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Article de méthode

Une nouvelle procédure pour l'évaluation des propriétés de renforcement de tastants chez les rats de laboratoire: intra auto-administration opérant

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DOI :

10.3791/50956

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6 février 2014

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1Department of Psychology, University of Guelph

Dans cet article

Résumé

La présente étude évalue une nouvelle procédure d'évaluation des effets de renforcement de solutions agréables au goût chez les rats de laboratoire: intra auto-administration. À cette fin, répondant opérant (c'est à dire en appuyant sur ​​le levier) pour perfusions intra-orale de solutions sucrées à différentes concentrations a été mesurée sur continue et progressive des ratios programmes de renforcement.

Résumé

Cet article décrit une nouvelle méthode pour étudier la base de la dépendance à la nourriture bio-comportementale. Cette méthode combine la composante chirurgicale de goût réactivité avec les aspects comportementaux de opérant auto-administration de médicaments. Sous très brève anesthésie générale, des rats sont implantés avec une canule intra-buccale (IO) qui permet de délivrer des solutions d'essai directement dans la cavité buccale. Les animaux sont ensuite testés en opérant chambres d'auto-administration par lequel ils peuvent appuyer sur un levier pour recevoir des perfusions IO de solutions de test. IO auto-administration a plusieurs avantages par rapport aux procédures expérimentales impliquant boire une solution à partir d'un bec ou opérant pour répondre granulés ou de solutions livrées dans un récipient solides. Ici, nous montrons que IO auto-administration peut être utilisée pour étudier l'auto-administration de sirop de maïs à haute teneur en fructose (HFCS). Les rats ont été d'abord été testés pour l'auto-administration d'un rapport progressif (PR) programme, qui évalue le montant maximum des opcomportement frigorigène qui sera émis pour différentes concentrations de HFC (soit 8%, 25% et 50%). Après ce test, les rats auto-administré ces concentrations sur un calendrier continu de renforcement (c'est à dire d'une perfusion à chaque pression de levier) pendant 10 jours consécutifs (1 séance / jour; chaque 3 heures durable), et puis ils ont été testés à nouveau sur le calendrier de PR . Au programme de renforcement continu, les rats ont moins de perfusions de concentrations plus élevées, bien que la plus faible concentration de HFC (8%) a maintenu plus variable auto-administration. En outre, les tests ont révélé que PR 8% avait une valeur de renfort inférieur à 25% et 50%. Ces résultats indiquent que IO auto-administration peut être utilisée pour étudier l'acquisition et le maintien de la réponse des solutions sucrées. La sensibilité de la réponse opérant à des différences de concentration et le calendrier de renforcement fait IO auto-administration d'une procédure idéale pour étudier la neurobiologie de l'apport volontaire of bonbons.

Introduction

L'étude de la base neurobiologique et comportementale de l'addiction à la nourriture repose sur les observations que, de façon similaire à l'abus des drogues, la consommation excessive d'aliments agréables au goût favorise la dépendance comportementale 1-4 et provoque des altérations dans les circuits de récompense du cerveau chez les humains 5-6 et laboratoire 7-8 animaux. Mais, bien qu'il existe plusieurs protocoles et des procédures pour étudier les propriétés addictives de l'abus des drogues chez les rats de laboratoire, d'adapter ces méthodes pour évaluer les comportements addictifs "" induites par la nourriture présente des défis uniques. Le but de cette étude était d'appliquer des principes de intraveineuse (IV) médicament auto-administration opérant pour l'enquête de opérant auto-administration de solutions douces livrés par intra (IO) perfusion. Le doux employé était le sirop de maïs riche en fructose (HFCS) parce que, bien que controversée, il est évident que HFCS peut être liée à l'épidémie d'obésité moderne 9-12.

Traditionnellement, les perfusions IO sont livrés à étudier le goût de tastants en goût réactivité expériences 13. En bref, une canule IO est implanté chirurgicalement dans la joue de rats et infusions IO de diverses solutions sont passivement livré 14. L'objectif est d'étudier les réactions oro-faciales des animaux aux sapides. Cependant, canules IO ont également été implantés chroniquement dans le palais des rats afin de déterminer si elles apprendre à appuyer sur un levier pour des solutions d'auto-INFUSE directement dans leur cavité buccale, d'où le terme IO auto-injection 15-17. Dans la présente étude, nous décrivons une procédure qui utilise la chirurgie mineure et qui permet de tester l'auto-administration opérant à long terme. Ce procédé présente plusieurs avantages importants par rapport aux procédés classiques qui impliquent de boire une solution à partir d'un bec verseur (a), ou pour répondre opérant pastilles solides (b), ou opérant pour répondre gouttes de fluide livrées dans un récipient(C).

Par rapport à (a), IO auto-administration implique une réponse opérante (c'est à dire en appuyant sur ​​un levier) et il est donc possible de modifier le calendrier qui régit les relations entre les besoins d'intervention et de livraison de perfusions IO. Par exemple, en utilisant un rapport progressif (PR) de calendrier, de sorte que les réponses nécessaires pour infusions successives augmentent de façon exponentielle dans une session 18, il est possible d'évaluer à quel point un animal "veut" la prochaine perfusion 19. Cet aspect important du comportement "cherchant" ne peut être évaluée lorsque les animaux boivent une solution à partir d'un bec, à moins d'un appareil spécial qui contrôle distribution de fluide et surveille les réponses est employé 20. De plus, IO auto-administration fournit un moyen de comparer les comportements motivés par différents stimuli de renforcement. Cela dit, il est possible de comparer opérant ayant répondu maintenu par des bonbons et autres renforcements tels que l'abus des drogues danssoi-disant «études de substitution."

Par rapport à (b), l'auto-administration IO permet de tester toute concentration et un volume quelconque de tout additif alimentaire soluble dans l'eau. Cela est essentiel pour étudier le comportement motivé par des bonbons tels que le SHTF, parce que, au meilleur de notre connaissance, il n'y a pas de pastilles disponibles dans le commerce solides de fructose, ou des combinaisons de fructose-glucose à différents rapports, qui serait approprié pour chambres opératoires. En outre, l'importance de contrôler et de manipuler les ratios de concentration / volumes est obligatoire dans les expériences où la consommation peut être modulée à la fois par la valeur calorique d'une solution (conduisant à satiété spécifique en nutriments) et de combien de cette solution peut être consommé dans un donné période de temps (par exemple plénitude) 21. IO auto-administration réduit également le délai entre la réponse, et c'est la livraison de l'encouragement primaire, un facteur qui joue un rôle important dans l'acquisition et la maintenancenance de comportement opérant 16,22-23.

Enfin, par rapport à (c), IO auto-administration permet la livraison d'infusions IO passives des quantités contrôlées de la solution d'essai, et ce qui permet de mesurer la réaction orofaciale de "goût" (réaction hédonique objectif tel que des saillies de languette 24 -25) et si ces réponses changent pendant IO auto-administration. En outre, la capacité d'administrer des infusions IO passifs a des applications importantes pour l'étude de rechute à la recherche de nourriture. C'est, dans les études de drogues IV auto-administration, les périodes d'extinction suivants, nombres premiers de médicaments (c.-à-administration d'une faible dose de la drogue 26) peuvent "rétablir" répondre 27-28. Par conséquent, la capacité à fournir des infusions IO sans aucune action de la part de l'animal peut être utilisé pour étudier la «nourriture» amorcée réintégration, ainsi que la réintégration croix potentiel entre les aliments etl'abus des drogues.

IO auto-administration de solutions sucrées est également préférable d'IV et intra-gastrique auto-administration. En fait, bien que des perfusions intraveineuses de fructose chez les humains et les animaux de laboratoire produisent des conséquences physiologiques similaires à ceux observés après la consommation par voie orale 29-31, c'est un mauvais modèle de la façon dont les bonbons sont normalement consommés (c'est à dire par voie orale). En outre, les signaux gustatives produites par la mastication confèrent des informations importantes sur le goût des aliments, et lorsque cette étape du processus de digestion est omis, le développement de comportements inadaptés comme la suralimentation est réduite 32-33.

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Protocole

Une. Protection des animaux et du Logement

Toutes les expériences sont approuvés par le Comité de protection des animaux de l'Université de Guelph, et sont réalisées en conformité avec les recommandations du Conseil canadien sur les soins des animaux. L'étude actuelle comprend 22 adultes mâles Sprague-Dawley rats (Charles River, QC) pesant 200-225 g au début de l'expérience.

  1. Rats de maison individuelle et les maintenir sur un cycle lumière / obscurité inverse (07:00 OFF - 19:00 ON) avec accès ad libitum à la nourriture et de l'eau, sauf si indication contraire, ou lors de tests de comportement qui se produit pendant le cycle actif.
  2. Habituer les rats à la chambre de colonie et une manipulation humaine en pesant chaque jour pendant une semaine avant l'intervention chirurgicale.

2. Intra-orale Chirurgie Canulation: Matériaux et procédures

Le intra (IO) et la chirurgie matériaux sont décrits dans Limebeer et al. 14

  1. Pour la constructiont la canule IO, couper un morceau de tube en plastique polyéthylène à environ 130 mm de long (diamètre interne de 0,86 mm et diamètre externe de 1,27 mm).
  2. Le tube pour être fixée dans la cavité orale exige une extrémité à bride (~ 5 mm de diamètre). Créer cette extrémité à bride en chauffant la fin du tube avec un fer à souder pour 2-5 sec puis aplatir rapidement le bord chauffée du tube sur une surface plane. Découper un disque de maille chirurgicale (environ 6-7 mm de diamètre pour s'ajuster autour du diamètre de l'extrémité à collerette de la canule) et le visser sur la longueur de tube jusqu'à ce que le disque est en appui contre l'arrière de l'extrémité à collerette de la canule IO.
  3. Pour chaque canule IO, coupez un disque supplémentaire chirurgicale de maille (8 mm de diamètre) et trois places d'une bande élastique (6 mm x 6 mm, voir Figure 1).
  4. Stériliser la canule IO, les disques de mailles chirurgicales, et les carrés élastiques dans une solution antibactérienne pendant au moins 24 heures avant l'intervention chirurgicale.
  5. Avant la chirurgie, unutoclave tous les outils chirurgicaux et désinfecter le champ opératoire. Entre chirurgies, utiliser un stérilisateur à billes de verre pour stériliser les outils, et porter un filet à cheveux, des gants en nitrile, et des masques chirurgicaux pour maintenir des conditions aseptiques.

Analgésie et l'anesthésie

  1. Environ 30 min avant l'administration d'une chirurgie sous-cutanée (SC), l'injection de la Depocillin antibiotique (0,33 mg / kg) et de l'analgésique du méloxicam (5 mg / kg SC).
  2. Induire une anesthésie générale à l'isoflurane (4% induction et le maintien de 3%).
  3. Une fois les rats ne répond pas au pincement de l'orteil, et avant de faire des incisions, utilisez un coton écouvillon pour administrer un anesthésique topique le long de la joue gauche interne de rats où la canule doit être implanté, et injecter un anesthésique local comme la lidocaïne à le site de l'incision pour l'aiguille de biopsie (de la base du cou) et le capuchon de tête (cuir chevelu).
  4. Appliquer une pommade ophtalmique lubrifiante pour les deux yeux avant le début de la montée subitery.

Les interventions chirurgicales

  1. Raser un 10 mm x 10 mm touffe de poils à la base du cou. Utilisez gazes stériles à tamponner et nettoyer la zone rasée dans l'ordre suivant: un savon antibactérien, isopropylique à 70% d'alcool, et Betadine.
  2. Insérer une aiguille de calibre 15 en acier inoxydable, à la base du cou et de la déplacer sous-cutanée autour de l'oreille de la joue gauche. Placez la pointe de l'aiguille et le passer à travers la joue derrière la première molaire à l'intérieur de la cavité buccale.
  3. Passez la canule IO par la pointe de l'aiguille en saillie de la cavité buccale, puis retirez l'aiguille ne laissant que la canule IO.
  4. Enfilez un disque de maille chirurgicale suivie de trois disques élastiques carrés sur la partie extérieure de la canule IO et dessiner sur la peau exposée à l'arrière du cou pour le stabiliser.
  5. Rincer la canule IO avec un rince-bouche antibactérien
  6. Avant le début de la chirurgie, de modifier un boulon de Nylon(28 mm de longueur; 4 point de mm, 8 mm tête) pour enlever la tête et de se tailler une rainure 2 mm le long de la longueur du fil (voir la figure 2).
  7. Raser une bande x 20 mm 10 mm de cheveux le long de la ligne médiane de la tête. Utilisez gazes stériles à tamponner et nettoyer la zone rasée dans l'ordre suivant: un savon antibactérien, isopropylique à 70% d'alcool, et Betadine.
  8. Utiliser un scalpel chirurgical de faire une longue incision de 20 mm le long de la suture sagittale. Utilisez une perceuse à main pour faire 4 trous (2 de chaque côté de la suture) et utiliser un tournevis à main pour fixer les quatre vis de bijouteries au crâne.
  9. Placez le boulon au centre des quatre vis bijoutiers avec la rainure placée vers la partie postérieure de l'animal. Monter le boulon sur le crâne du rat par la construction d'une coiffe avec du ciment dentaire (utiliser du ciment dentaire suffisant pour couvrir la surface des vis de bijoutiers). Laisser le ciment dentaire à sécher avant de retirer l'animal du champ opératoire et mettre fin à l'anesthésie.
la surveillance et les soins post-opératoires

  1. Individuellement rats domestiques dans des cages lits immédiatement après la chirurgie et suivre de près pendant 24 heures.
  2. Administrer une deuxième injection de l'analgésique méloxicam 24 heures après la chirurgie et rincer la canule IO avec un rince-bouche antibactérien fois / jour pendant trois jours.

Donnez rats 3-5 jours pour récupérer de la chirurgie avant le début de l'expérience.

3. Procédures d'auto-administration IO

Appareil

Pour l'auto-administration, plexiglas chambres de conditionnement opérant sont utilisés, et chaque chambre est enfermé dans une boîte en contreplaqué grande insonorisant. Chaque chambre de conditionnement opérant a une lumière de la maison (28 V) et deux leviers rétractables (actifs et inactifs) situés sur les côtés opposés de la chambre, 8 cm au dessus du sol. Le levier actif est relié à une pompe à perfusion sorties positionnéeside la chambre d'isolation phonique et une lumière blanche (28 W) est situé à 3 cm au-dessus pour servir de stimulus lumineux associé à la prestation des infusions IO. Le levier inactif sert à contrôler la ligne de base, comportement opérant non armé; appuyant sur ce levier n'a aucune conséquence, mais toutes les presses sont enregistrées.

Nourriture

  1. Fournir des rats avec un chow rat standard (3,1 kcal / g) dans leur cage.
  2. Diluer le sirop de maïs riche en fructose (55% de la formule) à trois concentrations différentes (8% = 0,026 kcal/80 de perfusion pi; 25% = 0,08 kcal/80 perfusion pi; 50% = 0,17 kcal/80 perfusion pi) en utilisant de l'eau d'osmose inverse. Ces concentrations sont choisies parce que chacun produit une viscosité qui est appropriée pour fournir des perfusions rapides (2,5 sec) IO donné l'appareil expérimental (par exemple de diamètre des seringues et des tubes).

La privation de nourriture

Afin de faciliter l'acquisition d'IO auto-administration, mais de promouvoir la croissance normale, les rats sont parcourus par des périodes de privation de nourriture et l'accès ad libitum à la nourriture pour rats standard.

  1. Peser rats tous les jours à 19 heures et de supprimer bouffe de l'auge de la cage.
  2. Le lendemain, peser rats à 12h00 (environ 18 heures plus tard) et commencer IO auto-administration par 13:00.
  3. Rats retourner dans leurs cages à domicile à 16h00 et de fournir un accès ad libitum à la bouffe pendant 3 heures consécutives. Ensuite, enregistrer le poids des rats et le montant total de bouffe consommé au cours des trois heures. Reprendre la privation de nourriture comme décrit.

Général IO procédure d'auto-administration

Opérant répondre pour des infusions IO de HFCS est évaluée sur PR et les horaires continus de renforcement. Les rats sont testés dans IO auto-administration jusqu'à ce que la consommation est stable tel que défini par: 1) une différence significative dans la réponse entre les actifs et inacTive leviers pour au moins deux sessions consécutives, et 2) à moins de 20% de variation dans le nombre de perfusions gagnés par séance pour deux sessions consécutives. Chaque séance commence 6 heures dans le cycle sombre et dure 3 heures. La phase d'acquisition se compose de 10 séances d'auto-administration consécutives IO sur un calendrier continu de renforcement, et les rats reçoivent une seule PR test de 24 heures avant le début de l'acquisition (test de PR je) et 24 heures après de la dernière session d'acquisition (PR Test II). Pour les tests de PR, le point d'arrêt (BP) est définie comme la dernière perfusion reçu avant la cessation de répondre sur le levier actif pendant au moins 1 h 18.

  1. Chariot de rats sur la base du poids prises pendant trois jours avant le début de l'expérience, les rats et les assigner à s'auto-administrer de l'une des trois concentrations de HFCS: 8%, 25%, ou 50%.
  2. Peser les rats à 12h00 et les transférer de la salle de colonie à la salle d'examen dans leurs cages. Pour enlever la nourriture ou Bedding qui peut s'accumuler dans la canule IO, pomper de l'air à travers la canule à l'aide d'une seringue de 12 ml fixée à une aiguille de 16 G à 50 mm de tube en polyéthylène (diamètre interne de 1,14 mm et diamètre externe de 1,57 mm) attachés à l'extrémité.
  3. Dans la chambre opérant, connecter la canule IO Tygon (diamètre intérieur de 0,02 mm et un diamètre extérieur de 1,53 mm) par un arbre construit d'une aiguille modifié 20 G (enlever le moyeu en plastique et pointe biseautée). Positionner la partie inférieure du tubage (par exemple plus proche de l'animal) à l'intérieur de la rainure du boulon. La partie supérieure de la tubulure est reliée à une tête d'injection, et protégé par un ressort. Raccorder la base du ressort de l'filetage du boulon monté sur la tête du rat.
  4. Donnez rats cinq minutes pour s'acclimater à la chambre opérant puis commencer la session d'auto-administration IO. La session d'auto-administration IO commence avec l'activation de la maison de la lumière, l'entrée des deux leviers rétractables, et l'éclairage de lastimulus lumineux au-dessus du levier actif pendant 30 secondes.
  5. Pour PR Test I, utiliser le programme de PR décrit par Richardson et Roberts18 (taux de réponse = escalade (5 e (nombre d'injection x 0,2)) - 5).
  6. Pour les sessions d'acquisition 1-10, utilisez un programme continu de renforcement de sorte que chaque presse sur les résultats de levier actif dans la prestation d'une perfusion de 80 ul de la solution d'essai de plus de 2,5 sec.
  7. Pour laisser suffisamment de temps pour l'ingestion, imposer une période de temps de 27,5 secondes au cours de laquelle le levier actif est rétracté et le stimulus lumineux est activé (c'est à dire les rats peuvent obtenir une perfusion IO toutes les 30 secondes). Ne pas imposer une limite sur le nombre de perfusions obtenus dans chaque session d'auto-administration IO.
  8. Si le rat ne fait pas de réponse sur le levier actif pendant 20 minutes consécutives, le premier rat (ouvrir la chambre opérant et faciliter le rat appuyant une fois sur le levier actif). Prime animaux toutes les 20 min jusqu'à 5x/session dusonner les trois premiers jours de l'acquisition seulement.
  9. Administrer le deuxième test de PR utilisant les paramètres décrits à l'étape 3.10.
  10. Après des séances d'auto-administration IO, retirez les rats des chambres opératoires, rincer la canule IO avec de l'eau 2.0 ml en utilisant les mêmes matériaux décrits dans 3.7, et le retour des rats dans leur cage à domicile dans la salle de la colonie.
  11. Après trois heures d'accès ad libitum à la nourriture pour rats, les rats de poids à 19h00, retirer les aliments de l'auge, et de reprendre la privation de nourriture.

Données d'auto-administration sont analysés en utilisant deux facteurs à mesures répétées analyses de variance (Anova). Comparaisons multiples en utilisant la méthode de Student-Newman-Keuls (α = 0,05) ont été utilisées pour explorer les interactions significatives ou des effets principaux.

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Résultats

Acquisition de IO auto-administration

Figure 3 représente opérant de répondre sur les leviers actifs et inactifs pendant l'auto-administration de 8%, 25%, ou 50% HFCS pour 10 séances consécutives. Rats acquérir IO auto-administration de HFCS dans les trois premières sessions et maintenir levier actif stable de répondre (comme décrit ci-dessus) pour le reste de l'acquisition. différences de concentration-dépendante dans les réponses de levier actifs sont égaleme...

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Discussion

La présente étude illustre une nouvelle approche pour évaluer les propriétés de renforcement de solutions sucrées en combinant les méthodes traditionnellement utilisées pour étudier le comportement motivé par l'abus des drogues (auto-administration opérant intraveineuse) et d'évaluer le goût de sapides (goût réactivité grâce à des perfusions intra-buccales). À cette fin, sous très brève anesthésie induite par l'isoflurane, les rats sont implantés avec une canule IO qui permet la livraison de solutions de tes...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Ces études ont été soutenues par des subventions du Conseil en sciences naturelles et en génie du Canada (CRSNG) à FL et une bourse d'études supérieures du Canada (CGSD) du CRSNG à AM.L.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
réactifs
MeloxicamBoehringer Ingelheim Canada LtéeDe la pharmacie du Collège vétérinaire de l’Ontario
Procaïne Pénicilline GPen Aqueuse, Wyeth SantéDe la pharmacie du Collège vétérinaire de l’Ontario
Lidocaïne HCl 2 %De la pharmacie du Collège vétérinaire de l’Ontario
Marcaine 0,5 %De la pharmacie du Collège de médecine vétérinaire de l’Ontario
Pommade oculaire lubrifianteLe produit peut être acheté dans n’importe quelle pharmacie
2 % Lidocaïne Viqueuse Orale (Anesthésique Topique)Pharmascience Inc.CDMV # 14705Bouteille de 100 ml
Isoflurane USPPharmaceutical Partners of CanadaCDMV # 108737Bouteille de 250 ml
Bacti-StatMerck Santé AnimaleCDMV # 6449Bouteille de 3,785 L
Alcool isopropylique (70 %)Perdu PharmaFisher # MPX18404Bouteille de 4 L
Bétadine 10 %McKesson CanadaCDMV # 104826bouteille
de 500 mlSuper GermipheneCeva Santé AnimaleCDMV # 103629Bouteille de 454 ml
Chlorhexidène (Novadent)ZoetisCDMV # 8908Bouteille de 236 ml Sirop
maïs à haute teneur en fructoseNatures FlavoursHFCS-55Bouteille
Materials
PE90 tubingBecton Dickinson and CompanyVWR # CA-63019-080A100 ft/coil
Tube PE160Becton Dickinson and CompanyVWR # CA-63018-747100 pi/bobine
Polypropylène MeshSmall Parts Inc.CMP-0297-D
à souderLe produit peut être acheté dans n’importe quelle quincaillerie
#64 Bandesélastiques Agrafes Fournitures de bureauArticle # 13556Le produit peut être acheté dans n’importe quel magasin de fournitures de bureau
15 G Aiguilles à paroi mince de 3,5 poucesVWR # CABD110812 aiguilles/paquet
magasin d’approvisionnement
Aiguilles de glissement de précision Aiguilles de 20 g (1½ ; po)Becton Dickinson and CompanyFisher # 14-826D
Aiguilles de glissement de précision 16 aiguilles G (1½ ; po)Becton Dickinson and CompanyFisher # 14-826-5D
Chambres de conditionnement opérantesMed Associates Inc.ENV-008-CTC
Chambre d’atténuation acoustiqueMed Associates Inc.ENV-018M Logiciel
MED PC IV MedAssociates Inc.SOF-735
Pousse-seringuesRazel Scientific Instruments
Ensemble pivotant en plastique jetableMed Associates Inc.PHM-115I
Tygone Microbore tubingSaint Gobain Performance PlasticsFisher # 1417015B500 ft/coil
animale de de 1 galFer Rasoir électrique (lame de 1/2 po de large)Le produit peut être acheté chez n’importe quel animal de compagnie

Références

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