Collecte et identification d’helminthes de la faune

Résumé

Les animaux sauvages sont couramment parasités par un large éventail d’helminthes. Les quatre principaux types d’helminthes sont les « vers ronds » (nématodes), les « vers à tête épineuse » (acanthocéphales), les « douves » (trématodes) et les « ténias » (cestodes). Nous décrivons ici comment les helminthes sont collectés sur un animal vertébré et comment ils sont conservés et identifiés taxonomiquement.

Résumé

Les animaux sauvages sont généralement parasités par un large éventail d’helminthes. Les quatre principaux types d’helminthes sont les « vers ronds » (nématodes), les « vers à tête épineuse » (acanthocéphales), les « douves » (trématodes) et les « ténias » (cestodes). La méthode optimale pour collecter des helminthes est d’examiner un hôte mort depuis moins de 4 à 6 heures, car la plupart des helminthes seront encore vivants. Une nécropsie approfondie doit être effectuée et tous les organes principaux examinés. Les organes sont lavés sur un tamis de 106 μm sous l’eau courante et le contenu est examiné au stéréomicroscope. Tous les helminthes sont comptés et un nombre représentatif est fixé (soit dans de l’éthanol à 70 %, soit du formol tamponné à 10 %, soit dans de l’alcool-formol-acide acétique). Pour l'identification des espèces, les helminthes sont soit éliminés dans du lactophénol (nématodes et petits acanthocéphales), soit colorés (trématodes, cestodes et grands acanthocéphales) à l'aide de l'hématoxyline de Harris ou du carmin de Semichon. Les helminthes sont associés à l’espèce en examinant différentes structures (par exemple, les spicules mâles chez les nématodes ou le rostellum chez les cestodes). Les protocoles décrits ici peuvent être appliqués à n’importe quel animal vertébré. Ils nécessitent une certaine expertise pour reconnaître les différents organes et être capables de différencier les helminthes des autres débris tissulaires ou du contenu intestinal. La collecte, la conservation et la coloration sont des techniques simples qui nécessitent un minimum d’équipement et de réactifs. L’identification taxonomique, en particulier des espèces, peut prendre beaucoup de temps et nécessiter la soumission des spécimens à un expert ou une analyse d’ADN.

Introduction

Les vertébrés sont parasités par quatre grands groupes d’helminthes (vers). Deux de ces groupes, les trématodes et les cestodes appartiennent à l’embranchement des Plathelminthes. Les deux autres groupes sont les nématodes, ou vers ronds, (Nematoda) et les acanthocéphales, ou vers à tête épineuse (Acanthocephala). Beaucoup de ces parasites ont été documentés comme causes de morbidité et de mortalité chez les oiseaux et les mammifères sauvages^1,2.

La plupart des helminthes ont des cycles de vie complexes impliquant plus d’un hôte^1,2 . Par exemple, les trématodes ont un ou deux hôtes intermédiaires (généralement des inve....

Protocole

Les animaux utilisés dans les expériences suivantes ont été retrouvés morts sur la route.

1. Nécropsie animale et dépistage des principaux organes pour la collecte d’helminthes

1. Placez l’animal sur une surface plane et examinez toutes les ouvertures externes, y compris les oreilles, la cavité buccale et les yeux à l’aide d’une loupe, pour détecter la présence de nématodes (ronds) et de trématodes (plats et non segmentés) (voir la figure 1).
2. Si vous travaillez avec des oiseaux, lavez-les à l’eau du robinet pour humidifier les plumes avant de disséquer.
3. À l’aide d’une lame ou d’un couteau tranch....

Résultats

À l’aide des méthodes décrites ci-dessus, une étude des helminthes du musaraignon masqué, Sorex cinereus, a été menée dans le comté de Missoula, dans le Montana, entre 2007 et 2011. Un total de 56 musaraignes ont été capturées à l’aide de pièges en fosse et examinées dans les 2 heures suivant la mort. La prévalence globale d’infection s’élevait à 96 % ; seules 2 musaraignes étaient dépourvues de parasites. Quinze espèces d’helminthes ont été identifiées, comprenant 9 espèces de cestodes et 6 espèces de nématodes.......

Discussion

Il est extrêmement difficile d’identifier les parasites helminthiques, même de genre, sur la base d’un matériel pauvre. Les cestodes et les trématodes, en particulier, ont tendance à mourir et à se détériorer assez rapidement après la mort de l’hôte. La taxonomie des cestodes dépend grandement du nombre, de la taille et de la forme des crochets rostellaires, qui sont souvent perdus dans les matériaux congelés. Il en va de même pour certains trématodes avec des épines autour de la ventouse buccale, tels que les échinostom.......

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Fixant
Alcool-Formoline-Acide acétique (AFA)	Fisher Scientific	A407-1 (éthanol) F75F-1GAL (formaldéhyde) BP2401500 (acide acétique glacial)	Éthanol 85 % (85 ml) + formaldéhyde 37 % (10 ml) + acide acétique glacial (5 ml)
Éthanol pour la destruction et la conservation à long terme	Fisher Scientific	A407-1	Éthanol 100 % (70 ml) + eau distillée (30 ml)
Éthanol pour la fixation et l’étude de l’ADN	Fisher Scientific	AC61511-0010	Éthanol 80-90 % (80-90 ml) + eau distillée (20-10 ml), respectivement
Formalin Buffered	Fisher Scientific	SF100-4	Formalin 10 % (10 ml) + eau distillée (90 ml)
Alcool glycériné	Fisher Scientific	A407-1 (éthanol) AC15365-1000 (glycérine)	Éthanol 70 % (95 ml) + glycérine (5 ml)
Éclaircissant, colorant et montage
Éthanol pour déshydrater pendant la coloration	Fisher Scientific	A407-1	Éthanol 80 %, 95 %, 100 % (80 ml, 95 ml, 100 ml) + eau distillée (20 ml, 5 ml, 0 ml)
Lactophénol	Fisher Scientific	R400-27-Phénol
	Fisher Scientific	A931I-1 (phénol) A407-1 (éthanol)	Phénol 100 % (80 ml) + éthanol 100 % (20 ml)
Harris' Hématoxyline	Fisher Scientific	S25347 (hématoxyline) A407-1 (éthanol) A567-500 (sulfate d’ammonium et d’aluminium) S25553 (iodate de sodium)	Hématoxyline (5 g) + éthanol 100 % (50 ml) + sulfate d’ammonium et d’aluminium (100 g) + iodate de sodium (0,37 g) + eau distillée (1 000 ml)  ;   ;
Semichon' s carmin acétique	Fisher Scientific	BP2401500 (acide acétique glacial) S25236 (carmin) A407-1 (éthanol)	Acide acétique glacial (100 ml) + carmin (1,5 g) + eau distillée (100 ml). Faites chauffer au bain-marie bouillant pendant 15 min et laissez refroidir. Filtrer pour faire une solution mère. Mélanger 1:2 avec 70 % d’alcool pour la coloration.
Xylene	Fisher Scientific	X4-4	À utiliser uniquement sous une hotte chimique.
Salicylate de méthyle	Fisher Scientific	S25437-Éthanol
basique	Fisher Scientific	A407-1 (éthanol) S25159A (hydroxyde d’ammonium concentré)	Éthanol 70 % (100 ml) + hydroxyde d’ammonium (0,1 ml)
Éthanol acide	Fisher Scientific	A407-1 (éthanol) SA9233-100 (acide chlorhydrique)	Éthanol 70 % (99,5 ml) +  ; acide chlorhydrique (0,5 ml)
Baume du Canada	Fisher Scientific	B10-100	-