Laboratoire Estimation des gains en efficience de transfert net trophiques des congénères de PCB dans le lac Trout ( Salvelinus namaycush) De sa proie

Résumé

Une technique pour laboratoire estimation de l'efficacité du transfert trophique net de polychlorobiphényles (PCB) chez les poissons piscivores à partir de leur proie est présenté. Afin de maximiser l'applicabilité des résultats de laboratoire sur le terrain, les poissons piscivores doit être nourri poissons proies qui sont généralement consommés dans le domaine.

Résumé

Une technique pour laboratoire estimation de rendement net trophique de transfert (γ) de polychlorobiphényles (PCB) chez les poissons piscivores à partir de leur proie est décrite ici. Au cours d'une expérience de laboratoire de 135 jours, nous avons nourri de fumage (Coregonus hoyi) qui avaient été pêchés dans le lac Michigan au lac de fontaine (Salvelinus namaycush) conservés dans huit réservoirs de laboratoire. Fumage est une proie naturelle pour le touladi. Dans quatre des réservoirs, un débit relativement élevé a été utilisé pour assurer une activité relativement élevée par la truite de lac, alors qu'un faible débit a été utilisé dans les quatre autres réservoirs, ce qui permet une faible activité du touladi. Sur une base réservoir par réservoir, la quantité de nourriture ingérée par le touladi sur chaque jour de l'expérience a été enregistrée. Chaque truite de lac a été pesé au début et à la fin de l'expérience. Quatre à neuf touladi de chacun des huit réservoirs ont été sacrifiés au début de l'expérience, et les 10 touladi restant dans chacun des réservoirs étaient euthanlisés à la fin de l'expérience. Nous avons déterminé les concentrations de 75 congénères de BPC dans le touladi au début de l'expérience, dans le touladi à la fin de l'expérience, et bouffis nourris à la truite de lac pendant l'expérience. Sur la base de ces mesures, γ a été calculé pour chacun des 75 congénères de PCB dans chacun des huit réservoirs. Mean γ a été calculé pour chacun des 75 congénères de PCB pour la truite de lac à la fois active et inactive. Parce que l'expérience a été répétée dans huit réservoirs, l'erreur-type sur moyenne γ peuvent être estimés. Les résultats de ce type d'expérience sont utiles dans les modèles d'évaluation des risques pour prédire le risque futur pour les humains et la faune de manger du poisson contaminé, selon divers scénarios de contamination de l'environnement.

Introduction

De tous les facteurs affectant la vitesse à laquelle les poissons accumulent des contaminants, l’efficacité avec laquelle les poissons retiennent les contaminants de la nourriture qu’ils mangent est l’un des plus importants^1-3. Des modèles d’évaluation des risques ont été élaborés pour prédire les risques futurs pour les humains et la faune qui mangent du poisson contaminé dans divers scénarios de contamination environnementale, et la fiabilité de ces prédictions dépend essentiellement de l’exactitude des estimations de l’efficacité avec laquelle les poissons retiennent les contaminants de leur nourriture⁴.

L’efficacité avec laquelle le contaminant contenu dans la nourriture ingérée par le prédateur est transportée à travers la paroi intestinale est connue sous le nom d’efficacité de transfert trophique macroscopique⁵. Une partie de la quantité de contaminant transportée à travers la paroi intestinale du prédateur peut éventuellement être perdue par dépuration et/ou transformation métabolique. L’efficacité avec laquelle le contaminant contenu dans les aliments ingérés par le prédateur est retenu par le prédateur, y compris les pertes dues à l’élimination et à la transformation métabolique, est connue sous le nom d’efficacité de transfert trophique net⁶.

L’efficacité brute du transfert trophique des contaminants organiques aux poissons à partir de leurs proies semble varier en fonction des propriétés chimiques du contaminant, y compris l’affiliation lipidique mesurée par le coefficient de partage octanol-eau, K_ow^3,7. Selon une relation empirique développée par Thomann³, l’efficacité brute du transfert trophique est relativement élevée lorsque log K_ow est égal à une valeur comprise entre 5 et 6. L’efficacité brute du transfert trophique diminue de façon exponentielle à un taux de 50 % par unité de log K_ow lorsque le log K_ow augmente de 6 à 10, selon la relation de Thomann³.

Néanmoins, les rendements bruts et nets des transferts trophiques bruts et nets des congénères des biphényles polychlorés (PCB) vers les poissons de leurs proies ne semblent pas suivre la relation Thomann³ dans la plupart des cas. Bien que l’efficacité du transfert trophique des congénères des PCB vers le grand corégone (Coregonus clupeaformis) à partir de sa nourriture ait suivi la relation proposée par Thomann⁸, l’efficacité du transfert trophique des congénères des PCB était soit faiblement liée, soit pas du tout liée au log K_ow pour le saumon atlantique (Salmo salar)⁹, la truite arc-en-ciel (Oncorhynchus mykiss)¹⁰, le saumon coho (Oncorhynchus kisutch)¹¹et le grand brochet (Esox lucius)¹¹.

L’objectif global de cette étude était de présenter une technique de laboratoire pour estimer l’efficacité nette du transfert trophique des congénères de PCB à un poisson piscivore à partir de sa proie. Le touladi (Salvelinus namaycush) a été choisi comme poisson piscivore pour notre expérience, car il est relativement facile à entretenir dans des bassins de laboratoire. Le bouffi (Coregonus hoyi) a été choisi comme poisson-proie à donner au touladi, car le bouffi est mangé par le touladi dans son cadre naturel¹². De plus, nous avons déterminé si les efficacités nettes de transfert trophique pour le touladi estimées à partir de notre expérience en laboratoire suivaient la relation de Thomann³. Nous avons également déterminé si le degré d’activité du touladi avait un effet significatif sur l’efficacité du transfert trophique net (γ) des congénères des BPC. On croit que l’activité du touladi dans les Grands Lacs laurentiens a récemment augmenté parce que des changements dans les réseaux trophiques ont amené le touladi à consacrer plus d’énergie à la recherche de nourriture¹³. Les touladis ont été forcés de faire de l’exercice dans un ensemble de bassins en les soumettant à des débits relativement élevés, tandis que les autres touladis ont été autorisés à rester relativement inactifs en les soumettant à des débits relativement faibles. Enfin, les détails spécifiques de notre procédure de laboratoire qui doivent être suivis attentivement pour assurer le plus haut degré de précision dans les estimations de γ et pour rendre les résultats de laboratoire applicables au terrain sont discutés, ainsi que les orientations futures de la recherche basée sur notre technique de laboratoire. L’efficacité du transfert trophique net peut être estimée à la fois en laboratoire et sur le terrain, et les avantages et les inconvénients sont associés aux deux approches. L’exactitude de l’estimation de γ la consommation alimentaire dépend de l’exactitude de l’estimation de la consommation alimentaire. La quantité de nourriture consommée par les poissons en laboratoire peut être déterminée avec précision lorsque les protocoles appropriés sont suivis, tandis que la quantité de nourriture consommée par les poissons sur le terrain est généralement estimée par modélisation bioénergétique. L’utilisation de la modélisation bioénergétique pour calculer la quantité d’aliments consommés a le potentiel d’introduire une part importante d’incertitude dans les estimations de la consommation alimentaire. Il a été démontré que les modèles bioénergétiques des poissons permettent d’estimer la consommation alimentaire sans biais détectable dans le cas du touladi^14,15, mais qu’un biais considérable dans les estimations de la consommation alimentaire des modèles bioénergétiques a été détecté dans le cas du grand corégone^15,16. D’autre part, les estimations de l’efficacité du transfert trophique net estimées en laboratoire peuvent ne pas être applicables au terrain en raison d’une différence dans les taux d’alimentation entre le laboratoire et le terrain¹⁷. Des données provenant à la fois du laboratoire et du terrain suggèrent que le taux d’alimentation peut influencer γ^14,17.

La méthodologie utilisée dans la présente étude pour estimer les γ en laboratoire est applicable aux situations où le poisson prédateur est nourri avec des proies, et la quantité de proies consommées par le prédateur peut être suivie avec précision. Pour ce faire, l’expérimentateur doit peser tous les aliments avant de les placer dans le réservoir ; Et l’expérimentateur doit être capable de retirer toute la nourriture non consommée de l’aquarium, puis de peser la nourriture non consommée. De plus, un ensemble adéquat de mélangeurs et de mélangeurs devrait être disponible pour obtenir un degré suffisant d’homogénéisation des échantillons de poissons prédateurs et de poissons-proies. Enfin, l’instrumentation de chromatographie en phase gazeuse et de spectrométrie de masse utilisée pour déterminer les concentrations de congénères de BPC doit être capable de détecter et de quantifier les congénères de BPC individuels à des concentrations relativement faibles.

Protocole

1 Laboratoire Expérience

1. Obtenir le poisson proie à introduire dans les poissons des prédateurs pendant l'expérience. De préférence, ces poissons proies doivent être capturés dans le domaine, congelés et conservés à -30 ° C environ. Envisager des opérations de pêche commerciale comme une source potentielle de poissons proies.
2. Présentez le poisson prédateur dans les réservoirs de laboratoire à utiliser pour l'expérience. Jusqu'à 15 poissons prédateurs ont été introduits dans chacune des cuves de 870 L, et jusqu'à 30 poissons prédateurs ont été introduits dans chacun des réservoirs 2380-L dans des études antérieures ^16,18.
3. Acclimater les poissons prédateurs à un régime alimentaire du poisson proie choisie. Une fois acclimatés, le poisson prédateur doit rester sur ce régime pendant 1-3 mois avant de commencer l'expérience.
4. Mettez de côté les échantillons de poissons proies en choisissant au hasard 10 à 20 échantillons composites du lot de poissons proies. Nombre de poissons proies dans un échantillon composite peut varier de 3 à 100, en fonction de la taille de la proiepoissons. Chaque échantillon composite doit être double emballage, congelés et stockés à -30 ° C environ.
5. Initier l'expérience en sacrifiant 30 à 50% des poissons dans chacun des réservoirs.
   1. Pour euthanasier les poissons, mélanger 8 g de Finquel avec 45 L d'eau dans un grand récipient en plastique, puis placez le poisson dans le récipient avec la solution Finquel.
   2. Une fois euthanasiés, placer tous les poissons sacrifiés d'un réservoir dans un sac, puis double sac, et conserver à -30 ° C jusqu'au moment de la transformation.
   3. Peser chacun des poissons restant dans chacun des réservoirs, et noter les poids; un anesthésique sera probablement nécessaire de procéder à la pesée.
   4. Pour anesthésier le poisson, mélanger 4,6 g de Finquel avec 45 L d'eau dans un grand récipient en plastique, puis placez le poisson dans le récipient avec la solution Finquel.
   5. Attendez quelques minutes pour l'anesthésie pour prendre effet avant la pesée.
6. Chaque jour de l'expérience, décongeler unquantité appropriée de poissons proies, et couper le poisson en morceaux proie pesant environ 1 à 5 g. Peser la quantité de poissons proies pour être placé dans chacune des cuves, puis déposez les morceaux de poisson de proie dans chaque cuve et laisser le poisson prédateur environ 1 heure pour se nourrir. Ensuite, retirer tous les restes de nourriture, de permettre la nourriture à l'air sec pendant environ 20 min, puis peser la nourriture non consommée pour chacun des réservoirs. Enregistrer la quantité de nourriture placée dans le réservoir et la quantité de la nourriture non consommée pour chacun des réservoirs chaque jour.
   REMARQUE: Pour l'expérience représentative, la truite de lac ont été nourris autant de nourriture qu'ils consomment au cours d'une période d'alimentation chaque jour ^18. Cependant, le poisson prédateur pourrait également être placé sur des rations fixes ^16,19.
7. Mettre fin à l'expérience en sacrifiant tous les poissons prédateurs en restant dans chacun des réservoirs. Pour euthanasier les poissons, mélanger 8 g de Finquel avec 45 L d'eau dans un grand récipient en plastique, puis placez le poisson dans le récipient avec la solution Finquel. Enregistrez til poids de chacun des poissons sacrifié. Pour des résultats fiables, l'expérience doit fonctionner pendant au moins 100 jours, de préférence pendant au moins 130 jours. Placez tous les poissons d'un réservoir dans un sac, puis double sac, et conserver à -30 ° C jusqu'au moment de la transformation.

2. poisson homogénéisation

1. Sélectionnez un ensemble de poissons prédateurs et / ou composites de poissons proies pour la décongélation. Autoriser les composites à décongeler partiellement. Chaque composite peut exiger de 0,5 à 1 heure pour homogénéiser.
2. En utilisant les mélangeurs appropriés taille, homogénéiser chacun des composites. Pour chaque composé, placer un échantillon (de 50 à 100 g) de l'homogénat dans un récipient nettoyé, rincé à l'acétone, et marqué. Puis coiffer le récipient et stocker le pot à environ -30 ° C jusqu'à ce que le temps de traitement.
3. Laver tous les équipements utilisés pour homogénéiser le poisson, puis rincer correctement avec de l'eau distillée et de méthanol, entre les échantillons.

3 Extraction

1. Peser 20,0 gde décongelé les tissus de poissons homogénéisé dans un bêcher de 200 ml.
2. Ajouter environ 40 g de sulfate de sodium et mélanger avec une spatule.
3. Ajouter la solution de pointe de substitution contenant des congénères 30, 61, 161, 166 et pointes à une concentration qui donne une concentration finale de 20 ng / ml dans l'extrait.
4. Permettre à l'échantillon à sécher à la température ambiante tout en mélangeant toutes les 20 minutes.
5. Laisser l'échantillon pour atteindre une consistance de sable sec, après quoi l'échantillon est prêt pour l'extraction.
6. Mettre en place l'appareil d'extraction Soxhlet avec un ballon de 500 ml contenant des copeaux de téflon d'ébullition, Soxhlet, et du condenseur.
7. Ajouter le mélange de poisson séché à une cosse de verre avec un disque de fond ou fritte à gros papier dé à coudre.
8. Ajouter 150 ml de 50% d'hexane et 50% de dichlorométhane dans le bêcher utilisé pour mélanger l'échantillon et tout en raclant les parois du bêcher avec une spatule.
9. Transférer le solvant au début de la Soxhlet avec le ballon attaché et lui permettre de défiler dans le Soxhlet etdans le ballon.
10. Répétez une seconde fois avec 150 ml.
11. Placer le ballon de Soxhlet avec du joint sur l'élément de chauffage et de fixer le condenseur.
12. Mettez l'élément chauffant et amener le solvant à ébullition douce, puis extraire pour un minimum de 16 heures de s'assurer que l'eau froide est fournie dans les condenseurs.
13. Après avoir laissé le solvant refroidir, vérifier pour voir si l'un des flacons d'échantillons contiennent de l'eau. Dans le cas des flacons contenant de l'eau, ajouter du sulfate de sodium et mélanger jusqu'à ce que l'eau est absorbée par le sulfate de sodium.
14. Concentrer l'échantillon à l'aide d'un échantillon de concentration d'azote ou un Kaderna danois (KD) installation de la verrerie avec un bain d'eau chaude.
15. Laisser l'échantillon à évaporer à un volume inférieur à 2 ml, puis porter à un volume final de 5 ml à l'aide de petits lavages d'hexane pour transférer l'échantillon à partir de la verrerie utilisée dans une fiole jaugée de 5 mL.
16. Transférer dans un flacon de 10 ml et l'étiquette avec l'information d'échantillon.

1. Préparation du gel de silice acidifiée par addition de 44 g d'acide sulfurique concentré à 100 g de gel de silice activé.
2. Ajouter 10 g de gel de silice acidifiée dans une colonne de chromatographie contenant un petit petit tampon de laine de verre au fond.
3. Ajouter 1 ml d'extrait de l'échantillon à la colonne après pré-nettoyage de la colonne avec 10 ml d'hexane.
4. On élue la colonne avec 20 ml d'hexane et de recueillir dans conique tube en verre de 20 ml.
5. Placer le tube de verre sur le dispositif évaporateur d'azote (N-Vap) sous un courant d'azote et immergé dans l'eau chaude.
6. Evaporer à moins de 1 ml, mais pas jusqu'à siccité.
7. Retirer de l'appareil N-Vap et transfert à 1 ml fiole jaugée avec de petits lavages d'hexane.
8. Transfert à un échantillonneur automatique 1,8 ml flacon étiqueté avec des informations échantillon.
9. De Spike 4 pi de standard interne dans le flacon. L'échantillon est maintenant prêt pour l'analyse.

5. Analyse par chromatographie en phase gazeuse - spectrométrie de masse à ionisation chimique utilisant négatif

1. Utiliser les normes pour calibrer l'instrument: Les normes sont disponibles dans des mélanges constitués de groupes de congénères bien séparés. Mélanges 1-5 composent de presque tous les congénères présents dans Arochlors 1016, 1221, 1232, 1242, 1248, 1254, et 1260 Mix 1 est utilisé comme un étalonnage mélange multi-niveaux, et la linéarité du système est confirmé par la préparation d'au moins cinq niveaux d'étalonnage à des concentrations comprises entre 2 et 100 ng / ml. Mélanges 2-5 sont utilisés comme étalonnages ponctuelles pour chaque congénère.
2. Mettre en place la Chromatographie - Système de spectrométrie de masse en mode d'ionisation chimique négative avec l'hydrogène comme gaz vecteur (1 ml / min) et le méthane comme gaz réactif.
3. Utilisez un verre de silice, colonne capillaire (60 m × 0,25 mm de diamètre interne) recouvert de DB-XLB à l'épaisseur du film 0,25 um pour la séparation. Programme de température du four 60 à 212 ° C à 25 ° C / min, puis à 260 ° C à 1 ° C / min, puis à 280 ° C à 4 ° C / min, avec un temps de maintien finale de 4 min. températures de l'injecteur et de la ligne de transfert devraient être fixés à 280 ° C. Injecter de 1 à 2 ml de l'échantillon à l'aide du mode d'injection sans division.
4. Analyser toutes les normes et les échantillons par la méthode standard interne à l'aide ¹³ décachlorobiphényle C marqué.
5. Effectuez une vérification de l'étalonnage initial en exécutant une deuxième norme de source et Aroclors 1242 et 1260, puis comparer les valeurs prédites pour les congénères Arochlore avec les quantités observées de cette procédure de contrôle.
6. Une fois que la procédure d'étalonnage initiale a été réalisée avec succès, l'analyse complète de tous les échantillons. Exécutez un étalonnage vérifier tous les dix échantillons, en utilisant l'un des mélanges d'étalonnage de l'étalonnage initial.

6 Calcul de l'efficacité de transfert net trophique

1. Calculer l'efficacité du transfert trophique net, γ, pour chaque combinaison oréservoir de f et PCB congénères en utilisant l'équation suivante:
   , Où [PCB _f] est la concentration moyenne des poissons prédateurs dans le réservoir à la fin de l'expérience PCB congénères, W _f est le poids moyen des poissons prédateurs dans le réservoir à la fin de l'expérience, [PCB _i] est la concentration en PCB congénère moyen des poissons prédateurs dans le réservoir au début de l'expérience, W _i est le poids moyen des poissons prédateurs au début de l'expérience, et la quantité de PCB congénère ingéré se rapporte au poids de l' congénère PCB ingérés, en moyenne, par chaque touladi dans le réservoir au cours de l'expérience.
2. Calculer le dénominateur dans l'équation ci-dessus en multipliant la concentration moyenne de congénères de PCB dans les composites de poissons proies par le montant moyen (poids) des poissons proies consommées par les poissons prédateurs dans le dur de réservoirment toute la durée de l'expérience.

Résultats

Le touladi a montré une quantité substantielle de la croissance au cours de l'expérience, comme les touladis initiales signifient poids variaient de 694 à 907 g, tandis que les touladis finales le poids moyen variait de 853 à 1566 g (tableau 1). La quantité moyenne de nourriture consommée par une truite de lac au cours de l'expérience de 135 jours variait de 641 à 2649 g. Concentrations PCB congénères moyenne chez la truite du lac a augmenté au cours de l'expérience, car les concentrations moyenne PCB c...

Discussion

Pour des estimations plus précises de γ, l'expérimentateur doit être capable de suivre avec précision à la fois la quantité d'aliments placés dans chacun des réservoirs et la quantité de la nourriture non consommée dans chacun des réservoirs, au cours de l'expérience. Pour ce faire, l'expérimentateur doit être en mesure d'éliminer tous les restes de nourriture provenant des réservoirs et de déterminer avec précision son poids. En plus de suivi précis de la nourriture réellement consommée par les pois...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Réservoirs en fibre de verre de 870 L	Unités Frigides	RT-430-1
Réservoirs en fibre de verre de 2 380 L	Unités Glaciales	RT-630-1
Méthanesulfonate de tricaïne (Finquel)	Argent Chemical Laboratories, Inc.	C-FINQ-UE-100G	L’eugénol pourrait également être utilisé comme anesthésique.
Couteau de chef Ashland	Chicago Cutlery	SKU 1106336
Planche à découper	Williams-Sonoma	3863586
Hobart verical mixer (40 pintes)	Hobart Corporation
1.9-L	robot Robot, Inc.	RSI 2Y1  ;
Sacs en polyéthylène (différentes tailles)	Arcan Inc.
Bocaux I-Chem	I-Chem	220-0125
Balance électronique à chargement par le haut	Mettler Toledo	Mettler PM 6000  ;
Sulfate de sodium, anhydre - granulaire	EMD	SX0760E-3
Cosses d’extraction en verre (45 mm x 130 mm)	Wilmad-Lab Glass	LG-7070-114
Copeaux d’ébullition en téflon	Chemware	919120
Rapid Vap Concentrateur d’échantillons d’azote	Labconco	7910000
Concentrateur d’azote N-Vap	Organomation	112
Verrerie d’extraction Soxhlet (500 ml)	Wilmad-Lab Glass	; LG-6900-104
Hexane	Burdick & Jackson  ;	Cat. 211-4
Dichlorométhane	Burdick & Jackson  ;	Cat. 300-4
Gel de silice	BDH	Cat. BDH9004-1KG
Labl Line 5000 Réchauffeur d’extraction à plusieurs unités	Lab Line Instruments
Agilent 5973 GC/MS avec ionisation chimique	Agilent	5973N
Solution étalon interne  ;	Cambridge Isotope Laboratories	EC-1410-1.2
Étalons d’étalonnage des congénères de PCB	Accustandard	C-CSQ-SET
DB-XLB colonne (60 m x 0,25 mm, 0,25 micron)	Agilent/ J& L	122 à 1262