Article de méthode

À long terme Accéléré imagerie de souris cochléaires explants

DOI :

10.3791/52101

⸱

2 novembre 2014

 , 
1Biological Sciences Platform, Sunnybrook Research Institute, 2Department of Otolaryngology - Head and Neck Surgery, University of Toronto, 3Department of Laboratory Medicine and Pathobiology, University of Toronto

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Imagerie en temps réel de la cochlée des mammifères embryonnaire est difficile parce que les processus de développement de la main fonctionnent sur un gradient temporel de plus de dix jours. Nous présentons ici une méthode pour la culture et l'imagerie des tissus embryonnaires des explants cochléaire pris d'une souris rapporteur fluorescent sur cinq jours.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous présentons ici une méthode à long terme imagerie time-lapse de direct embryonnaires explants cochléaires de la souris. Le programme de développement responsable de la construction de la très ordonnée, la structure complexe de la cochlée des mammifères produit une dizaine de jours. Afin d'étudier les changements dans l'expression des gènes au cours de cette période et leur réponse aux pharmaceutique ou manipulation génétique, l'imagerie à long terme est nécessaire. Auparavant, l'imagerie en temps réel a généralement été limitée par la viabilité des tissus expiantes dans une chambre humidifiée au sommet d'un microscope standard. La difficulté dans le maintien des conditions optimales pour la croissance de la culture en ce qui concerne l'humidité et la température a placé les limites de la longueur d'expériences d'imagerie. Un microscope intégré dans un incubateur de culture tissulaire modifié fournit un excellent environnement pour imagerie longue durée en direct. Dans cette méthode, nous démontrons comment établir explants cochléaires embryonnaires de souris et comment utiliser un microscope incubateur de mener laps de temps Imaging utilisant à la fois champ lumineux et la microscopie à fluorescence pour examiner le comportement d'une journée typique embryonnaire (E) 13 explant cochléaire et Sox2, un marqueur des cellules prosensory de la cochlée, sur 5 jours.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La cochlée des mammifères est un organe complexe très ordonnée. Chez la souris, entre l'émergence de l'oreille interne primitif de la vésicule otique le jour E11 et l'achèvement du programme de développement à des stades postnatales, de multiples vagues de signalisation cellulaire et des changements coordonnés dans l'expression génique ont lieu. Exécution de la base au sommet de la cochlée est la détection épithélium sensoriel, ou organe de Corti son. Développement de l'organe de Corti est superbement contrôlé de telle sorte que d'ici la fin du développement, il sera composé d'une seule rangée de cellules ciliées internes, trois rangées de cellules ciliées externes entrecoupées de cinq rangées de cellules de soutien (deux rangées de cellules de pilier, trois des rangées de cellules de Deiters 1). Déviation de cette précises résultats d'ordre dans la perte d'audition, heighlighting l'importance de studye DELA genèse et la structuration de la epithemlium sensorielle 2.

Dans la culture in vitro de l'embryon de souris cochLea est un outil essentiel dans l'étude des mécanismes de développement de l'organe de Corti. Cette technique a été créé en 1974 et au cours des 40 dernières années, a été utilisé pour élucider bon nombre des mécanismes par lesquels l'épithélium sensoriel est spécifié et l'organe de Corti établi 3. La cochlée est un organe complexe avec les processus dynamiques de développement; une manipulation peut prendre aussi longtemps que sept jours pour manifester 1. Par exemple, lors de l'ajout d'inhibiteurs de GSK 3β à une culture d'explant cochléaire à E13, la période d'incubation optimal pour observer un effet robuste du composé 4 est de six jours.

Imagerie en temps réel de la cochlée développement permet l'étude des changements dans la morphologie de l'organe de Corti, les changements dans l'expression des gènes, le suivi de migration, prolifération ou mourants cellules, et il permet d'observer en temps réel les résultats des agents pharmaceutiques et la perturbation de la signalisation voies. Jusqu'à présent, vivre l'imagerie de la cochléea principalement été effectués en utilisant la microscopie confocale à l'image de petites zones de l'organe de Corti sur des périodes courtes 5-8, mais cette technique a des limites dues à la viabilité explant. Dans l'imagerie des effets de manipulations à long terme sur les processus de développement lent, le milieu de formation d'image est cruciale. Typiquement, un système d'imagerie confocale en direct utilise une boîte en plastique humidifié qui se trouve sur le microscope. La chaleur et l'humidité peuvent échapper à travers les lacunes dans la boîte incubation où il rencontre la table de microscope, à travers les fenêtres d'accès, à travers les ouvertures à charnières et à travers les interstices autour des différentes parties de la microscope- comme la source de lumière ou objectif. Ce ne sont pas optimales pour le maintien en bonne santé explants pendant plus de deux ou trois jours.

Nous définissons «incubateur microscope» comme un microscope inversé scellé à l'intérieur d'une norme incubateur à CO2, plutôt que d'un incubateur construit autour du microscope. Un ex incubateur de microscopetend la vie de l'expérience, de telle sorte que, plutôt que l'imagerie sur deux ou trois jours, les échantillons peuvent être imagés par un maximum de deux semaines. Un microscope incubateur offre un excellent environnement pour la croissance et la différenciation cellulaire, avec une perturbation minimale de explantation des cultures et des conditions standard contrôlée. Dans les études qui se déroulent sur plusieurs jours, il est courant de recourir à des échantillons d'imagerie sur une base quotidienne en les retirant de l'incubateur et les portant à un microscope à fluorescence inversé. Bien que cette approche peut travailler, de sortir la vaisselle de l'incubateur inflige une tension sur le tissu développement sensible. Les variations de l'acidité du milieu de culture et les fluctuations de température dues à l'enlèvement de l'incubateur peuvent se traduire par le développement et des tissus sous-optimale malsain. L'imagerie de la même région au même plan focal et dans la même orientation à chaque point de temps est extrêmement difficile. En utilisant un système automatisé à l'intérieur d'un incubateur, il est possible de maintenir en bonne santétissu, de recueillir des images à plusieurs points dans le temps et à veiller à ce que la même zone est capturée dans chaque image. Au cours des dernières années, plusieurs incubateurs de tissus au microscope intégrés ont été développés, ceux-ci ont été utiles non seulement dans la pratique clinique 9 mais aussi sur les cellules souches et le cancer recherche 10,11.

Nous présentons ici un protocole d'imagerie en temps réel à long terme de embryonnaires explants cochléaires de la souris. On utilise un système de microscopie automatisée à l'intérieur d'un incubateur à CO 2 standard qui est capable de capturer des images de plusieurs échantillons à des instants de consigne. Le système se compose d'un microscope inversé posée dans un incubateur. Les échantillons sont placés dans une estrade tournante qui permet l'imagerie d'échantillons multiples à chaque point de temps. Illumination, capture d'images, et la rotation de l'estrade sont contrôlés par un système automatisé exploité par le logiciel Metamorph. En définissant une routine d'imagerie utilisant le logiciel d'exploitation, nous pouvons définir une expérience à fonctionner jusqu'à two semaines avec une intervention humaine minimale. Dans cet exemple, nous utilisons deux champs lumineux et fluorescence d'afficher une croissance à grande échelle et le réarrangement de la cochlée, et plus précisément, la région prosensory. Dans cette expérience, cochlée sera disséqué de souris rapporteurs Sox2 EGFP le jour embryonnaire E13. Cultures in vitro sera établi et imagé sur cinq jours.

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Protocole

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Tissu souris a été récolté à partir de Sox2 EGFP -reporter souris 12 maintenus et euthanasiés conformément aux lignes directrices du Conseil canadien de protection des animaux sur pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire.

1. La culture embryonnaire cochlées

  1. Supplément milieu Eagle modifié de Dulbecco (DMEM) en mélangeant 8,89 ml de DMEM, 1 ml de sérum bovin fœtal (FBS), 100 ul de 100x supplément N2, et 10 pi de 10 mg / ml de la ciprofloxacine. Supplément solution saline équilibrée de Hank (HBSS) en mélangeant 495 ml de HBSS avec 5 ml de HEPES 100%.
  2. Préparer des boîtes de culture de fond de verre:
    1. Dans une hotte à flux laminaire, la remise en suspension de 200 ul de substrat sous-sol extrait de membrane dans 5 ml de DMEM. Préparer 35 mm verre de diamètre des boîtes de culture de 10 mm avec fond des puits. Pipette 150 ul substrat / DMEM dans le centre de chaque fond de verre plat. Ces plats peuvent être utilisés après 40 minutes d'incubation, ou peuvent stockée dans un CO 2 Incubateur à 35 ° C pendant au moins une semaine.
      REMARQUE: à fond de verre plats sont utilisés pour les raisons suivantes: veiller à ce que le fond du plat est transparent et adapté pour l'imagerie, pour créer un puits au centre de l'assiette qui permet de régler les explants dans une zone facilement localisé et enfin de sorte que, après une expérience de l'échantillon peut être traité pour une analyse ultérieure et immunocoloration.
  3. Préparer le poste de travail et outils:
    1. Tournez sur le banc de nettoyage à écoulement laminaire, et arroser avec EtOH à 70% pour créer un espace de travail propre. Faire tremper pinces, cuillères, et un 184 plat en élastomère de silicone noir (un mélange de 184 élastomère de silicone (10 parties), l'agent (1 partie) et de la poudre de charbon de bois (2,5 g) de durcissement) dans EtOH à 70%.
  4. Dans le poste de travail propre, les embryons de récolte pour l'expérience. Recueillir des embryons de la gestation approprié dans la glace HBSS froid additionné de 1% HEPES.
    1. Déterminer un organe externe ou visible qui démontreral'activité du rapporteur et examiner les embryons en utilisant un microscope stéréoscopique fluorescent. Recueillir les embryons qui présentent une activité de journaliste dans la glace HBSS froid additionné de 1% HEPES que ceux-ci font l'objet de l'expérience.
  5. Recueillir os temporaux:
    1. En travaillant rapidement, à l'aide d'une source de lumière froide et une pince fine, recueillir les têtes des petits. Prenez soin de couper au niveau des vertèbres cervicales et en dessous de la mâchoire pour éviter d'endommager l'os temporal.
    2. Ouvrez soigneusement le crâne. Retirez le cerveau, coupez le devant de la tête, et de transférer le crâne postérieur à glace fraîche HBSS froid additionné de 1% HEPES dans un plat propre. Disséquer soigneusement les arachides os temporaux en forme en prenant soin de garder le système vestibulaire de tact.
  6. Disséquer la cochlée:
    1. Transférer les os temporaux dans un plat recouvert d'élastomère de silicone noir dans la glace HBSS froid additionné de 1% HEPES, la broche de la région vestibulaire de l'os. Insérer les broches d'insectes àun angle oblique afin de stabiliser l'os temporal et créer un espace pour la pince. Épingler est une étape cruciale dans le processus comme si l'os temporal est autorisé à se déplacer trop, il est très difficile de récolter une cochlée intacte.
    2. Retirez délicatement le cartilage entourant la cochlée. Insérer une dent de la pince dans le cartilage sur le bord extérieur de la base de la cochlée et découper un trou dans le cartilage.
    3. Attachez un rabat sur le côté, insérer la dent de la pince et se séparer en douceur le toit de la gaine du cartilage. Couper horizontalement sur le dessus et en diagonale, et soulevez délicatement la partie avant de la capsule. Insérez un volet de la pince entre le cartilage restant et le conduit et le clip doucement la dernière section. La surface apicale de la cochlée est maintenant exposé.
    4. À partir de la base, attraper la zone où le toit de la conduite répond l'épithélium cochléaire et ouvrir le canal cochléaire. Retirez délicatement le toit, le paragelorsque cela est nécessaire jusqu'à ce qu'il soit complètement retiré. Coupez les portions de membrane à gauche sur la face interne de la conduite. Faire ramoner le conduit de tissu mésenchymateux excès et détacher la conduite du système vestibulaire.
  7. Culture: les explants
    1. Passer une explantation, surface luminale place, dans le centre d'un verre recouvert boîte de culture bas de substrat, soigneusement prélever tout le liquide et laisser reposer pendant deux minutes. Ajouter 150 ul complétée DMEM goutte à goutte à l'expiant, en prenant soin de ne pas déranger. Si l'expiant flotter librement, repositionner avec une pince, mais veiller à ce que l'explantation se dépose au fond de la boîte de sorte qu'il peut se brancher sur le substrat.
    2. Placez les plats à fond de verre dans un 12 cm de diamètre plat de Pétri de profondeur, avec un petit plat d'eau stérile pour maintenir l'humidité. Mettre les cultures dans un incubateur à 35 ° pendant une nuit pour que l'expiant pour fixer au substrat et l'aplatir.

2. direct ImagING

  1. Sélectionnez échantillons explants. Utilisation d'un microscope stéréoscopique fluorescent pour évaluer l'état de chaque cochlée explantée. Sélectionner uniquement explants où le canal est intact et attaché au verre à partir de la base au sommet.
  2. Régler l'incubateur à 35 ° C avec 5% de CO 2 à la culture de tissus cochléaire. Mettez les cultures dans le microscope de l'incubateur:
    1. Aspirer doucement le DMEM supplémenté et remplacer avec au moins 500 pi de milieu frais. Pour l'imagerie jusqu'à 6 jours, de 1-1,5 ml est mieux. Dans les cas où explants sont mal fixés, une pipette un anneau de médias autour du bord du plat. Ce liquide supplémentaire fera une "chambre humide" miniature sans perturber l'expiant alors qu'il continue à attacher à la matrice.
      1. Vous pouvez aussi utiliser articulé plat couvre pour ouvrir les couvercles alors que le plat reste dans sa mise en place dans le microscope si les réactifs doivent être échangés pendant les intervalles entre les collections d'images. Couvercles plat charnières permettent aux couvercles d'êtreouvert sans déranger les échantillons ou de retirer les plats de leurs paramètres. Cela permet de maintenir leur position exacte des captures d'images suivantes.
    2. Insérez les plats en verre fond contenant des échantillons appropriés dans le support de plat de l'échantillon. Le microscope dans cet exemple a une plate-forme rotative qui contient huit plats de 35 mm de l'échantillon.
    3. Sous la hotte à flux laminaire remplacer les couvercles en plastique avec couvercles en verre et insérer les plats dans le support de plat de l'échantillon. Placez le support de plat de l'échantillon à l'intérieur de l'incubateur en prenant soin de ne pas déloger les explants du fond du plat ou de perturber les médias.
  3. Mettre en place la routine d'imagerie:
    1. Allumez le microscope, lampe UV et l'appareil, ouvrez le logiciel d'imagerie.
    2. Repérez les échantillons, choisir une zone d'imagerie, plan de mise au point et ajuster les temps d'exposition pour chaque plat en séquence. Choisir le plan de mise au point en fonction non seulement de la vue de l'explant au moment du démarrage, mais alen gardant à l'esprit la façon dont le tissu se déplace et combien de temps le cours du temps sera exécuté.
    3. Définir une pile Z de centrage dans le plan focal sélectionné dans le canal de fluorescence. Réglez la fréquence et la durée de l'échantillonnage pour l'expérience. La fréquence d'échantillonnage est limitée par le temps qu'il faut pour recueillir des images, ce qui devrait être déterminée après la sélection de champs de vision et la fixation d'un empilement de Z. Dans ce cas, le prélèvement est effectué toutes les 30 min pendant cinq jours. La durée de l'expérience peut aller jusqu'à 14 jours.
  4. Générer un film:
    1. A la fin de la période de laps de temps d'ouvrir les fichiers d'image. Dans ce cas, le logiciel Metamorph qui ouvre des points de collecte séquentielles est utilisé. Image par image choisir le meilleur plan focal pour montrer la population cellulaire d'intérêt.
    2. Convertir ces images dans un fichier .avi, ou les exporter sous forme d'un montage pour produire un ensemble d'images qui peuvent être ouverts et analysés dans le logiciel de traitement d'image ou convertis en forma multiplets en utilisant un logiciel de traitement vidéo.

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Résultats

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Ici, nous montrons un montage (figure 1) et un film (Figure 2) montrant comment un explant cochléaire organotypique typique va croître si plaqué sur E13.5. Un journaliste souris Sox2 a été utilisé pour visualiser la région prosensory. Le film montre que la cochlée est soumis à une croissance et à la convergence et l'extension, les cellules dans la région latérale du domaine de Sox2 vert ne semblent pas se diviser le tissu environnant comme il se dilate. Ceci est une ca...

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Discussion

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Il ya plusieurs points techniques à prendre en compte lorsque les cultures sont établies et à mettre en place le microscope time-lapse pour que l'imagerie à long terme.

Nous utilisons sous-sol matrice de la membrane comme substrat pour la culture des explants cochléaires, mais le substrat doit être adapté au type de cellule. Par exemple, à l'image des cultures de neurones, il peut être préférable de fournir un revêtement de fibronectine. La température d'incubation et la composit...

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Déclarations de divulgation

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Les auteurs ont rien à divulguer.

Remerciements

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Merci à Willy Sun pour l'assistance technique et le Dr Kris Gellynck pour leurs commentaires utiles et trois relecteurs anonymes pour leurs conseils constructifs. Ce travail a été financé par l'Initiative de régénération d'audience Sunnybrook

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Le média Eagle modifié de DulbeccoGibco12430Plusieurs marques fabriquent cet
extrait de membrane basale.Corning354230Matrigel. D’autres produits similaires sont disponibles auprès d’autres fournisseurs.
http://catalog2.corning.com/Lifesciences/en-US/Shopping/Product.aspx?categoryname=Cell+Culture+and+Bioprocess%28Lifesciences%29|Extracellulaire+Matrice+Protéine+ECM+et+Attachement+Facteurs %28Sciences de la vie %29|Matrigel+Babas+Membrane+Matrice+ %28Lifesciences %29
Sérum fœtal bovinGibco16000044Plusieurs marques fabriquent ce
http://www.lifetechnologies.com/search/global/searchAction.action?query=fbs&resultPage=1&results PerPage=15& autocomplete=
HEPESGibco5630080Plusieurs marques fabriquent ce
http://www.lifetechnologies.com/search/global/searchAction.action?query=hepes&resultPage=1&results PerPage=15& autocomplete=
100 x supplément N2Gibco17502-048Plusieurs marques fabriquent ce
http://www.lifetechnologies.com/search/global/searchAction.action?query=n2&resultPage=1&results PerPage=15& autocomplete=
CiprofloxacineSigma Aldrich17850-5G-FPlusieurs marques fabriquent ce
http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/fluka/17850?lang=en®ion=CA
la solution saline équilibrée de HankGibco14170161plusieurs marques fabriquent ceci. Doit être refidgé avant utilisation.
http://www.lifetechnologies.com/us/en/home/life-science/cell-culture/mammalian-cell-culture/reagents/balanced-salt-solutions/hbss-hanks-balanced-salt-solution.html?s_kwcid=AL!3652!3!26107410508!e!!g!!hbss&ef_id=xoFOglw2s UMAAMU8:20140228185720 :s
Pincefine Outils de science fine11254-20Numéro de taille 5
http://www.finescience.ca/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=350&CategoryId=29
Curette  ;Outils scientifiques fins10080-05taille 1 mm  ;
http://www.finescience.ca/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=91&CategoryId=118
Épingles à insectesOutils scientifiquesfins 26001-35Doit être en acier inoxydable
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Plats en plastique de 50 mmCorning/Falcon351006Plusieurs marques fabriquent ce
charbonde bois Sigma Aldrich05105-250GPlusieurs marques fabriquent des articles similaires
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184 élastomère de siliconeDow/Corning  ;KIT SILICONE ÉLASTOMÈRE SYLGARD® ; 184 Lavaisselle est faite maison plusieurs semaines à l’avance. L’élastomère de silicone peut provenir de n’importe quel fournisseur.http://www.dowcorning.com/applications/search/products/Details.aspx?prod=01064291
Plats à fond en verreMatTekP35G-0-10-CLes dimensions de la parabole sont déterminées par les spécifications du système d’imagerie.  ; 35 mm de diamètre, Puits de 10 mm, lamelle numéro 0 pour Olympus Vivaview FL.
http://glass-bottom-dishes.com/catalog/index.php?main_page=product_info&cPath= 1_4_15& products_id=2
StéréomicroscopeZeiss  ;495101-9804-000  ; Modèle Stemi 2000. plusieurs marques fabriquent des articles similaires
http://microscopy.zeiss.com/microscopy/en_de/products/stereo-zoom-microscopes/stemi-2000.html
Source de lumière froideZeiss000000-1063-182Plusieurs marques fabriquent des articles similaires
http://microscopy.zeiss.com/microscopy/en_de/products/microscope-components/lightsources.html
Stéréomicroscope fluorescent  ;Leica microsystemsContactez Leica microsystemsLeica M165-FC. Plusieurs marques fabriquent des articles similaires
http://www.leica-microsystems.com/products/stereo-microscopes-macroscopes/fluorescence/details/product/leica-m165-fc/
Incubateur Microscope + logiciel d’imagerieOlympusContact OlympusMicrocope inversée scellée à l’intérieur d’un incubateur de CO2. Microscope incubateur Vivaview FL avec logiciel d’imagerie propriétaire Metamorpoh.
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Banc propreThermo Scientific51029701Plusieurs marques fabriquent des articles similaires
http://www.thermoscientific.com/en/product/heraguard-eco-clean-bench.html
Incubateur CO2Thermo Scientific3310Plusieurs marques fabriquent des articles similaires
http://www.thermoscientific.com/en/products/co2-incubators.html
Hotte à flux laminaireThermo Scientific51026651Plusieurs marques fabriquent des articles similaires
http://www.thermoscientific.com/en/products/biological-safety-cabinets-clean-benches.html

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wu, D. K., Kelley, M. W. Molecular mechanisms of inner ear development. Cold Spring Harbor perspectives in biology. 4, (2012).
  2. Shim, K. The auditory sensory epithelium: the instrument of sound perception. The international journal of biochemistry & cell biology. 38, 1827-1833 (2006).
  3. Van de Water, T., Ruben, R. J. Growth of the inner ear in organ culture. The Annals of otology, rhinology, and laryngology. 83, 1-16 (1974).
  4. Jacques, B. E., et al. A dual function for canonical Wnt/beta-catenin signaling in the developing mammalian cochlea. Development. 139, 4395-4404 (2012).
  5. Castellano-Munoz, M., Peng, A. W., Salles, F. T., Ricci, A. J. Swept field laser confocal microscopy for enhanced spatial and temporal resolution in live-cell imaging. Microscopy and microanalysis : the official journal of Microscopy. Society of America, Microbeam Analysis Society, Microscopical Society of Canada. 18, 753-760 (2012).
  6. Szarama, K. B., Gavara, N., Petralia, R. S., Chadwick, R. S., Kelley, M. W. Thyroid hormone increases fibroblast growth factor receptor expression and disrupts cell mechanics in the developing organ of corti. BMC developmental biology. 13, 6(2013).
  7. Appler, J. M., et al. Gata3 is a critical regulator of cochlear wiring. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 33, 3679-3691 (2013).
  8. Wibowo, I., Pinto-Teixeira, F., Satou, C., Higashijima, S., Lopez-Schier, H. Compartmentalized Notch signaling sustains epithelial mirror symmetry. Development. 138, 1143-1152 (2011).
  9. Hashimoto, S., Kato, N., Saeki, K., Morimoto, Y. Selection of high-potential embryos by culture in poly(dimethylsiloxane) microwells and time-lapse imaging. Fertility and sterility. 97, 332-337 (2012).
  10. Matsuoka, F., et al. Morphology-based prediction of osteogenic differentiation potential of human mesenchymal stem cells. PloS one. 8, (2013).
  11. Ma, G. F., et al. et al.Transforming growth factor-beta1 and -beta2 in gastric precancer and cancer and roles in tumor-cell interactions with peripheral blood mononuclear cells in vitro. PloS one. 8, (2013).
  12. Taranova, O. V., et al. SOX2 is a dose-dependent regulator of retinal neural progenitor competence. Genes & development. 20, 1187-1202 (2006).
  13. Chen, P., Segil, N. p27(Kip1) links cell proliferation to morphogenesis in the developing organ of Corti. Development. , 1581-1590 (1999).

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Mots-clés

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