Nous décrivons comment effectuer une imagerie IRM et TEP du cœur de souris. Le protocole est conçu pour évaluer l’efficacité du traitement dans des modèles d’infarctus du myocarde et d’insuffisance cardiaque.
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Article de méthode
IRM et la TEP dans les modèles de souris de l'infarctus du myocarde
Dans cet article
Résumé
Résumé
L'infarctus du myocarde est une des principales causes de décès dans le monde occidental. La similitude du cœur de la souris pour le cœur humain en a fait un modèle idéal pour tester de nouvelles stratégies thérapeutiques.
Dans l'imagerie par résonance magnétique in vivo (IRM) donne une vue imprenable sur le cœur de manière non invasive avec le détail anatomique claire, qui peut être utilisé pour l'évaluation fonctionnelle précise. Les agents de contraste peuvent fournir des mesures de base de la viabilité des tissus, mais ceux-ci ne sont pas spécifiques. Tomographie par émission de positons (TEP) est une technique complémentaire qui est hautement spécifique pour l'imagerie moléculaire, mais il lui manque le détail anatomique de l'IRM. Utilisés ensemble, ces techniques offrent un outil sensible, spécifique et quantitative pour l'évaluation du cœur dans la maladie et la récupération après le traitement.
Dans cet article, nous expliquons comment ces méthodes sont effectuées dans des modèles murins de l'infarctus du myocarde aigu. Les procédures décrites havant ont été conçus pour l'évaluation des traitements médicamenteux de protection putatifs. Nous avons utilisé l'IRM pour mesurer la fonction systolique et la taille de l'infarctus avec gadolinium en retard, et la TEP avec FDG (FDG) pour évaluer la fonction métabolique dans la région infarcie. Le document met l'accent sur les aspects pratiques tels que la planification de la tranche, ouverture de porte précis, l'administration de médicaments, la segmentation d'images, et recalage multimodal. Les méthodes présentées ici obtenir une bonne répétabilité et la précision de maintenir un débit élevé.
Introduction
Afin de mesurer l’efficacité des nouvelles stratégies de traitement de l’infarctus du myocarde (IM) dans les études précliniques, l’évaluation du stade aigu ainsi que des résultats à long terme est nécessaire1. Des méthodes telles que l’histopathologie, les cathéters intracardiaques2 et les modèles cardiaques ex vivo 3 sont couramment utilisées pour les études précliniques chez la souris. Il est cependant impossible de faire suivre le traitement avec des méthodes ex vivo ou très invasives. Les techniques de mesure non invasives telles que l’imagerie par résonance magnétique (IRM) in vivo et la tomographie par émission de positons (TEP) permettent des modèles expérimentaux longitudinaux pour la stadification de la maladie chez des sujets uniques. L’IRM-Cinéma est utilisée pour dériver des paramètres fonctionnels globaux tels que la masse ventriculaire gauche (LVM), la fraction d’éjection (FE) et le débit cardiaque (CO). De plus, après l’injection d’un agent de contraste au gadolinium, en raison d’une perfusion altérée et d’un lavage lors de l’infarctus, la viabilité des tissus peut être évaluée à l’aide d’une IRM tardive d’amélioration du gadolinium (LGE). En complément, le PET offre une mesure sensible des molécules radiomarquées afin d’évaluer le métabolisme tissulaire. La grande précision de ces techniques permet de réduire considérablement le nombre d’animaux nécessaires pour tester de nouveaux médicaments ciblant l’infarctus du myocarde.
Les procédures TEP et IRM sont impliquées et, sans un protocole soigneusement conçu, la reproductibilité est difficile à maintenir. Les procédures établies en clinique pour les patients nécessitent des modifications substantielles pour être utilisées chez la souris, en raison de leur fréquence cardiaque considérablement plus rapide et de leurs dimensions cardiaques plus petites4. Il existe de grandes variations entre les sujets individuels, à la fois au départ et en réponse aux lésions induites, de sorte qu’un nombre considérable de souris est nécessaire pour établir l’efficacité du traitement.
Dans ce rapport, nous décrivons notre méthode d’imagerie séquentielle TEP/IRM du cœur de souris. Les deux modalités utilisent des agents de contraste intraveineux, qui sont administrés par la veine de la queue. L’IRM consiste en une évaluation standard avec Cine-MRI5 avec un protocole optimal pour LGE tel que décrit dans nos travaux précédents6. L’ensemble de la procédure d’IRM dure 30 min. Nous avons obtenu des aménagements cohérents pour les lits de nos instruments afin qu’il soit possible de transférer l’animal sur une plate-forme avec le même appareil de surveillance et d’administration d’anesthésie entre les machines. La TEP dure 45 min avec injection in situ une fois l’échographie commencée. La dernière étape consiste à mesurer les paramètres à partir d’images IRM et TEP après co-enregistrement.
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Protocole
Tous les composants de cette étude ont été réalisés conformément à la loi britannique de 1986 sur les animaux (procédures scientifiques) et avec l’approbation du comité d’éthique de l’Université de Cambridge.
1. Préparation des animaux
- Induire des infarctus par une intervention chirurgicale7,8. Pour la mesure au stade aigu, effectuez l’imagerie 24 heures après l’intervention.
- Préparez un tube de seringue mince pour l’administration du médicament avec une aiguille de 25 G à une extrémité et une seringue avec une aiguille de 25 G à l’autre extrémité. La longueur de la ligne doit être suffisante pour permettre l’injection depuis l’extérieur de l’alésage de l’aimant (environ 1,5 m).
- Préparez une solution diluant le Gadovist dans une solution saline. Chargez une seringue avec la bonne quantité de solution pour obtenir 3 mmol/kg ajusté au poids corporel de la souris. Maintenez le volume d’injection entre 50 et 100 μl.
- Préremplissez la ligne avec la solution gadoviste. Pour éviter la coagulation du sang, remplissez l’extrémité de la ligne près de la canule avec une solution saline d’héparine.
- Placez la souris dans la boîte d’induction pour l’anesthésie avec 3 % d’isoflurane dans O2 1 L/min pendant 3 à 5 min si nécessaire. La profondeur correcte de l’anesthésie peut être identifiée avec le ralentissement du rythme respiratoire, qui doit diminuer à moins de 70 bpm.
- Canulez la veine caudale à l’aide de la ligne préalablement préparée, utilisez du ruban chirurgical pour maintenir l’aiguille en place pendant la procédure.
2. Positionnement et surveillance des animaux
- Placez la souris sur le lit d’IRM, en délivrant 1 à 2 % d’isoflurane dans 1 L/min O2 pour l’entretien de l’anesthésie si nécessaire. Maintenez votre rythme respiratoire entre 20 et 70 bpm.
- Assurez-vous que le centre de la bobine d’IRM est situé au-dessus de la position du cœur de la souris.
- Surveillez la respiration en plaçant un capteur d’oreiller respiratoire légèrement sous le diaphragme. Utilisez un thermomètre rectal avec une lamelle prélubrifiée pour surveiller la température centrale. Assurez-vous que la température est maintenue constante pendant les balayages à 37±2 °C.
- Pour la surveillance de l’ECG, placez trois électrodes sur les pattes antérieures et sur la patte arrière gauche, en vous assurant que la paume de l’orteil est complètement ouverte. Choisissez la paire d’électrodes offrant la meilleure qualité de signal pour obtenir l’ECG. Torsadez les câbles ECG ensemble, pour vous assurer qu’ils ne forment pas de circuits résonants à la fréquence de résonance de l’IRM, ce qui corromprait gravement le signal ECG lors de l’exécution de séquences d’impulsions.
- Assurez-vous que les électrodes sont fermement fixées au lit à l’aide de ruban adhésif. Les électrodes et le cône nasal maintiendront l’animal en place pendant toute la procédure.
- Placez une couverture chauffée à l’eau sur la souris, encapsulant les fils de surveillance et de bobine pour maintenir la température corporelle.
- Alignez le laser du lit avec la position du cœur ; utilisez la ligne des orteils antérieurs comme point de repère. Positionnez-le dans l’isocentre de l’aimant à l’aide d’un lit automatique.
- Exécutez les réglages standard pour le système IRM.
- Réglez l’équipement de surveillance pour détecter l’onde R dans l’ECG. Ajustez les seuils pour chaque souris et au sein des sessions d’imagerie afin qu’il y ait un déclenchement fiable.
3. IRM
- Acquérir une image pilote pour planifier les images pilotes multiplanaires.
- Identifiez le cœur dans l’image, le plus facilement par ses artefacts de flux. Si les images montrent que la souris n’est pas bien centrée dans la bobine ou l’isocentre, rétractez le lit et répétez le positionnement.
- Acquérez une image à écho dégradé rapide (GE) avec cinq tranches par orientation et un champ de vision (FOV) de 3 cm avec le déclenchement ECG activé.
- Exécutez un scan 3D non testé centré sur le cœur pour le co-enregistrement PET (voir le tableau 1 pour les paramètres de scan). Pendant que cette analyse est en cours, planifiez les analyses successives.
- Planifiez un balayage à quatre chambres (4 canaux) (voir le Tableau 1 pour les paramètres de balayage). Celui-ci devrait couper à travers l’apex et les valves tricuspides et mitrales, montrant les 4 chambres.
- Prévoyez une vue à deux chambres (2 canaux) (voir le tableau 1 pour les paramètres de balayage). Il doit couper l’apex et la valve tricuspide, montrant l’oreillette et le ventricule gauches.
- Vérifiez la géométrie des deux vues à grand axe. Si la planification des tranches n’est pas optimale, répétez l’analyse.
- Planifiez une pile de tranches d’axe court (voir le Tableau 1 pour les paramètres de balayage) orthogonales à la fois à la vue 4 canaux et à la vue 2 canaux. Couvrez tout le cœur, en commençant par la première tranche apicale sans flaque de sang jusqu’à la première tranche basale sans aucun VR. Les tranches doivent être également espacées sans espace.
4. Amélioration tardive du gadolinium
- Augmentez le temps vide pour le déclenchement afin d’acquérir un rythme cardiaque sur deux (TR = 550-750 ms). Un délai doit être appliqué de manière à ce que l’acquisition soit effectuée à la phase diastolique finale de l’ECG.
- Effectuez une version basse résolution de la séquence LGE (voir le Tableau 1 pour les paramètres de balayage) avant l’injection afin de vérifier que le gating est correct et qu’aucun artefact de flux n’est présent. Si des artefacts d’écoulement sont présents dans la phase diastolique, une légère augmentation du retard (c’est-à-dire une imagerie au stade très précoce de la systole) les éliminera.
- Effectuez l’injection de la solution Gadovist lentement et régulièrement pendant 15 secondes.
- Lancez l’imagerie LGE (voir le tableau 1 pour les paramètres de balayage) après l’injection. Un bon contraste est obtenu lors de l’imagerie dans les 15 premières minutes.
5. Imagerie TEP
- Transférez le lit IRM sur le scanner TEP en laissant le récepteur en place et ancrez-le fermement au support du lit TEP. Connectez l’équipement d’anesthésie et de surveillance.
- Positionnez le cœur au centre du champ de vision de la TEP, en déplaçant le lit uniquement axialement.
- Acquérir un balayage de transmission en un seul passage avec une source de germanium.
- Extraire 10 à 30 Mbq de FDG marqué radioactivement de son contenant à l’aide d’une seringue. Prenez les précautions nécessaires avec les matières radioactives. Mesurez l’activité avec un compteur de puits. Un bon volume d’injection pour les souris se situe entre 50 et 100 μl, si le volume est trop petit, diluez la solution avec une solution saline.
- Démarrez le balayage d’émission, réglé pour acquérir la TEP fermée en mode liste pendant 45 min. En même temps, injectez le traceur lentement et régulièrement pendant 15 secondes. Rincez la ligne avec suffisamment de solution saline pour délivrer la totalité du traceur radioactif.
- Pour la santé animale, ne pas dépasser 300 μl avec les trois injections (c’est-à-dire Gadovist, FDG, flush).
- Remettez la seringue dans le compteur du puits pour mesurer l’activité résiduelle.
- Suivez les règles locales pour la manipulation de matières radioactives.
6. Segmentation de l’IRM
- Chargez les images Cine-MRI dans le segment v1.9 9.
- Exécutez les outils automatiques de segmentation. En partant d’un point à l’intérieur du ventricule, ceux-ci gonfleront les parois du ventricule estimées jusqu’à ce que la meilleure correspondance soit trouvée.
- Délimitez manuellement le VG et le RV au niveau de la systole d’extrémité (ES) et de la diastole d’extrémité (ED), définis respectivement comme les cadres avec le volume LV global maximal et avec le volume global minimal. Exclure les muscles papillaires et les trabéculations tout au long de la grossesse. N’ajustez pas le contraste de l’image, car l’incohérence du contraste conduit à une interprétation différente des effets de volume partiel.
- Délimitez manuellement l’épicarde à ES et ED pour les calculs de masse VG, comme le montre la figure 6. Le muscle cardiaque est incompressible, la masse VG doit donc être constante en ES et en ED. Si la différence est supérieure à 5 %, une erreur de l’opérateur est probable et doit être examinée.
- À la base des ventricules, utilisez une ligne droite pour distinguer les ventricules des oreillettes, comme le montre la figure 6, en identifiant l’angle de la coupe à l’aide des vues longitudinales.
- Vérifiez la segmentation sur les vues à axe long.
- Délimitez la zone cicatricielle sur les images LGE. Divisez le volume cicatriciel par la masse VG dérivée dans l’imagerie cine pour obtenir l’infarctus en pourcentage du VG.
7. Analyse TEP et co-enregistrement avec IRM
- Reconstruisez les images TEP à l’aide d’un algorithme de rétroprojection filtré en 3D et exportez les données au format Nifti (http://nifti.nimh.nih.gov/) montrant les valeurs d’absorption standard.
- Transformez toutes les images TEP à l’aide de la matrice de transformation fixe entre le système TEP et le système IRM. Si la matrice n’est pas connue, remplissez un fantôme géométrique avec de la matière radioactive et effectuez une IRM, puis déplacez le lit vers le TEP et effectuez un balayage d’émission. La matrice obtenue pour transformer la TEP en image IRM est la matrice standard pour passer de la TEP au système IRM.
- Enregistrez l’image TEP moyenne dans l’IRM 3D à l’aide de l’outil de co-enregistrement en masse SPM-souris10.
- Empilez les coupes de Ciné-IRM pour obtenir une reconstruction 3D, interpolez pour obtenir une résolution isotrope de 0,3 mm. Enregistrez le volume TEP de fin de diastolique dans le volume d’IRM de fin de diastolique à l’aide des outils de co-enregistrement SPM-Mouse. Utilisez la même matrice pour toutes les autres phases cardiaques.
- Pour évaluer la taille de l’infarctus TEP, choisissez 50 % de l’intensité maximale dans le cœur pour distinguer les voxels infarctus et non infarctus. Voxels infarctus exprimés en pourcentage du VG.
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Résultats
L'un des avantages de l'utilisation de l'IRM est qu'elle permet de concevoir une étude longitudinale afin de stager la maladie. Cela est particulièrement important lors de l'évaluation de composés nouveaux, car la durée de l'effet peut ne pas être connue. Les variations des volumes cardiaques dues à la progression de la maladie chez le même animal sont illustrées dans la Figure 4. Cette figure montre clairement les effets du remodelage après un infarctus du myocarde.
Une géomé...
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Discussion
La TEP/IRM est une méthode de mesure complète pour l’évaluation non invasive et longitudinale de la fonction systolique, de la viabilité tissulaire et de marqueurs métaboliques spécifiques dans des modèles murins d’infarctus du myocarde. Ici, nous avons décrit un protocole pour effectuer l’IRM et la TEP de manière séquentielle, où le co-enregistrement est simplifié par le transfert du même lit entre les systèmes. Cette stratégie, également adoptée par les fabricants de systèmes cliniques11, ne nécessite pas de...
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Déclarations de divulgation
Il n’y a rien à divulguer.
Remerciements
Nous sommes reconnaissants du financement de la British Heart Foundation à TK et du Conseil de la recherche médicale du Royaume-Uni pour une bourse de recherche de troisième cycle à GB.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Gadovist | Bayer Schering Pharma | PL 00010/0535 | |
| FDG | IBA Équipement | ||
| Bruker BioSpec 47/40 | Bruker | ||
| Bruker Lit souris | Bruker Bruker | Ce lit comprend une tubulure pour l’administration et le nettoyage de l’anesthésie. | |
| Émetteur cage à oiseaux de 12 cm de diamètre | Bruker | T5346 | |
| Récepteur à bobine de surface de 2 cm de diamètre | Bruker | T7027 | |
| Red Dot Électrodes de surveillance néonatale | 3M | P/N : 2330 | |
| Équipement de surveillance | SA Systems | Le kit de surveillance comprend un oreiller respiratoire et une sonde rectale pour la mesure de la température. | |
| Équipement d’anesthésie | Services généraux d’anesthésie | ||
| Boîte d’induction | Vet Tech Solutions LTD | ||
| Cambridge Scanner TEP/IRM à aimant divisé | Université de Cambridge | Un scanner TEP/IRM sur mesure22 a été utilisé pour effectuer la TEP, ses performances TEP étant similaires à celles d’un scanner microPET F12023 | |
| Segment Software | Medviso, Lund University | Libre accès | |
| SPM-mouse | Université de Cambridge | Libre accès |
Références
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Réimpressions et autorisations
