Article de méthode

Non-Terminal techniques d'échantillonnage de sang chez les cobayes

DOI :

10.3791/51982

⸱

11 octobre 2014

 ,  ,  , 
1Department of Veterinary Disease Biology, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen

Dans cet article

Résumé

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Même si un modèle connu, le cochon de Guinée représente actuellement un créneau en sciences des animaux de laboratoire et des données limitées sont disponibles sur l'exécution de la plupart des procédures. Ici, nous présentons quatre approches différentes pour non-terminal dans les techniques de prélèvement sanguin in vivo chez soit des cobayes conscients ou anesthésiés.

Résumé

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Les cochons d'Inde possèdent plusieurs similitudes biologiques pour les humains et sont validés modèles animaux expérimentaux 1-3. Cependant, l'utilisation de cobayes représente actuellement une zone relativement étroite des données de recherche et descriptives sur la méthodologie spécifique est proportionnellement rares. Les caractéristiques anatomiques de cobayes sont un peu différent des autres modèles de rongeurs, d'où la modulation des techniques d'échantillonnage pour tenir compte des différences spécifiques de l'espèce, par exemple., Par rapport à des souris et des rats, sont nécessaires pour obtenir des échantillons de qualité suffisantes et élevés. Comme la fois court et long terme dans les études in vivo souvent besoin de sang répété échantillonner le choix de la technique doit être bien pris en compte afin de réduire le stress et l'inconfort chez les animaux, mais aussi pour assurer la survie ainsi que la conformité avec les exigences de taille de l'échantillon et de l'accessibilité. Des prélèvements sanguins peuvent être obtenus à un certain nombre de sites de cobayes par exemple., La saphène et jugulaireveines, chaque technique contenant à la fois des avantages et des inconvénients de 4,5. Ici, nous présentons quatre techniques différentes de prélèvement sanguin soit pour des cobayes conscients ou anesthésiés. Les procédures sont toutes les procédures non-terminaux à condition que les volumes d'échantillon et le nombre d'échantillons ne pas dépasser les lignes directrices pour la collecte de sang chez les animaux de laboratoire 6. Toutes les méthodes décrites ont été soigneusement testés et demandé répétée dans le prélèvement de sang dans les études in vivo au sein de notre centre de recherche.

Introduction

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Le cochon de Guinée est un modèle animal expérimental précieux et validé en raison d'un certain nombre de similitudes biologiques pour les humains tels que l'exigence d'un apport alimentaire en vitamine C, lipoprotéines plasmatiques comparables enzymes métabolisant et profils de lipoprotéines, ainsi que les similitudes partagées avec placentation humaine et développement prénatal 1-3,7,8. Cela rend le cochon de Guinée un modèle attrayant et adapté aux effets de maladies liés à l'alimentation tels que la non-stéatose hépatique, les maladies cardiovasculaires et les effets supposés de la carence en vitamine C, mais aussi l'effet par exemple de l'étude., Intervention alimentaire de la mère sur le développement progéniture.

Prélèvement de sang répétée est souvent nécessaire à la fois court et long terme dans les études in vivo. En raison des différences anatomiques spécifiques à l'espèce modulation de la technique d'échantillonnage est nécessaire afin d'obtenir des échantillons de sang chez les cobayes par rapport à d'autres modèles de rongeurs 4,5. Cela inclut la variation au cours des veines et des artères, et aussi que les cochons d'Inde n'ont pas de queue, ont donc des besoins différents et des options à la fois pour l'échantillonnage et la manipulation. L'échantillonnage de la saphène ou veine du tarse, induit un minimum d'inconfort et de stress chez l'animal et ne nécessite pas d'anesthésie 3,9. Cette technique permet d'échantillons de petites quantités de sang (100 à 400 ul), par exemple, répété., Pour déterminer les marqueurs biochimiques dans le plasma. Si un échantillon de taille encore plus petite est suffisante (50-100 pi), ce qui peut très facilement être obtenu par ponction de la veine de l'oreille. Cette technique peut également être réalisée chez des animaux conscients et est utile par exemple lorsque l'on mesure la glycémie 10,11. L'échantillonnage de la veine jugulaire permet la collecte de plus grandes quantités de sang (1-2 ml) mais nécessite une anesthésie.

Ici, nous présentons quatre techniques différentes de prélèvement sanguin soit pour des cobayes conscients ou anesthésiés. Le procedures sont toutes les procédures non-terminaux à condition que les volumes d'échantillon et le nombre d'échantillons ne pas dépasser les lignes directrices pour la collecte de sang chez les animaux de laboratoire 6. Il est dans l'intérêt de la bonne science, ainsi que de bien-être animal que l'accent devrait être maintenu à un minimum. Par conséquent, seul bien formé et personnel compétent doit effectuer les procédures sur les animaux.

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Protocole

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Les procédures indiquées ont été réalisées selon des protocoles approuvés par l'Inspection expérimentation animale danois sous le ministère de l'Alimentation, de l'Agriculture et de la Pêche.

1 prélèvement sanguin de la saphène latérale ou tarsien Vein

  1. Effectuez cette procédure sans anesthésie et l'aide d'un enquêteur, un traitement de la cochon de Guinée, et un prélèvement de l'échantillon.
  2. Raser la région du tarse de la patte arrière avec un rasoir électrique jusqu'à ce que les veines sont visibles. S'assurer que la zone est assez grande pour éviter fourrure interférer avec le site de ponction.
  3. Placez la patte arrière dans un bain d'eau tiède et frottez doucement la jambe, ce qui rend les veines plus dilatées et évident.
  4. Essuyez la jambe avec une serviette propre et désinfecter le site de ponction avec de la gaze ou un coton-tige imbibé d'alcool à 70%.
  5. Retenez le cochon de Guinée et d'étendre la jambe arrière vers le bas tout en exerçant une légère pression immédiatement au-dessus du genou to fournir stase.
  6. Piquer la veine à l'aide d'une aiguille de 21 G ou lancette. Prélever le sang par exemple., À l'aide d'un tube de collecte ou capillaire. Manipuler doucement la jambe pour faciliter le flux sanguin.
  7. Relâcher la stase, une fois que l'échantillon a été obtenu. Appliquez un morceau de gaze ou de coton avec une légère pression sur le site de ponction jusqu'à ce que le saignement s'est arrêté.
  8. Retour à l'animal de sa cage et le moniteur pendant 5-10 min pour assurer l'hémostase.

2. échantillonnage du sang de la veine de l'oreille

  1. Effectuez cette procédure sans anesthésie soit seul ou de préférence avec l'aide d'un collègue.
  2. Désinfecter la surface dorsale de l'oreille à l'aide de la gaze ou un coton-tige imbibé d'alcool à 70%.
  3. Appliquez une légère pression à la base de l'oreille pour fournir stase.
  4. Piquer la veine à l'aide d'une aiguille de 21 G ou lancette, et recueillir le sang.
  5. Relâchez la stase, une fois l'échantillon a été obtenu, Appliquez un morceau de gaze ou de coton hydrophile gepression ntle au site de ponction jusqu'à ce que le saignement s'est arrêté.
  6. Retour à l'animal de sa cage et le moniteur pendant 5-10 min pour assurer l'hémostase.

3 Prélèvement de sang de la veine jugulaire

  1. Effectuer cette procédure en utilisant l'aide d'un enquêteur supplémentaire; une manipulation du cochon de Guinée et un prélèvement de l'échantillon.
  2. Anesthésier le cochon de Guinée avec un anesthésique approprié pour toute la durée de cette procédure. Un mélange de tilétamine (0,93 mg / kg), zolazepam (0,93 mg / kg), de xylazine (1,49 mg / kg) et le butorphanol (0,06 mg / kg) peut être utilisé.
  3. Placez le cochon de Guinée anesthésié sur le dos et retirer délicatement les pattes de devant caudale.
  4. Rasage et désinfecter (par exemple., Avec 70% d'alcool), la partie ventrale du cou.
  5. Enduire la seringue avec l'héparine ou de l'EDTA avant l'échantillonnage afin de réduire le risque de formation de caillots.
  6. Palper la clavicule et insérer un 25 G (ou 23 G) aiguille montée sur une seringue de 1 ml apron 1 cm en dehors de la ligne médiane au niveau de l'articulation de l'épaule. Conserver la seringue dans un léger angle vers le haut et interne tout en appliquant une légère pression négative. Éviter d'endommager les structures sous-jacentes comme la veine jugulaire est situé tout à fait superficielle. Inclinez le cou du cochon de Guinée légèrement vers l'arrière pour fournir stase augmentation de la veine.
  7. Relâchez les pattes avant lorsque l'échantillon de sang est obtenu, et soulager la stase avant que l'aiguille est rétractée. Utilisez un morceau sec de gaze ou de coton pour appliquer une légère pression sur le site de ponction.
  8. Retour de l'animal dans une cage de récupération et de suivi pour s'assurer l'hémostase et la récupération après l'anesthésie.

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Résultats

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Quatre approches différentes techniques in vivo non terminaux dans de prélèvement sanguin soit dans les cobayes conscients ou anesthésiés ont été présentés. Figure 1 illustre l'évolution de la saphène et la veine latérale du tarse dans le cochon de Guinée et sites de ponction possibles. les veines de l'oreille, visibles sur la face dorsale d'une oreille de porc Guinée sont illustrés à la Figure 2 Ces veines peuvent être utilisés pour le prélèvement sanguin lorsque seul...

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Discussion

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Par rapport à des souris et des rats, cochons d'Inde sont craintifs par nature et doivent être abordés calmement et correctement traitées afin de réduire le stress. D'un point de vue de la protection des animaux, agissant avec soin est naturellement une priorité; Toutefois, ce sera aussi réduire le risque d'effets de l'anxiété associée sur les données recueillies par ex., l'augmentation des taux de corticostéroïdes dans le sang et glucose 12. De même, la gestion quotidienne habitu...

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Déclarations de divulgation

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Les auteurs n'ont rien à divulguer. Toutes les procédures ont été approuvées par la Loi sur l'expérimentation animale du Danemark, qui est en accord avec le Conseil de l'Europe Convention STE 123.

Remerciements

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Nous reconnaissons l'aide habile de Annie B. Kristensen, Elisabeth V. Andersen, Belinda B. Bringtoft et les gardiens d'animaux au Département de médecine expérimentale, Frederiksberg Campus, Faculté de la santé et des sciences médicales de l'Université de Copenhague, Danemark. Jacob Lønholdt est remercié pour son excellente assistance technique pour filmer les procédures. Cette étude a été financée en partie par le Centre LIFEPHARM pour pharmacologie in vivo et de l'Université de Copenhague.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Rasoir électriqueWella (Contura), Danemark273207Un autre produit peut être utilisé. Seringues à fournisseurs multiples
  ;B.Braun-Omnifix-F, Allemagne9161406VUn autre produit peut être utilisé. Plusieurs fournisseurs
AiguillesBD Microlance, Espagne301156Un produit alternatif peut être utilisé. Fournisseurs multiples
Microvette tube de collecte  ;Sarstedt, D-51588Nü ; mbrecht, Allemagne201,288,100Un autre produit peut être utilisé. Plusieurs fournisseurs
Analyseur Accu-CheckRoche A/S Diagnostics, DanemarkUn produit alternatif peut être utilisé. Plusieurs fournisseurs
Heparin 5000 IE/mlLEO Pharma, DanemarkUn produit alternatif peut être utilisé. Plusieurs fournisseurs
AnesthésieZoletil 50, Chemvet, DanemarkUn produit alternatif peut être utilisé. Plusieurs fournisseurs
AnesthésieNarcoxyl vétérinaire 20 mg / ml, Intervet, DanemarkUn produit alternatif peut être utilisé. Plusieurs fournisseurs
AnesthésieTorbugesic vétérinaire 10 mg / ml, Scanvet, DanemarkUn produit alternatif peut être utilisé. Plusieurs fournisseurs
PommadeUn produit alternatif peut être utilisé. De la
gaze ou un coton-tigeUn autre produit peut être utilisé. Plusieurs fournisseurs
Désinfectant (70 % d’alcool)Un produit alternatif peut être utilisé. Fournisseurs multiples
oculaire neutre pour plusieurs fournisseurs.

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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Mots-clés

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