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Article de méthode

Dérivation des cellules cardiaques progénitrices de cellules souches embryonnaires

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⸱

DOI :

10.3791/52047

⸱

12 janvier 2015

 ,  , 
1Cardiac Surgery, University of Michigan, 2Leon H Charney Division of Cardiology, New York University School of Medicine

Dans cet article

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Résumé

Dans ce protocole, la dérivation de cellules progénitrices cardiaques à partir de cellules souches embryonnaires de souris et d’humains sera illustrée. L’une des principales stratégies de ce protocole consiste à enrichir les cellules progénitrices cardiaques par cytométrie en flux à l’aide de rapporteurs fluorescents intégrés dans les lignées de cellules souches embryonnaires.

Résumé

Les cellules progénitrices cardiaques (CPC) ont la capacité de se différencier en cardiomyocytes, cellules musculaires lisses (SMC) et cellules endothéliales et sont très prometteuses dans la thérapie cellulaire contre les maladies cardiaques. Parmi les différentes méthodes d’isolement des CPC, la différenciation des cellules souches embryonnaires (CSE) en CPC attire une grande attention dans le domaine car les CSE peuvent fournir une source cellulaire illimitée. En conséquence, de nombreuses stratégies ont été développées pour dériver les CPC des CES . Dans ce protocole, la différenciation et la purification des CPC embryonnaires à partir de CSE de souris et d’humains sont décrites. En raison de la difficulté d’utiliser des marqueurs de surface cellulaire pour isoler les CPC embryonnaires, les ESC sont conçus avec des rapporteurs fluorescents activés par l’expression de la cre recombinase spécifique de la CPC. Ainsi, les CPC peuvent être enrichis par tri cellulaire activé par fluorescence (FACS). Ce protocole illustre les procédures de formation de corps embryoïdes (EB) à partir de CSE pour la spécification et l’enrichissement de la CPC. Les CPC isolés peuvent ensuite être cultivés pour la différenciation de la lignée cardiaque et d’autres tests biologiques. Ce protocole est optimisé pour une dérivation robuste et efficace des CPC à partir d’ESC de souris et d’humains.

Introduction

La maladie cardiaque demeure la principale cause dans le monde d'aujourd'hui et les taux de mortalité sont restés pratiquement inchangés dans les deux dernières décennies (American Heart Association). Il ya un besoin critique pour le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques pour prévenir ou inverser insuffisance cardiaque efficace. Une stratégie prometteuse est la thérapie à base de cellules suivant le développement rapide de cellules souches en biologie 1. À cet égard, les CPC multipotentes peuvent être une excellente source de cellules pour la thérapie en raison de leur capacité à proliférer mais seulement engagé à la différenciation de la lignée cardiaque. Par conséquent, la méthode efficace et robuste pour générer et isoler CPC est d'une grande importance pour les études de thérapie cellulaire cardiaque.

Ce protocole met l'accent sur CPC embryonnaires identifiés lors de l'embryogenèse précoce et comment leur génération à partir de CES. Divers CPC ont été isolés à partir des cœurs embryonnaires et adultes, même à partir de moelle osseuse 2. Au cours du développement de l'embryon, morphoge osseuseprotéines tromagnétiques (MPG), les membres de type ailes famille du site d'intégration de MMTV (Wnt) et des signaux nodales induisent l'engagement de la Mesp1 + mésoderme multipotentes 3. Mesp1 + cellules se différencient ensuite dans les CPC, 4 embryonnaires. Ces CPC sont généralement marquées par HCN4, NK2 homeobox 5 (NKX2-5), Isl LIM homeobox 1 (Isl1), T-box 5 (Tbx5), et facteur de myocytes activateur 2C (MEF2C), forment champs cardiaques primaires et secondaires, et contribuer à les principales parties du coeur pendant cardiogenèse 5-10. Les deux NKX2-5 CPC + et Isl1 + / + MEF2C sont capables de se différencier en cardiomyocytes, des cellules musculaires lisses (SMC), et les cellules endotheliales 8.5. Ainsi ces CPC donnera lieu à vasculaire cardiaque ainsi que les tissus cardiaques et sont une source de cellules idéal pour la thérapie cardiaque à base de cellules. Par conséquent, générer CPC in vitro a été une préoccupation majeure de la recherche dans les études cardiovasculaires. Depuis CES ont une expansion illimitée capacitése représentent les cellules de la MCI au stade de blastocyste, la différenciation des CES dans la suite de la CPC embryonnaires embryogenèse naturel est considéré comme une approche logique et efficace pour obtenir CPC.

Une approche largement appliquée pour obtenir CPC de CES est d'agréger les CES dans EB 11. Pour améliorer l'efficacité de différenciation, les facteurs chimiques et de croissance définis sur la base de la connaissance du développement cardiaque ont été utilisés 12-14. Cependant, il n'y a pas de marqueurs CPC définitives, en particulier pas de marqueurs de surface cellulaire, qui sont largement acceptées dans le domaine. Pour résoudre ce problème, les CES sont conçus pour marquer Isl1 + ou MEF2C CPC + et leurs dérivés avec les journalistes fluorescents à l'aide système Cre / loxP. La recombinase Cre est frappé dans le cadre du contrôle de Isl1 / MEF2C promoteur / amplificateur. DP modification de la protéine fluorescente ou un gène YFP entraînée par un promoteur constitutif peuvent être activés par excision de l'arrêt de flox codon par la recombinase Cre(ISL1: CRE; pCAG-flox-STOP-flox-GFP ou DP / Isl1-cre; Rosa26YFP / MEF2C-cre; Rosa26YFP) 5,6. Une fois que les CES sont différenciées en seconde CPC sur le terrain de coeur, Isl1 / MEF2C promoteur / amplificateur cre entraîné va activer les journalistes fluorescentes et les CPC peut être enrichi par FACS-purification. En bref, la méthode d'agrégation EB est utilisé pour initier la différenciation ESC. Pour améliorer l'efficacité de différenciation, les cellules différenciées sont traitées avec de l'acide ascorbique (AA) et des facteurs de croissance tels que Bmp4, activine A et le VEGF 13,15. Ce protocole permet la différenciation PCC robuste et efficace en utilisant la souris et le CES de l'homme.

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Protocole

1. Dérivation de souris embryonnaires CPC de Mouse CES

  1. Préparer fibroblastes embryonnaires de souris (MEF) couche nourricière.
    1. MEF milieu chaud (10% de FBS dans du DMEM) à 37 ° C.
    2. Préparer des plaques revêtues de gélatine.
      1. Ajouter 1 ml de 0,1% de gélatine dans de l'eau dans un puits d'une plaque à 6 puits ou 5 ml dans une boîte de 10 cm.
      2. Laisser les assiettes ou de plats à 37 ° C ou la température ambiante pendant au moins 30 min. Aspirer la gélatine avant de l'utiliser.
    3. Décongeler rapidement MEF irradiée dans un bain d'eau à 37 ° C, sous agitation douce.
    4. Transférer les cellules doucement pour un tube conique de 15 ml ou 50 ml. Ajouter 5 ml de milieu MEF préchauffé. Agiter les cellules lentement et centrifuger à 200 g pendant 5 min.
    5. Reprendre les cellules dans un milieu MEF et compter les cellules viables. Utiliser les volumes suivants de milieu MEF: 2 ml de cellules par puits d'une plaque à 6 puits et 10 ml pour les cellules à partir d'un plat de 10 cm.
    6. cellules de la plaque dans des plaques à 6 puits ou dans des boîtes de 10 cm 2/1x 10 6 par plaque / plat.
    7. Incuber les plaques MEF / plats à 37 ° C, 5% de CO 2 au moins 24 heures avant de les utiliser.
      NOTE: Jeter MEF assiettes / plats âgés d'une semaine.
  2. Préparer CES de souris
    1. Culture du Isl1-cre; Rosa26YFP / MEF2C-cre; Rosa26YFP souris CES sur MEF jusqu'à 90% de confluence. Un milieu de cellules ES Utilisation composé de 410 ml de DMEM, 75 ml de FBS, 0,1 mM de MEM NEAA, 2 mM de L-glutamine, 0,1 mM de pyruvate, 100 UI Pen / Strep, et 0,1 mM de β-mercaptoéthanol.
    2. Préparer gélatine revêtu des plaques à 6 puits comme décrit au point 1.1.2.
    3. milieu de Aspirer à partir de plaques et rincer les cellules avec du DPBS.
      1. Aspirer DPBS et ajouter 0,4 ml 0,25% de trypsine dans un puits de la plaque de 6 puits. Incuber les cellules à 37 ° C, 5% CO 2 pendant 5 min. Ajouter 1 ml de milieu ES préchauffé à cesser réaction trypsine.
    4. Récolte des cellules et des cellules de centrifugation à 200 xg et aspirer moyenne. Resuspendre les cellules dans 1 ml milieu ES cellulaire et compter les cellules.
    5. CES en plaques sur des plaques revêtues de gélatine à une densité de 3 x 10 4 / cm 2. Incuber à 37 ° C, 5% de CO 2 pendant environ 2 jours où CES atteignent environ 90% de confluence. Changer le support de tous les jours.
    6. Lorsque CES sont 90% de confluence, répétez les étapes 1.2.2-1.2.5 pour supprimer complètement les mangeoires MEF.
  3. Induire la différenciation PCC par la formation EB
    1. Préparer un milieu de différenciation comme suit: 36 ml d'IMDM, 12 ml F12 de Ham, 2 mM de L-glutamine, 0,34 ml de BSA (7,5%), 0,25 ml N2, 0,5 ml B27, 50 pg / ml de AA, et 0,45 mM de 1-thioglycérol.
    2. milieu de Aspirer à partir de cellules et rincer avec du DPBS. Aspirer DPBS et ajouter 0,4 ml 0,25% de trypsine dans un puits de la plaque de 6 puits. Incuber à 37 ° C pendant 5 min.
    3. Ajouter 1 ml de milieu de différenciation pour cesser la réaction et la pipette de haut en bas pour disperser des agrégats de cellules en cellules individuelles.
    4. Centrifugeuse CES à 200 g pendant 5 min et rejeter le milieu.
      1. Remettre en suspension 1 x 10 6 </ Sup> CES dans 1 ml milieu de différenciation. Compter les cellules, et les cellules dans la culture à faible détachement boîte de Petri à une concentration de 1 x 10 5 cellules / ml dans un milieu de différenciation à 37 ° C pendant la première agrégation EB.
    5. Deux jours après la formation EB, EB transférer des plats à tubes de 50 ml. Spin à 200 g pendant 1 min. Éliminer le milieu et rincer avec 10 ml EB DPBS sans Ca 2+ et Mg 2+.
    6. Aspirer DPBS et ajouter 1 ml 0,25% de trypsine. Incuber à 37 ° C pendant 5 min. Ajouter 4,5 ml de milieu de différenciation pour arrêter la réaction. Pipet haut et en bas de dissocier EB en cellules individuelles.
    7. Centrifuger les cellules à 200 xg pendant 5 min. Moyennes et remettre Aspirer cellules dans 1 ml milieu de différenciation.
    8. Compter les cellules et dilué 2 x 10 6 cellules à 1 x 10 5 cellules / ml dans un milieu de différenciation. Ajouter VEGF, et Bmp4 activine A dans le milieu à une concentration finale de 5 ng / ml, 0,8 ng / ml et 5 ng / ml, respectivement. Culture les cellules en boîte de Pétri pour la deuxième formation EB à 37 ° C.
    9. 40 h après la deuxième formation EB, EB transférer à tubes de 50 ml. Rincer avec du DPBS fois, dissocier EB avec 1 ml de 0,25% de trypsine à 37 ° C pendant 5 min. Pipet haut et en bas de dissocier EB en cellules individuelles.
    10. Resuspendre les cellules dans STEMPRO-34 milieu avec 5 ng / ml de VEGF, 10 ng / ml de bFGF et FGF10 12,5 ng / ml. Plaque les cellules à 2 x 10 5 / cm 2 dans des plaques revêtues de gélatine. Culture à 37 ° C incubateur pour environ 32 h avant PCC isolement.
  4. Isoler mCPCs
    1. Aspirer à moyen et rincer avec du DPBS. Ajouter 0,5 ml de trypsine à 0,25% pour des plaques de culture à 37 ° C pendant 5 min. Ajouter 4,5 ml de milieu de différenciation pour arrêter la réaction. Pipet haut et en bas de dissocier EB en cellules individuelles. Recueillir les cellules par des cellules de centrifugation et remettre en suspension dans 2% de FBS / PBS pendant FACS-purification.
    2. Exécutez CES indifférenciées sur trieuse comme contrôle négatif. Changer tension à régler avant le scatter (FSC) et la diffusion latérale (SSC) pour sélectionner la population souhaitée. Utilisez Forward Scatter contre la diffusion latérale et avant hauteur de dispersion par rapport largeur d'exclure les débris et doublet. Dans la sous-population sélectionnée, selon la répartition des contrôles ESC, dessiner une porte de YFP positif sur histogramme pour éliminer autofluorescence cellulaire. Recueillir YFP + CPC de YFP + déclenchement.
    3. Plate CPC purifiés (cellules YFP +) dans des plaques 6 puits avec un milieu de différenciation (1.3.1). Culture 3-5 jours supplémentaires à 37 ° C pour la différenciation des CPC en cardiomyocytes et SMC.

2. Détermination du CPC embryonnaires humaines à partir CES humaines

  1. Préparer Feeders
    1. Préparer des fibroblastes embryonnaires de souris (MEF) en tant que couche d'alimentation décrit ci-dessus à une densité de 2 x 10 4 / cm 2.
  2. Maintenir CES de l'homme
    1. Maintenir ISL1 humaine: CRE; pCAG-flox-STOP-flox-GFP ou DP CES régulièrement sur MEF utilisant le milieu ordinaire de CSEh (Knockout DMEM / F-12 385 ml, 100 ml SR Knockout, 2 mM de L-glutamine, 0,1 mM NEAA, 0,1 mM β-mercaptoéthanol, 10 ng / ml FGF de base). Avant de différenciation cardiaque, transférer CES de l'homme dans le chargeur condition libre pendant au moins deux passages.
  3. Préparer CES de l'homme dans chargeur condition libre
    1. Préparer plaques revêtues pour la culture CES de l'homme.
      1. Décongeler matrigel à 4 ° C pendant la nuit. Mettez un tube de 50 ml sur de la glace et ajouter 30 ml froide moyen / F12 DMEM dans le tube.
      2. Ajouter 1 ml matrigel dans le milieu froid et bien mélanger. Ajouter 1 ml froide matrigel-DMEM / 12 milieu dans un puits d'une plaque à 6 puits ou 5 ml dans un plat de 10 cm.
      3. Laisser les assiettes / plats à 4 ° C durant la nuit ou la température ambiante pendant 2 heures. Aspirer le milieu avant de l'utiliser.
    2. Diviser CES de l'homme sur les plaques: Aspirer le milieu de la plaque MEF et rincer CES de l'homme avec du DPBS. Ensuite, ajoutez 1 ml dispase (1 mg / ml) à un puits de la plaque de 6 puits. Incuber les cellules à 37 ° Cincubateur jusqu'à ce que les bords de colonies commencent à se détacher.
    3. Retirer solution dispase. Rincer avec du DPBS deux fois, puis ajouter 2,5 ml / par milieu ainsi mTeSR ou moyen MEF conditionné à la plaque.
    4. Grattez les cellules en utilisant un grattoir à cellules et soigneusement pipette de haut en bas pour briser colonies humaines ESC en petits bouquets.
    5. Transférer les touffes ESC et diluer 1: 3 dans les plaques revêtues.
    6. Ajouter 2 ml / puits moyen mTeSR ou moyen MEF climatisées et changer moyenne quotidienne.
    7. Culture CES de l'homme en milieu mTeSR ou moyen MEF-conditionné sur des plaques revêtues pendant au moins deux passages.
  4. Induire la différenciation du PCC CES de l'homme
    1. Lorsque les cellules sont ~ 90% de confluence, aspirer le milieu et rincer avec du DPBS. Puis incuber les CSEh dans 0,5 mg / ml Dispase à 37 ° C pendant 20 min.
    2. Rincer les cellules hES deux fois avec du DPBS, éliminer les cellules à partir de plaques avec un dispositif de levage de pile, puis remettre en suspension colliers de cellules dans un milieu de différenciation (DMEM / F12 contenant 18% de FBS, 0,1 mM de NEAA, 2 mML-glutamine, 0,1 mM de β-mercaptoéthanol et 50 ug / ml d'acide ascorbique).
    3. Transfert cellules dans six puits plaques ultra-faible attachement pour la formation EB.
    4. Changer milieu de différenciation lendemain.
    5. Remplacer milieu tous les 3 jours et maintenir EB dans une culture en suspension.
  5. Isoler HCPCS
    1. Recueillir EB au plus tard neuf jours de différenciation pour l'isolement PCC humaine.
    2. Aspirer moyen et rincer avec du DPBS EB deux fois. Ajouter 0,5 ml de trypsine à 0,25% à chaque puits de plaques de culture à 6 puits à 37 ° C pendant 5 min.
    3. Ajouter un volume égal de milieu de différenciation pour arrêter la réaction. Pipet haut et en bas de dissocier EB en cellules individuelles. Recueillir les cellules par centrifugation à 200 g pendant 5 min cellules et remettre en suspension dans 2% de FBS / DPBS. cellules de filtrage avec 40 um tamis cellulaire et FACS-purifié la DP + cellules CPC comme décrit dans 1.4.3.
    4. Plate triée HCPCS sur des plaques de geltin revêtu. HCPCS de culture en milieu de différenciation pour 7-9 Jours à se différencier en cellules de cardiomyocytes et le muscle lisse. 7 jours après l'étalement, la culture des cellules avec 5% Knockout SR dans du milieu DMEM / F12 différenciée.

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Résultats

Le protocole montre dérivation de CPC à partir de plusieurs lignées de cellules ES. CES sont agrégées pour former EB à se différencier en CPC. CES sont maintenues en routine sur mangeoires MEF (figure 1A, F) et les mangeoires sont retirés avant la différenciation. Sur agrégation des CES en EB dans un milieu de différenciation (figure 1B, g), le deuxième EB formés sont traités avec Bmp4 activine A et pour améliorer la différenciation du mésoderme dans des lignées cellulaires de souris

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Discussion

Ce protocole combine une méthode utilisant des facteurs de croissance pour guider la différenciation des CSEm et la différenciation spontanée des CSE humaines en CPC. La lignée des CPC marquée avec un rapporteur fluorescent est utilisée pour identifier et isoler efficacement les CPC par FACS. Les CPC purifiés par FACS conservent la capacité de se différencier en cardiomyocytes, en muscles lisses et en cellules endothéliales et ont un profil d’expression comparable à celui des cellules in vivo. Ainsi, ces CPC peuvent serv...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent.

Remerciements

Nous remercions le Dr Leonid Gnatovskiy pour sa lecture attentive et critique de l’article. Ce travail a été soutenu en partie par des subventions des National Institutes of Health (HL109054) et du Samuel and Jean Frankel Cardiovascular Center de l’Université du Michigan (Inaugural Fund) à WZ et de la Leon H Charney Division of Cardiology de la New York University School of Medicine à BL.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
FBSThermo scentificSH30070.03E
Technologie Knockout SRLife10828028
Knockout DMEMLife 10829018
DMEMLife11965118
NEAALife11140050
GlutaMAXLife35050061
N2Life technology17502048
B27Life technology12587010
Ham' s F12Life technology11765062
IMDMLife technology12440061
/StrepLife technology 15140122
PyruvateLife technology11360070
DispaseLife technology17105041
Stempro-34Life technology10639011
DMEM/ Technologie F12Life11330032
BSA  ;Technologie du vivant15260037
la trypsine  ;Technologie de la vie25200056
Acide ascobique  ;SigmaA5960
1-ThioglycérolSigmaM1753
2-MercaptoéthanolSigmaM3148
VEGFR& D293-VE
BMP4R& D314-BP
ActivinAR& D338-AC
bFgfR& D233-FB
Fgf10R& D345-FG
mTeSRTechnologies des cellules souches5850
MatrigelBD Biosciences354277
technologietechnologietechnologietechnologiePen

Références

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Réimpressions et autorisations

Erratum


Formal Correction: Erratum: Derivation of Cardiac Progenitor Cells from Embryonic Stem Cells
Posted by JoVE Editors on 8/10/2016. Citeable Link.

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The following author is now listed as a co-corresponding author:

Lei Bu

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