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Article de méthode

Préparation de neurones primaires pour visualiser Neurites à l'état congelé-hydraté utilisant microscopie cryo-électronique

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DOI :

10.3791/50783

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12 février 2014

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1Department of Molecular Physiology and Biophysics, Baylor College of Medicine, 2Department of Neuroscience, Baylor College of Medicine, 3Department of Neuroscience, University of California at San Diego, 4National Center for Macromolecular Imaging, Verna and Marrs McLean Department of Biochemistry and Molecular Biology, Baylor College of Medicine

Dans cet article

Résumé

Afin de préserver les processus neuronaux pour l'analyse ultrastructurale, nous décrivons un protocole pour le placage de neurones primaires sur des grilles de microscopie électronique suivies par la congélation instantanée, ce qui donne des échantillons en suspension dans une couche de glace vitreuse. Ces échantillons peuvent être examinés avec un microscope cryo-électronique pour visualiser les structures à l'échelle nanométrique.

Résumé

Neurites, les dendrites et les axones, sont des processus cellulaires neuronales qui permettent la conduction des impulsions électriques entre les neurones. Définition de la structure des neurites est essentielle pour comprendre comment ces processus qui déplacent des matières et des signaux qui facilitent la communication synaptique. microscopie électronique (EM) a été traditionnellement utilisé pour évaluer les caractéristiques ultrastructurales dans neurites, mais l'exposition au solvant organique lors de la déshydratation et l'incorporation de résine peut fausser les structures. Un objectif important non satisfait est la formulation de procédures qui permettent des évaluations structurelles pas touchés par ces objets. Ici, nous avons établi un protocole détaillé et reproductible pour la croissance et entières neurites flash-gel des différents neurones primaires sur des grilles de microscopie électronique suivie de leur examen à la tomographie cryo-électronique (cryo-ET). Cette technique permet la visualisation en 3-D de neurites, hydratés-congelés à résolution nanométrique, facilitant assessment de leurs différences morphologiques. Notre protocole donne une vue sans précédent du ganglion de racine dorsale (DRG) neurites, et une visualisation des neurites de l'hippocampe dans leur état quasi-native. En tant que tel, ces méthodes créent une fondation pour les études futures sur neurites des deux neurones normaux et ceux qui sont touchés par des troubles neurologiques.

Introduction

Les neurones établissent l'essentiel des circuits complexes de la fonction des systèmes nerveux central et périphérique, par l'élaboration de dendrites et des axones recevoir des informations, souvent assez volumineux, de communiquer avec des neurones en aval. L'extension des neurites joue un rôle fondamental pendant le développement embryonnaire et la différenciation neuronale et la maintenance des neurites soutient de manière critique de la fonction du système nerveux. Processus séniles également critique dans les lésions neuronales et de régénération, ainsi que des troubles du système nerveux. L'étude de l'architecture neuronale est crucial de comprendre à la fois le cerveau normal et pathologique. Heureusement, les systèmes de culture de cellules neuronales physiologiquement pertinentes existent qui peuvent récapituler structures cellulaires complexes et hétérogènes. Basé sur l'élucidation des plates-formes expérimentales solides, des stratégies de visualisation efficaces qui permettent des analyses qualitatives et quantitatives de la morphologie des neurones sont nécessaires. Particulièrement utile seraitune méthodologie détaillée qui fournit une plate-forme uniforme pour la visualisation de neurites, les axones et les dendrites à l'échelle du nanomètre.

Microscopie électronique traditionnelle nécessite l'utilisation de solvant organique lors de la déshydratation et l'incorporation de résine, ce qui peut induire des distorsions dans les spécimens de leur véritable état. À ce jour, la plupart des caractérisations structurales à l'échelle du nanomètre sont basées sur des cellules plus grandes ou des tissus qui sont soumis à ces produits chimiques agressifs - limitant ainsi l'interprétation des résultats 4,9,25. De plus, pour la pénétration du faisceau d'électrons, le sectionnement est requis pour les organismes cellulaires ou de saillies présentant une épaisseur supérieure à 1 um 12. Enfin, en coupe ou fraisage résultats de tissus dans la collection d'ensembles de données spécifiques aux tranches discrètes, ce qui rend fastidieux la définition de la fonction de forme allongée de neurites. Même pour cryo-EM, dans lequel la coupe d'un échantillon congelé-hydraté est possible, la méthode présente compression artifagit 1.

Au cours des dernières années, les chercheurs ont appris à cultiver des neurones d'hippocampe directement sur ​​les grilles EM et le flash-gel dans les éthane liquide pour visualiser la suite neurites en utilisant cryo-ET 8,10,18,23. Toutefois, ces études utilisent soit un dispositif sur mesure 10,23, ou le manque de détails sur l'étape buvard pour générer suffisamment de glace vitreuse mince pour la visualisation de routine 8,18. Par exemple, une étude recommande l'utilisation de 30-40 secondes pour buvard la grille EM 10, mais cette valeur est optimisée pas pour un usage général, mais est spécifique à ce dispositif de plongée gel sur mesure. L'utilisation d'un dispositif sur mesure plutôt que disponible dans le commerce 17 pour maintenir l'humidité avant de plonger au point de congélation de l'échantillon pourrait constituer un obstacle pour la reproductibilité généralisée.

Bien que ces études ont été révolutionnaire dans la visualisation de neurites par cryo-ET, nous avons franchi une nouvelle étape pour explorer l'APplicability de cryo-ET à une variété de spécimens neuronales (neurones de l'hippocampe et le ganglion de la racine dorsale). De plus, nous discutons de deux résultats optimaux et sous-optimaux, ainsi que les artefacts potentiels que l'on peut rencontrer en utilisant cryo-ET pour ces spécimens.

Définition d'une technique détaillé pour la préservation et la visualisation des neurites entiers à l'échelle du nanomètre dans un état quasi-native serait de renforcer la capacité pour plus de chercheurs de mener des études ultrastructurales. À cette fin, nous décrivons un protocole efficace et détaillée en utilisant un équipement disponible dans le commerce pour préparer non fixées, les neurones non colorées pour visualiser neurites. Il s'agit d'une première étape importante vers détaillant l'ultrastructure des neurites en bonne santé et de jeter les bases pour comprendre ce que les différences structurelles sont présents dans des modèles de maladies du système nerveux. Depuis cryo-ET peut résoudre non fixées, les caractéristiques de neurites non colorées en 3-D à l'échelle du nanomètre, la méthode permettant de ne jamais êtreavant de définir l'architecture neuritique 12.

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Protocole

Une. La préparation des plats avec EM grilles pour placage neurones primaires

  1. Examiner l'intégrité de carbone troué sur les grilles EM d'or à l'aide d'un microscope optique à un grossissement d'au moins 25X. Assurez-vous que les trous de carbone sont> 98% intact.
  2. Pour le placage neurones primaires, utiliser un brûleur Bunsen à flamme stériliser les grilles EM et en même temps rendre hydrophile. Utilisez des pinces pour ramasser la grille de EM par son bord, pas la partie quadrillée central. ATTENTION: Ne laissez jamais un brûleur Bunsen allumé sans surveillance, et ne pas utiliser de gants ou des pincettes avec des composants en plastique tout en effectuant les étapes suivantes:
    1. Avant d'allumer le brûleur Bunsen, définir les réglages d'air et de gaz à une position d'ouverture minimale.
    2. Allumer le brûleur Bunsen l'aide d'un silex de l'attaquant ou briquet au butane.
    3. Modifier les réglages de l'air et de gaz à atteindre une petite flamme intérieure bleue dans un plus grand, plus léger flamme bleue / violette. La pointe de la flamme intérieure est la partie la plus chaude de la flamme. Le bouton sousNeath le brûleur permet de régler la quantité de gaz entrant dans le tube de brûleur, tandis que le canon du brûleur peut être tourné pour ajuster la quantité d'air entrant dans le brûleur. Tourner le réglage de l'air dans le sens horaire diminue l'air (résultant en une flamme violette) et augmente dans le sens antihoraire l'air (résultant en une flamme jaune).
    4. L'aide de pinces métalliques (pas de pièces en plastique) pour maintenir la grille de EM, passer rapidement à travers la flamme deux fois, face carbone vers le haut. Le côté de carbone apparaît plus mat (moins brillant) et avec plus d'une teinte grisâtre de l'autre côté.
    5. Transférer immédiatement la grille (carbone vers le haut) dans le centre de l'assiette à fond de verre placé à 10 cm du brûleur Bunsen. Utilisez une grille de EM par plat (figure 1). N'utilisez que des plats à fond de verre qui sont pré-stérilisés, soit par irradiation gamma.
  3. Utiliser un microscope optique pour vérifier l'intégrité de la grille (trous de carbone intact) tout en gardant la grille de EM à l'intérieur du verre Bottplat de l'OM (pour éviter la contamination). Lors de l'application de toute substance sur la grille ou quelque chose qui va entrer en contact avec les neurones, utilisez la procédure stérile et embouts de pipette stériles.
  4. Dans une hotte de culture de tissu en utilisant la procédure stérile, appliquer 250 ul de la substance d'enrobage approprié lentement et avec précaution à la zone de verre centrale de la boîte de Pétri. Assurez-vous que la substance de revêtement approprié couvre la grille EM entier.
    1. Pour les neurones de l'hippocampe, en utilisant la poly-L-lysine (PLL, 1 mg / ml) en tant que la substance de revêtement, préparée comme décrit précédemment 19. Notez que 250 pi sont nécessaires par grille EM, par plat, si l'échelle du lot en conséquence. Pour ganglion de racine dorsale (DRG), utiliser un mélange de protéines gélatineuse sécrétée par Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) des cellules de sarcome de la souris (voir le tableau des matériaux et réactifs) que la substance de revêtement, préparer comme suit. Notez que 250 pi sont nécessaires par grille EM, par plat, si l'échelle du lot en conséquence.
      1. Décongeler une bouteille dedu mélange gélatineux protéine sécrétée par Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) Des cellules de sarcome de souris pendant une nuit à 4 ° C.
      2. Gardez à froid le mélange de protéines gélatineuse sécrétée par Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) des cellules de sarcome de la souris, et tous les composants utilisés pour rendre la solution, c'est à dire en les gardant sur ​​la glace.
      3. Alors que sur la glace, diluer ce mélange de protéines dans du milieu Neurobasal gélatineux pour obtenir une dilution de 1:20 (à savoir 500 pi de diluer le mélange de protéines gélatineux dans 10 ml de Neurobasal).
      4. Diviser dilué mélange de protéines gélatineux en aliquotes de 1 ml, et de stocker immédiatement toutes les aliquotes supplémentaires à -20 ° C.
      5. Appliquer 250 ul par grille EM, par plat, comme décrit à la section 1.4.
  5. Couvrir la boîte de Petri avec son sommet et incuber (soit avec PLL pour les spécimens de l'hippocampe, ou avec le mélange de protéines gélatineux pour les spécimens de DRG) pendant 1 heure à la température ambiante sous la hotte de culture de tissu.
  6. Aspidonner toutes PLL (pour les échantillons de l'hippocampe) ou le mélange de protéines gélatineux (pour les échantillons de DRG) de la vaisselle. Pour ce faire, utiliser le système à vide dans la hotte de culture de tissu. Utilisation d'une pointe de pipette stérile fixé au tube à vide. Eviter le contact direct avec la grille de EM.
  7. Utiliser une pipette de l'air à déplacement réglable pour appliquer soigneusement 250 ul de PBS stérile (solution saline tamponnée au phosphate) à la grille de EM dans la zone du verre central de chaque boîte de Petri, de telle sorte que la grille EM est entièrement couverte par PBS. Ensuite, aspirer le PBS de chaque plat. Répétez 3x.
  8. Laissez les plats avec des grilles EM à sécher sous le tissu de la culture capot pendant 15 min. Assurez-vous qu'ils sont complètement secs en cochant au microscope optique dans la chambre de culture de tissus. Assurez-vous qu'il n'y a pas de bulles d'humidité dans la grille. Si c'est le cas, aspirer soigneusement à côté de la grille EM pour éliminer cette humidité supplémentaire. La grille revêtu doit être utilisé immédiatement pour revêtir les neurones.

2. Préparation et PlAting neurones primaires sur EM Grilles

  1. Pour plaque neurones primaires, première disséquer, trypsiniser (en utilisant 2,5% de trypsine) et trituration de dissocier l'hippocampe (ou ganglion de racine dorsale des embryons de rat de 18 jours de) dans des cellules individuelles, comme décrit précédemment 19.
    1. Triturer est un terme couramment utilisé par les neurobiologistes pour décrire touffes de dissociation de cellules en cellules individuelles, en particulier par l'utilisation d'une pipette en verre avec une pointe polie au feu. Le résultat est obtenu en tirant lentement et avec précaution et la libération des cellules, vers le haut et vers le bas, de multiples fois (~ 30) à travers la pipette.
  2. Suivez procédures décrites précédemment pour DRG dissection et l'isolement cellulaire 24, prenant note d'utiliser 0,25% de trypsine (dans HBSS) pour isoler les neurones DRG de rat, plutôt que d'utiliser les enzymes proposées (papaïne, la collagénase / dispase) qui sont plus adaptés pour la souris neurones de DRG.
  3. Calculer le nombre de neurones isolés (c'est à dire en utilisant un hématimètre)et utiliser cette valeur pour calculer le volume approprié de cellules à appliquer à chaque plat pour obtenir une concentration de 50 000 cellules / ml par boîte. Le volume maximal à appliquer est de 250 pi. Notez que cela ne remplit la zone centrale en verre, pas tout le plat.
  4. Incuber les boîtes pendant 30 min dans un incubateur à CO2 à 37 ° C. Permettent aux cellules de se rétablir et adhèrent.
  5. Ajouter lentement 1,5 ml de milieu réchauffé à chaque plat, en prenant soin de ne pas perturber la grille de EM. Le type de support dépend du type de cellule (ou de l'hippocampe DRG).
    1. Préparer le support approprié soit pour les neurones hippocampiques 19 ou dorsales neurones du ganglion de racine 24, qui doit être chauffé dans un bain d'eau à 37 ° C avant de l'utiliser. Incuber les boîtes pendant la nuit dans l'incubateur à CO 2.
    2. Pour neurones de l'hippocampe, changer les médias le lendemain. Changer la moitié des médias tous les deux jours ultérieurs pendant 14 jours. Réchauffez les médias dans un bain d'eau à 37 ° avant de l'utiliser.
    3. Pour les neurones de DRG, le lendemain dissection / placage, préparer un nouveau bilan des médias avec un agent anti-mitotique (uridine et 5'-fluoro-2'-désoxyuridine) faire une solution mère à 10 mM de chacun, séparément; utiliser une finale concentration de 10 uM de chaque. Retirer la moitié des médias de DRG (875 pi) et ajouter 875 ul de milieu frais avec l'agent anti-mitotique.
      1. Pour les neurones DRG, tous les deux jours pour la première semaine, suppléant changer de support entre les médias antimitotiques et médias DRG standard. Pour la deuxième semaine, changer de support de standards DRG tous les deux jours.

3. Vitrification neurones sur EM Grilles

  1. Préparer le matériel et tous les matériaux pour la congélation et le stockage des grilles EM d'or à la température cryogénique: un dispositif de vitrification avec une chambre d'humidité 17, pointes fines pinces spécifiques pour la machine de vitrification, point longue et plate pincettes, Dewar (s) de l'azote liquide (LN 2), crécipient oolant, boîte de rangement de grille EM, papier filtre sans calcium.
  2. Lancer le dispositif de vitrification. Régler le taux d'humidité à 100% et la température à 32 ° C. Dans la section «Console», régler le temps de transfert à zéro seconde. Cela permet de buvard manuel à travers le côté fenêtre de la chambre d'humidité de la machine de vitrification.
  3. Manipulez le papier filtre sans calcium avec des gants, les couches de telle sorte que trois documents sont empilés. Couper la pile dans 0,5 cm de larges bandes qui sont ~ 2 cm de long. Plier à un angle de telle sorte que d'un côté du papier a un 0,5 cm x 0,5 cm pour le visage (figure 2) à 90 °. L'aide de pinces, retirer le papier du milieu et placez-le sur un autre papier filtre sans calcium jusqu'à utilisation.
  4. Mettre le bouton de stockage de grille dans le porte-bouton à l'intérieur de la chambre de vitrification. Remplir la chambre intérieure du conteneur d'agent de refroidissement à l'azote liquide et attendre jusqu'à évaporation complète. Remplir la chambre extérieure de ee conteneur réfrigérant avec de l'azote liquide jusqu'à ce qu'il atteigne une température stable pour procéder à l'étape suivante. Remplir la chambre intérieure de haute pureté avec de l'éthane gazeux qui se condense à l'état liquide à l'intérieur de l'enceinte réfrigérée.
  5. Déplacer l'antenne (s) de l'incubateur, dans une large plat en polystyrène de 100 mm pour le transport vers la chambre de vitrification, s'il n'est pas dans le voisinage immédiat. Utilisez les pinces de vitrification spécialisées à soigneusement choisir la grille EM de l'antenne. Remarque quel côté les neurones se développent sur la grille de EM, la position sera question pour la prochaine étape. Utilisez le verrou coulissant noir sur la pince à épiler pour verrouiller solidement les pinces sur la grille de EM.
  6. Insérer la pince à épiler dans la machine, tels que la vitrification de côté de la grille EM sur lequel les neurones sont collées les faces de la gauche, à l'écart de l'orifice à ouverture latérale de la machine de vitrification. Rentrez les pinces spécialisées dans la machine de vitrification.
  7. Placer le récipient de liquide de refroidissement dans le support appropriéde la machine de vitrification. Il doit être rempli avec LN adéquate 2 et de l'éthane liquide. En utilisant la commande appropriée de l'écran de la machine de vitrification, soulever la chambre d'agent de refroidissement vers le haut jusqu'à ce qu'il soit balayé avec le fond de la chambre d'humidité.
  8. Avec les pinces à bout plat, saisir un bord de papier filtre de telle sorte que le côté le plus court (les 0,5 cm x 0,5 cm du visage) est perpendiculaire à la pince à épiler. Ce visage entrera en contact direct avec la grille de EM pour blot (figure 2B). Insérez délicatement le papier filtre dans le petit trou de la chambre de l'humidité de la machine de vitrification (figure 2A). Maintenir de manière stable le papier contre la grille EM (le côté opposé à l'échantillon) pendant 10 s. Jeter le papier après et immédiatement plonger-congeler les échantillons dans de l'éthane liquide à l'aide de l'automatisation de la machine de vitrification.
  9. Soigneusement transférer votre grille EM congelé-hydraté à une des fentes dans l'un desboutons de stockage de grille. Répétez le processus pour les grilles EM supplémentaires dans les plats. Les boutons de stockage de grille EM utilisés dans ces expériences peuvent stocker plusieurs grilles EM congelés hydraté.

4. Collection de l'image, traitement et annotation

  1. Procéder pour collecter des micrographies électroniques 2-D et / ou 3-D série 5 d'inclinaison des neurites en utilisant un microscope électronique de cryo-dans des conditions à faible dose. Les images 2-D ont été conçus pour évaluer la qualité de la grille en termes d'épaisseur de la glace et les zones possibles pour être utile pour 3-D série d'inclinaison.
    1. Dans ce cas, toutes les images ont été recueillies à l'aide d'une caméra 4k x 4k CCD fixée à un microscope 200 d'électrons kV équipé d'un seul et même titulaire de l'azote liquide de transfert de cryo d'inclinaison, à 20k microscope grossissement sur une cible underfocus de 7 um et d'échantillonnage de 4,4 Å / pixel.
    2. Pour obtenir une tomographie 3D de l'échantillon, prendre une série d'images de projection tout en inclinant progressivement l'échantillon along un axe du microscope électronique à transmission (MET). Compte tenu des angles d'inclinaison et d'autres paramètres expérimentaux, il existe plusieurs logiciels différents disponibles pour collecter automatiquement la série de basculement 5. La série d'inclinaison 3-D représenté ici ont été collectées sur le même microscope à l'aide de semi-automatisé logiciel d'acquisition de la série d'inclinaison 26 sur une plage de -60 ° à 60 ° dans des incréments de 5 ° avec une dose cumulée de ~ 60 e / A 2.
  2. Reconstruire la série d'inclinaison des neurites en utilisant un logiciel de traitement d'image 21 comme décrit précédemment pour d'autres échantillons 5,29.
  3. Color-annoter les caractéristiques en 3-D des neurites par la segmentation de la première tomogramme et la création d'un modèle de surface en utilisant un logiciel de traitement d'image 3-D comme précédemment décrit 5.

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Résultats

Avant la congélation et l'imagerie par cryo-ET, images au microscope optique devraient être prises de la grille de EM sur lequel les neurones sont de plus en plus. Neurites doivent être clairement visibles sans chevauchement important avec l'autre. Une boîte de couleur dans la figure 3A représente une zone qui est agrandie en montrer un plus fort grossissement de la figure 3B, dans laquelle neurites s'étendent à travers le treillis de la grille. Chaque grille-carré est compo...

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Discussion

Nous montrons que le rat neurones embryonnaires (ganglionnaires de la racine dorsale et l'hippocampe) peuvent être cultivées en microscopie électronique or (EM) des grilles et dans la glace vitreuse suffisamment minces pour leurs neurites être imagées à l'aide de 2-D cryo-EM et 3-D cryo- ET. Alors que neurites hippocampe ont déjà été imagées en utilisant cryo-ET 8,10,18,23, un protocole suffisamment détaillée pour reproduire avec succès en utilisant des dispositifs disponibles dans le commerce qui a f...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu'ils n'ont aucun intérêt financier concurrents.

Remerciements

Cette recherche a été soutenue par les subventions des NIH (PN2EY016525 et P41GM103832). SHS a été soutenue par une bourse du Programme du Centre interdisciplinaire de WM Keck Bioscience formation de la Côte du Golfe consortiums (NIH Grant No. T32EB009379) de formation supérieure nanobiologie interdisciplinaire.

SHS disséqué, a grandi et DRG et les cellules de l'hippocampe vitrifié; recueilli cryo-EM et données cryo-ET de DRG et les axones de l'hippocampe; reconstruit et couleur annoté de la série d'inclinaison. MRG disséqué et fourni cellules de l'hippocampe dans le laboratoire du MRN. SC assistée en série d'inclinaison annotation. SHS a été formé par CW sur la façon de disséquer et de grandir neurones. SHS, WCM et WC conçus les expériences. SHS a préparé le manuscrit avec la participation d'autres auteurs.

Cette vidéo a été filmée au Centre d'imagerie cellulaire et NanoAnalytics (C-CINA) du Biozentrum de til l'Université de Bâle. C-CINA est intégré dans le Département des biosystèmes (D-BSSE) de l'EPF de Zurich, situé à Bâle, en Suisse.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Dumont #7 Pince à épilerMicroscopie électronique Sciences72803-01Pour la manipulation des grilles EM
Plats à fond de verreMatTek Corp.P35G-1.5-10CPour la croissance de l’échantillon
Grilles de microscopie électroniqueQuantifoilHoley Carbon, Au 200, R 2/2Pour la croissance de l’échantillon
Papier filtre sans calciumWhatman1541-055Pour l’échantillon de transfert
Grande pince à épiler longue à pointe plateExcelta CorporationE003-000590, 25-SAPour l’échantillon de transfert
Dispositif de vitrification et pince à épilerFEIVitrobot Mark IIIPour la congélation d’échantillons
Boîtes de stockage MinigridTed Pella, Inc.160-40Pour le stockage des grilles EM Support de
transfert cryogéniqueGatan626 Single Tilt Liquid Nitrogen Support de transfertpour l’imagerie d’échantillons
Logiciel d’acquisition de la série semi-automatiséeSerialEMhttp://bio3d.colorado.edu/SerialEM/Pour l’imagerie d’échantillonsLogiciel
de traitement d’imagesIMOD eTomohttp://bio3d.colorado.edu/imod/Pour le traitement d’images
Microscope électronique à transmission pour cryoEMJEOL, Tokyo200-kV JEM2100 LaB6 microscope électroniquePour l’imagerie d’échantillons
Caméra CCD 4k x 4kN/APour l’imagerie d’échantillonsd’annotation
3DVisage Imaging GmbH Amira/AvizoPour le traitement de données 3D
Logiciel pour l’assemblage numérique d’images 2DAdobeAdobe PhotoshopPour le traitement des données 2D
DMEM, High GlucoseInvitrogen11965-118Pour la culture de l’hippocampe
Acide boriqueSigma AldrichB-0252Pour la culture de l’hippocampe
Tétraborate de sodiumSigma AldrichB-9876Pour la culture de l’hippocampe
Poly-L-lysine  ;Sigma AldrichP2636-500MGPour la culture de l’hippocampe
Système de filtrationCorning430758Pour la culture de l’hippocampe
Milieu neurobasalInvitrogen21103-049Pour la culture DRG
B-27 supplémentInvitrogen17504-044Pour la culture DRG
Pénicilline/StreptomycineInvitrogen15140-122Pour la culture DRG
GlutaMAXInvitrogen35050-061Pour la culture DRG
Rat recombinant b-NGFR& D Systems556-NGPour la culture DRG
UridineSigmaU3003-5GPour la culture DRG
5'-Fluoro-2'-désoxyuridineSigmaF0503-100MGPour la culture DRG
MatrigelBD Biosciences356234Pour la culture DRG
Gatan Logiciel

Références

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