Pour des résultats optimaux, obtenir au moins un CD4 pur à 80% + population CD25-cellule par autoMACS séparateur de cellules Pro utilisant le MACS CD4 + CD25 + T réglementaire l'isolement cellulaire kit, souris. Le protocole pour la rétention négative de la population CD25-des cellules CD4 + est obtenue par Miltenyi Biotec.

6. Th17 différenciation

1. Recueillir la population CD25 des cellules CD4 + après la séparation avec le Pro séparateur de cellules autoMACS.
2. Compter les cellules diluées dans un rapport de 1:1000 avec du bleu trypan en utilisant un hémocytomètre.
3. Une fois que la concentration a été déterminée à partir du nombre de cellules, diluer la suspension de cellules à 1 x 10 ⁶ cellules / ml dans des milieux de culture cellulaire.
4. Sortez plaques à 96 puits avec plaque liée anti-CD3 après 4 h.
5. Laver les puits d'anti-CD3-enduites avec 200 ul de PBS. Répétez 2 fois.
   1. Pour laver ajouter 200 ul de PBS stérile aux puits d'anti-CD3-revêtues et supprimer PBS dans un conteneur de déchets.
6. Ajouter 100 ul du mélange iTh17 ou commande d'activation mélange (voir point n ° 2) dans les puits, en triple exemplaire.
7. Ajouter 100 pi de cellules dans chaque puits dans lequel soit le mélange Th17 ou le mélange de commande d'activation a été placé.
8. Incuber les cellules pendant au moins 72 heures ou jusqu'à 5 jours (différenciation Th17 peut être obtenu après 72 heures ou après 5 jours.)
9. différenciation Th17 peut être évaluée par coloration et analyse par cytométrie de flux intracellulaire, ELISA, ou qPCR

7. Activation de la cellule (seulement nécessaire pour intracellulaire coloration)

1. Retirer des plaques 96 puits des incubateurs à la fin de l'une des 72 heures ou 5 jours
   1. Rappelons que Th17 differentiation peut être réalisé soit après 72 heures ou 5 jours.
2. Pour chaque condition (par exemple de commande d'activation ou iTh17), transférer les cellules qui sont en triple dans un puits d'une plaque 24 puits de culture cellulaire. Les cellules pour une condition ont été regroupées dans un puits de la plaque de culture de 24 puits, au lieu d'être en triple exemplaire en bien U plaque inférieure 96 de la culture.
3. Le volume total de chaque puits de la plaque de culture cellulaire de 24 puits est maintenant de 600 ul. Augmenter le volume de chaque puits à 1 ml avec du milieu de culture cellulaire.
4. Ajouter PMA (phorbol myristate acétate) (50 ng / ml), de l'ionomycine (1 uM), et BFA (Brefeldine-A) (10 pg / ml) à chaque puits dans le puits plaque 24 de culture cellulaire à des concentrations indiquées.
5. Incuber à 37 ° C pendant 4 heures.

8. Coloration intracellulaire

1. cellules de coloration avec les marqueurs extracellulaires et intracellulaires souhaités pour l'analyse par cytométrie de flux. Pour détecter la présence of IL-17, la coloration intracellulaire est réalisée avec des anticorps anti-IL-17A. Marqueurs de surface extracellulaires recommandées comprennent CD4, CD8, CD25 et.
   1. Utilisez la cytokine intracellulaire coloration Starter Kit-souris de BD Biosciences de l'IL-17 intracellulaire coloration.
   2. Pour chaque échantillon, un culot de cellules, enlever le surnageant et culot de cellules de remettre en suspension dans 200 ul de tampon FACS (FBS à 2% dans du PBS).
   3. Transfert cellules remises en suspension à 96 flux de cellules cytométrie plaque.
   4. Spin cellules vers le bas pendant 5 min à 1200 rpm et éliminer le surnageant.
   5. Ajouter 200 pi de tampon PBS FACS, centrifugeuse pendant 5 min à 1200 rpm, et éliminer le surnageant.
   6. Resuspendre les cellules dans 100 ul de tampon FACS et s'appliquent 100 ul d'anticorps extracellulaire de mélange (Ab) (Ac extracellulaire mélange est effectué dans un tampon FACS). Incuber pendant 15 min à température ambiante, recouverte d'une feuille.
   7. Répétez l'étape 8.1.4.
   8. Répétez l'étape 8.1.5 2x.
   9. Remettre en suspension les cellules dans 100 ul de BD Cytofix / Cytoperm tampon. Incubmangé pendant 20 min à température ambiante, recouverte d'une feuille.
   10. Ajouter 100 ul de tampon 1x BD Perm / Wash, centrifuger pendant 5 min à 1200 rpm, et éliminer le surnageant. Répétez.
   11. Ajouter 50 ul de mélange Ab intracellulaire. (Mélange intracellulaire Ab est faite en 1x BD Perm / Wash) Incuber pendant 15 min à température ambiante, recouverte d'une feuille.
   12. Répétez l'étape 8.1.10.
   13. Remettre en suspension les cellules dans 200 ul de tampon de marquage BD.
   14. Placez cellules remises en suspension dans cytométrie de flux des tubes contenant 200 pi BD tampon de marquage (volume final est de 400 pi).
   15. Conserver à 4 ° C jusqu'à ce que des échantillons sont prêts à être lu.

9. Analyse par cytométrie en flux

1. Porte population de cellules vivantes.
2. De la population de cellules vivantes, porte sur CD4 + CD8-population.
3. De l'CD8-population CD4 +, porte sur l'IL-17A + population.
   1. Sur la base de nos résultats expérimentaux précédents, 100% de l'IL-17A + population sera CD25 +.

* Le nombre total de cellules absolues ont été obtenus après la mise en commun des échantillons en triple
** Nombre absolu de cellules CD4 + CD25 + IL-17A + cellules a été déterminé en multipliant le nombre total de cellules par le pourcentage de la grille en direct, et le pourcentage de cellules totales portant les marqueurs spécifiques de la lignée, CD4, CD25 et IL-17A, comme déterminés par cytométrie en flux.

10. qPCR et ELISA

1. cellules place pas utilisées pour l'analyse par cytométrie en flux dans un tube Eppendorf et centrifuger de 1,5 ml à 13 000 tours par minute pendant 5-10 min. Les cellules présentes dans le culot de cellules après centrifugation, seront utilisés pour l'analyse qPCR. analyse qPCR a été effectuée à l'aide de PTC-200 Peltier cycleur thermique (Biorad).
2. Recueillir le surnageant des tubes centrifugés pour ELISA. IL-17A ELISA ont été effectuées en utilisant deux anticorps TC11-18H10 (capture, le numéro de catalogue 555068) et TC11-8H4 biotine (détection, le numéro de catalogue 555067) a acheté de BD Biosciences. IL-17A ELISA standards ont été obtenus à partir de eBioscience (numéro de catalogue 14-8171-80).
3. Après élimination du surnageant, remettre en suspension les cellules restantes à être utilisés pour la qPCR dans 175 de tampon de lyse d'ARN ul (utiliser immédiatement pour l'extraction de l'ARN, la synthèse d'ADNc et PCR quantitative, ou conserver à -80 ° C pour une utilisation ultérieure).
   1. Reportez-vous au tableau II pour les séquences d'amorces pour l'IL-17A et l'actine (gène maison de maintien)

Ce protocole de différenciation Th17 commence par le prélèvement de la rate et de la axillaire, brachiale, mésentériques, utérus, et les ganglions lymphatiques inguinaux. Une représentation de l'emplacement de chacun peuvent être trouvées dans les figures 2 et 3. Les figures 1 et 5 fois fournissent une représentation visuelle des méthodes décrites dans ce protocole.

Ce protocole Th17 met l'accent sur la différenciation de la population de lymphocytes CD4 + CD25-T. Il est important de noter comment efficacement la Pro séparation cellulaire autoMACS enrichit notre CD4 + CD25-désiré population du noeud lymphatique groupée totale et de la rate (figure 4). L', noeud lymphatique regroupées non fractionnée et les splénocytes, et les fractions séparées autoMACS ont été colorées avec des anticorps antiCD4 et antiCD25 suivie d'une analyse par cytométrie en flux (figure 4). Figure 4A montre un profil représentatif de la proportion de cellules CD4 + CD25 +et CD4 + CD25 des lymphocytes présents dans les non fractionnées, les ganglions lymphatiques et la rate regroupées par cytométrie de flux. La procédure d'isolement fournit également une population CD4 + CD25 + Treg enrichi à partir de souris C57BL / 6 qui peut être utilisé dans des expériences supplémentaires (Figure 4B). Figure 4C montre un enrichissement cellulaire désirée avec une population de 84% de cellules CD4 + CD25-T, avec la grande majorité des cellules CD4 + CD25 + Treg enlevé. Nous avons toujours une petite population de cellules non lymphoïdes qui est présent dans les cellules CD4 + CD25-enrichi, mais le fait de ne pas interférer avec le processus de différenciation (figure 4C). Notre population de cellules CD4 + CD25-T enrichi permet d'assurer une différenciation Th17 plus de succès.

La figure 5 montre un schéma du processus de différenciation Th17. Notre CD4 + CD25-population enrichie est soit mis en incubation dans des conditions de différenciation Th17 (anti-CD3, anti-CD28, IL-6, et TGF-β) ou de contrôle (anti-CD3, anti-CD28). On peut voir sur la figure 6 que, alors que l'incubation des lymphocytes CD4 + CD25-T avec l'anti-CD3, anti-CD28 pendant 5 jours donné des lymphocytes CD25 +, l'incubation sous Th17 conditions d'induction a abouti à un sous-ensemble d'IL17 produire CD4 + CD25 +. S'il vous plaît se référer au tableau 1 pour des exemples de CD4 + CD25 + IL-17A + absolues des rendements de nombre de cellules après une incubation de 5 jours dans des conditions iTh17.

Th17 état ​​de différenciation peut encore être évaluée par PCR quantitative et ELISA. Figure 7 présente les données de enrichis lymphocytes CD4 + CD25-T incubées sous contrôle ou conditions Th17 induisant. Lymphocytes CD4 + CD25-T incubés dans des conditions Th17 jusqu'à régulent IL17A, qui peut être déterminée par qPCR (figure 7A) et ELISA (figure 7B). Le facteur de transcription spécifique à Th17 RORγT est également régulée à la hausse par les cellules CD4 + CD25-T incubées dans des conditions inductrices-Th17, et peut être déterminée through qPCR (figure 7A).

Figure 1. Th17 différenciation schématique. 1. Manteau puits à fond en U de plaque de 96 puits avec un anticorps anti-CD3 (10 pg / ml) dilué dans du PBS. 2. Placez la plaque dans l'incubateur pendant 4 heures à 37 ° C. Tandis que la plaque est en incubation, disséquer les ganglions lymphatiques (LN) et la rate de souris. Broyer organes et filtrer pour obtenir une suspension cellulaire unique. Isoler les cellules CD4 + CD25-T en utilisant le kit d'isolement de cellules CD4 + CD25 + T régulateurs et Miltenyi autoMACS Pro Separator. Cellules CD4 + CD25 doivent être dilués à 1 x 10 6 cellules / ml. 3. Fois 4 heures d'incubation de la plaque de 96 puits est terminée, laver les puits avec du PBS (200 pl / puits) 3x. 4. Ajouter 100 pi de CD4 + CD25-T à la plaque-liés (PB) anti-CD3 puits revêtus. 5. Ajouter 100 ul anti-CD28 ou 100 pi iTh17 cocktail (antiCD28, TGF-β et IL-6). 6. Incuber la plaque pendant 3 à 5 jours à 37 ° C. Suite à l'incubation d'évaluer la différenciation par coloration intracellulaire, qPCR, et / ou ELISA.

Figure 2. Guide Dissection LN. A) le noeud 1 brachial lymphatique peuvent être trouvées dans le tissu conjonctif situé à proximité de chaque région axillaire (aisselle) de la souris. B) des ganglions lymphatiques 1 axillaire peuvent être trouvées dans chaque aisselle, derrière les muscles pectoraux. C) Les ganglions mésentériques sont situés dans le tissu conjonctif de l'intestin. Ils ressemblent à un collier de perles. D) 4 ganglions lymphatiques cervicaux superficiels se trouvent dans le col de la souris. E) 2 ganglions lymphatiques inguinaux (une de chaque côté) peuvent être situés dans la région de la hanche à l'endroit où trois vaisseaux sanguins se rencontrent .

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Figure 3. Spleen guide de dissection. Les rates de souris se trouvent sur le côté gauche du corps arrière de l'estomac et des intestins. Il suffit d'enlever en tirant et la séparation avec la pince.

Figure 4. fractions cellulaires provenant LN mis en commun et les cellules de la rate avant et après la séparation des cellules autoMACS Pro. A) LN et la rate ont été colorées, ex vivo, d'établir des populations de cellules de base avant la séparation. Après la séparation, CD4 + CD25 + (B) et CD4 + CD25-(C) les fractions ont été colorées pour évaluer la pureté des cellules CD4 + CD25 +, et les populations de lymphocytes T CD4 + CD25-T, respectivement. Tous les échantillons ont été colorés avec CD4 + CD25 + et des anticorps et analysées par cytométrie en flux.

Figure 6. différenciation Th17 évaluée par cytométrie en flux. Les lymphocytes CD4 + CD25-T ont été incubées en présence de la plaque liée anti-CD3, anti-CD28, IL-6, et TGF-β (iTh17) ou de plaque lié anti-CD3 et anti-CD28 seul (témoin) pour 5 jours. Les cellules ont ensuite été activés avec PMA et ionomycine pendant 4 heures à 37 ° C. Après l'activation, les cellules ont été colorées avec des anticorps anti-CD4, anti-CD8, anti-CD25, et des anticorps anti-IL-17A pour l'analyse par cytométrie de flux pour évaluer la différenciation Th17. iTh17 = Th17 induire conditions.

Figure 7. différenciation Th17 évaluée par PCR quantitative et ELISA. lymphocytes de souris C57BL / 6 ont été triés et les cellules CD4 + CD25-T ont été incubées en présence de plaques liés anti-CD3 (10 pg / ml), anti-CD28 (1,5 pg / ml ), IL-6 (20 ng / ml), et le TGF-β (5 ng / ml) ou de plaque lié anti-CD3 et anti-CD28 seul (témoin) pendant 5 jours. A) Les cellules ont ensuite été récoltées pour évaluer RORγT et IL-17A un message expression par qPCR. B) surnageants ont été récoltés pour évaluer l'IL-17A expression de la protéine par ELISA.

Aucune divulgation à déclarer.