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Article de méthode

L'utilisation de Chironomidae (Diptera) Surface-Flottant nymphose exuvies comme un protocole Rapid Bioassessment des plans d'eau

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DOI :

10.3791/52558

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24 juillet 2015

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1Department of Entomology, University of Minnesota, 2Biology, Chemistry & Physics, and Mathematics Department, Northern State University, 3Environmental Analysis and Outcomes Division, Minnesota Pollution Control Agency, 4RMB Environmental Laboratories, Inc.

Dans cet article

Résumé

Des protocoles de bioévaluation rapide utilisant des macroinvertébrés benthiques sont souvent utilisés pour surveiller et évaluer la qualité de l’eau. Un protocole efficace implique des collectes d’exuvies nymphles flottant en surface (SFPE). Ici, les techniques de collecte sur le terrain, de traitement en laboratoire, de montage de lames et d’identification des Chironomidae SFPE sont décrites.

Résumé

Protocoles de bioévaluation rapide en utilisant les assemblages de macroinvertébrés benthiques ont été utilisés avec succès pour évaluer les impacts humains sur la qualité de l'eau. Malheureusement, les méthodes d'échantillonnage traditionnelles benthiques larvaires, comme l'épuisette, peuvent prendre beaucoup de temps et coûteux. Un autre protocole implique la collecte des Chironomidae exuvies de pupe flottant en surface (SFPE). Chironomidae est une famille de mouches (diptères) dont les stades immatures se produire généralement dans des habitats aquatiques riches en espèces. Chironomes adultes émergent de l'eau, laissant leurs peaux de nymphe, ou exuvie, flottant à la surface de l'eau. Exuviae accumulent souvent le long des berges ou derrière les obstructions par action du vent ou de l'eau courante, où ils peuvent être collectées pour évaluer la diversité et la richesse de chironomes. Chironomes peuvent être utilisés comme indicateurs biologiques importants, car certaines espèces sont plus tolérantes à la pollution que d'autres. Par conséquent, la composition d'abondance relative et les espèces d'collectées SFPE reflètechangements dans la qualité de l'eau. Ici, les méthodes associées à la collecte sur le terrain, le traitement en laboratoire, montage diapositive, et l'identification des chironomes SFPE sont décrites en détail. Avantages de la méthode SFPE comprennent une perturbation minimale à une zone d'échantillonnage, la collecte de l'échantillon efficace et économique et de la transformation de laboratoire, la facilité d'identification, d'application dans presque tous les milieux aquatiques, et une mesure potentiellement plus sensibles de stress de l'écosystème. Limitations comprennent l'incapacité de déterminer l'utilisation de micro-habitat larvaire et incapacité à identifier exuvie nymphale aux espèces si elles ne sont pas associées avec des mâles adultes.

Introduction

Programmes de surveillance biologique, qui utilisent des organismes vivants pour évaluer la santé de l'environnement, sont souvent utilisés pour évaluer la qualité de l'eau ou de surveiller le succès des programmes de restauration de l'écosystème. Protocoles d'évaluation biologique rapide (RBP) en utilisant les assemblages de macroinvertébrés benthiques ont été populaire parmi les agences des ressources en eau de l'Etat depuis 1989 1. Les méthodes traditionnelles d'échantillonnage des macroinvertébrés benthiques pour les pratiques commerciales restrictives, telles que l'épuisette, Surber sampler, et Hess sampler 2, peut être Time- , coûteux, et ne peut mesurer les assemblages à partir d'un micro-habitat particulier 3. Un efficace, RBP alternative pour générer des informations biologiques sur une masse d'eau donnée implique la collecte des Chironomidae exuviae pupe flottant en surface (SFPE) 3.

Le Chironomidae (Insecta: Diptera), communément connu sous le nom de moucherons piqueurs non, sont les mouches holométaboles, qui surviennent généralement dans les milieux aquatiques avant d'émerger comme des adultes 60, sur la surface de l'eau. La famille de chironomes est riche en espèces, avec environ 5.000 espèces décrites dans le monde entier; Cependant, autant que 20.000 espèces sont estimées à exister 4. Chironomes sont utiles dans la documentation de l'eau et de la qualité de l'habitat dans de nombreux écosystèmes aquatiques en raison de leur grande diversité et le niveau de tolérance de la pollution variables 5. En outre, ils sont souvent les macroinvertébrés benthiques les plus abondantes et généralisées dans les systèmes aquatiques, représente généralement 50% ou plus de l'espèce dans la communauté 5,6. Suite à l'émergence de l'adulte terrestre, le exuviae pupe (jeter la peau pupe) reste flottant à la surface de l'eau (Figure 1). Exuviae pupes accumulent le long des berges ou derrière les obstacles grâce à l'action du vent ou de l'eau courante et peuvent être facilement et rapidement collectés pour donner un échantillon complet des espèces de chironomes qui ont émergé au cours de la précédente 24-48 h 7.

ntent "> L'abondance relative et la composition taxonomique des collectées SFPE reflète la qualité de l'eau, étant donné que certaines espèces sont la pollution très tolérante, tandis que d'autres sont très sensibles 5 La méthode SFPE présente de nombreux avantages par rapport aux techniques traditionnelles d'échantillonnage de l'chironomes larvaire y compris:. (1) minimale , le cas échéant, la perturbation de l'habitat se produit à une zone d'échantillonnage; (2) échantillons ne se concentrent pas sur la collecte des organismes vivants, mais plutôt la peau non-vivant, de sorte que la trajectoire de la dynamique de la communauté ne sont pas affectés; (3) l'identification de genre, et souvent des espèces, est relativement facile étant donné les clés et descriptions 3 appropriées; (4) la collecte, le traitement et l'identification des échantillons est efficace et économique par rapport aux méthodes traditionnelles d'échantillonnage 3,8,9; (5) dépouilles accumulées représentent taxons qui sont issus de un large éventail de microhabitats 10; (6) la méthode est applicable dans presque tous les environnements aquatiques, y compris les ruisseaux et les rivières, les estuaires, lakes, les étangs, les piscines de roche, et les zones humides; et (7) SFPE peut-être être un indicateur plus sensible de la santé des écosystèmes, car ils représentent des individus qui ont terminé tous les stades immatures et devenir des adultes 11.

La méthode SFPE est pas une nouvelle approche pour recueillir des informations sur les communautés de chironomes. L'utilisation de SFPE a d'abord été suggérée par Thienemann 12 au début des années 1900. Une variété d'études ont utilisé SFPE pour les enquêtes taxonomiques (par exemple, 13-15), de la biodiversité et des études écologiques (par exemple 7,16-19), et des évaluations biologiques (par exemple, 20-22). En outre, certaines études ont abordé différents aspects de la conception de l'échantillon, taille de l'échantillon, et le nombre d'événements d'échantillon requis pour la réalisation de différents niveaux d'espèces ou genres (par exemple, 8,9,23) détection. Ces études indiquent que des pourcentages relativement élevés d'espèces ou genres peuvent être détectés avec effor modéréet ou frais associés à la transformation de l'échantillon. Par exemple, Anderson et Ferrington 8 déterminé que basé sur un sous-échantillon de 100 comte, 1/3 moins de temps a été nécessaire pour prendre des échantillons SFPE rapport à l'épuisette échantillons. Une autre étude a déterminé que les échantillons 3-4 SFPE pourraient être classés et identifiés pour chaque échantillon à l'épuisette et que les échantillons SFPE étaient plus efficaces que les échantillons de l'épuisette à la détection des espèces comme la richesse en espèces ont augmenté de 3. Par exemple, sur les sites avec la richesse en espèces des valeurs de 15-16 espèces, l'efficacité épuisette moyenne était de 45,7%, tandis que les échantillons étaient SFPE 97,8% efficace 3.

Surtout, la méthode SFPE a été normalisé dans l'Union européenne 24 (connu sous le nom technique de chironomes pupe exuvies (CPET)) et en Amérique du Nord 25 pour l'évaluation écologique, mais la méthode n'a pas été décrite en détail. Une application de la méthode a été décrite par SFPE Ferrington, et al. 3; Cependant, l'objectif principal de cette étude était d'évaluer l'efficacité, l'efficience et l'économie de la méthode SFPE. Le but de ce travail est de décrire toutes les étapes de la méthode SFPE en détail, y compris la collecte de l'échantillon, le traitement en laboratoire, montage diapositive, et l'identification de genre. Le public cible comprend les étudiants des cycles supérieurs, chercheurs et professionnels intéressés par l'expansion des efforts traditionnels de surveillance de la qualité de l'eau dans leurs études.

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Protocole

1. Préparation du terrain Collection Fournitures

  1. Déterminer le nombre d'échantillons SFPE qui devraient être recueillies sur la base de la conception de l'étude et acquièrent un pot de l'échantillon (par exemple, 60 ml) pour chaque échantillon.
  2. Préparer deux étiquettes de date et localité pour chaque pot de l'échantillon. Placer une à l'intérieur et fixer l'autre à l'extérieur du bocal. Assurez-vous que chaque étiquette de la date et de la localité comprend les informations suivantes: pays, état, comté, ville, plan d'eau, coordonnées GPS, la date et le nom de la personne (s) de collecte de l'échantillon.
  3. Rassemblez d'autres matériaux et de l'équipement (voir le tableau de matériaux spécifiques / Équipement) spécifiques.

Collection champ 2.

  1. Maintenez un plateau larvaire dans une main et un tamis dans l'autre. Trempez le plateau des larves dans l'eau où SFPE accumuler (par exemple, les accumulations de mousse, des chicots, la végétation émergente, de débris, de retour tourbillons, et le long des bords de la banque) (figure 2A), permettent water, exuvies, et les débris d'entrer dans le bac larvaire, et versez ce matériau à travers le tamis. Si l'échantillonnage dans un système lotique, commence à l'extrémité aval de l'échantillon portée et de travailler en amont (figure 2B). Si l'échantillonnage dans un système lentique, commencera à la côte sous le vent.
    1. Répétez l'étape 2.1 pour 10 min (ou qui est définie pour un régime spécifique d'échantillonnage) au sein de chaque portée de l'échantillon pré-défini (généralement 100-200 m pour les échantillons collectés dans les rivières, mais dépend de la surface globale du site de surveillance aquatique); déplacer entre les zones d'accumulation SFPE le cas échéant.
  2. Concentrez débris dans une zone du tamis en utilisant un vaporisateur rempli d'eau à partir du site de l'échantillon et transférer soigneusement échantillon SFPE d'effectuer une pré-étiquetés pot de l'échantillon à l'aide d'une pince et un flux d'éthanol à partir d'une bouteille d'injection. Remplissez pot de l'échantillon avec de l'éthanol.
  3. Répétez les étapes 2.1 à 2.2 pour tous les échantillons.

3. Cueillette de l'échantillon

NOTE: Le reste de ce protocole se rapporte à un sous-échantillon de 300 SFPE et peut-être besoin d'être modifié pour d'autres tailles de sous-échantillon. Voir 9 sous-échantillonnage et la fréquence d'échantillonnage des lignes directrices de Bouchard et Ferrington pour adapter les méthodes de SFPE pour atteindre les objectifs et les ressources spécifiques à une étude.

  1. Allouer un flacon de 1 dram pour chaque échantillon SFPE; préparer une étiquette de la date et de la localité de placer à l'intérieur de chaque flacon et remplir le flacon ¾ avec de l'éthanol.
  2. Retirer le couvercle du pot de l'échantillon correspondant et vérifier exuviae pupe ci-joint. Rincer délicatement le contenu hors du couvercle sur une boîte de Pétri en utilisant un vaporisateur rempli avec de l'éthanol. Localiser et retirer l'étiquette de l'intérieur du pot de l'échantillon en utilisant une pince et rincez délicatement le contenu hors l'étiquette sur la boîte de Pétri. Réglez l'étiquette de côté.
  3. Transférer le contenu de la fiole d'échantillon dans un bac larvaire, le rinçage avec de l'éthanol pour assurer SFPE pas rester dans le pot de l'échantillon. Transférer une partie de l'exuvie nymphale, Resiraison, et de l'éthanol à partir du bac à la boîte de Pétri. Assurez-vous que l'échantillon est traité dans l'éthanol.
  4. Placer la boîte de Pétri sous un microscope stéréo. Analyser systématiquement le contenu de la boîte de Pétri pour exuviae chrysalide. Cueillez tous les dépouilles des pupes de la boîte en utilisant une pince et le lieu dans le flacon. Ne pas ramasser des spécimens qui sont cassés (à savoir, ne pas avoir au moins la moitié du céphalothorax et l'abdomen), séché, comprimé ou d'éviter des problèmes d'identification plus tard.
    NOTE: L'identification des espèces nécessite souvent que l'ensemble du spécimen est présent, bien que dans certains cas, l'identification du niveau de genre peut être possible avec des échantillons partiels.
    1. Swirl plat et rechercher les dépouilles supplémentaires pupe, y compris celles qui pourraient être collé sur les côtés du plat, ainsi que d'éventuelles petites et translucides spécimens qui peuvent ne pas avoir être détectée initialement. Répétez jusqu'à ce que deux analyses consécutives ne révèlent aucun exuvie nymphale supplémentaire.
  5. Répétez les étapes 3,3 et3.4 jusqu'à ce que tous ou 300 dépouilles des pupes ont été cueillis. Lorsque 300 dépouilles des pupes ont été cueillis, retourner le résidu de la boîte de Pétri sur le plateau des larves et rincer la boîte de Pétri avec de l'éthanol. Ensuite, transférer le résidu du bac larvaire à l'échantillon pot vide, ajouter la date et la localité étiquette, et de mettre le couvercle sur le pot. Conserver ou éliminer des résidus selon des protocoles spécifiques au projet.

4. Exemple de tri

  1. Verser les recueille tous exuviae pupe du flacon marqué dans une boîte de Pétri remplie de suffisamment d'éthanol pour couvrir tout spécimens.
  2. Sous un microscope stéréo, spécimens séparés en groupes morphologiques distinctes (c.-à-morphotaxons) et placer chaque morphotaxons en flacons étiquetés séparément un remplis 3/4 ème complète avec de l'éthanol.
    1. Utiliser caractéristiques morphologiques externes pour séparer chironomes morphotaxons. Par exemple, à partir du céphalothorax, utiliser les différences dans la présence, la taille, la forme etcoloration des tubercules céphaliques, verrues frontaux, soies frontales, et corne thoracique. De l'abdomen, utiliser épines, hookrows, galuchat, soies, et contreforts des segments abdominaux, en plus des lobes anales pour la séparation de morphotaxons (figure 4A). Voir Ferrington, et al. 5, Sæther 26, Pinder et Reiss 27 pour les descriptions et les figures de caractéristiques morphologiques supplémentaires.
    2. Utiliser de l'éthanol supplémentaire si spécimens commencent à sécher.

5. Faites glisser montage

  1. Remplir un puits d'une plaque multi-puits pour chaque morphotaxons avec 95% d'éthanol.
    1. Placer plusieurs représentations (par exemple, 25% du total) de chaque morphotaxons à coulisseau monté dans des puits individuels de la plaque. Autoriser les spécimens de siéger dans le bien pendant au moins 10 min pour déshydrater suffisamment.
  2. Les marquer avec site approprié, la collecte et informati d'identificationsur (Figure 3).
  3. Placer la lame sur le microscope stéréo.
    NOTA: Le modèle de la diapositive enregistrée à l'étape est utile pour le placement uniforme.
  4. Placer une goutte de Euparal sur la lame; répandre la Euparal de sorte qu'il se rapproche de la taille de la lamelle. Utilisez une ventilation adéquate lorsque vous travaillez avec Euparal.
    NOTE: Utilisez une ventilation adéquate lorsque vous travaillez avec Euparal.
  5. Incluez un représentant de la première morphotaxons dans le Euparal aide d'une pince.
    REMARQUE: Pour annuler un excès d'éthanol à partir de l'échantillon, à l'aide d'une pince, tapotez doucement échantillon sur laboratoire lingettes avant l'enrobage dans Euparal.
  6. Séparer le céphalothorax de l'abdomen en utilisant une pince à pointe fine et / ou des sondes de dissection (figure 4A).
    1. Diviser le long de la suture cephalothorax ecdysial (figure 4B) et ouvrir la cephalothorax sorte que les bords de suture sont sur ​​des côtés opposés (Figure 4C).
    2. Orientez le cephalothorax de sorte que la face ventrale est orientée vers le haut (figure 4C).
    3. Placez la face dorsale de l'abdomen jusqu'à; placer immédiatement sous le céphalothorax (figure 4C).
  7. Déposer une lamelle couvre-objet sur le spécimen. Tenez lamelle à un angle, avec un bord de toucher la lame, puis abaissez lentement et déposer la lamelle pour réduire la formation de bulles d'air. Appuyez légèrement sur la lamelle pour aplatir le spécimen.
  8. Répétez les étapes 5.3 à 5.7 pour tous les spécimens déshydratés.

6. Genre identification

  1. Déterminer genre de spécimens de diapositives montées à l'aide d'un microscope composé. Identifier les spécimens au genre en utilisant les touches et les diagnostics en Wiederholm 28 et Ferrington, et al. 5. Si nécessaire, confirmer l'identification du niveau de la famille à l'aide Ferrington, et al. 5. NOTE: Il ya eu de nombreuses descriptions génériques et les révisions depuis Wiederholm 28 et Ferrington,et al. 5, par conséquent, ces touches et les diagnostics sont incomplètes et doivent être complétées avec la littérature primaire.

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Résultats

La figure 1 illustre le cycle de vie de chironomes; stades immatures (œuf, larve, nymphe) ont généralement lieu dans, ou étroitement associées à un environnement aquatique. À la fin du stade larvaire, la larve construit un abri en forme de tube et se fixe avec des sécrétions de soie au substrat environnante et se transforment en chrysalides. Une fois que l'adulte en développement a mûri, la nymphe se libère et nage à la surface de l'eau où l'adulte peut émerger de la exuviae chrysalide. Le d...

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Discussion

Les étapes les plus critiques pour la réussite de la collecte de l'échantillon SFPE, la cueillette, le tri, montage diapositive, et l'identification sont: (1) la localisation des zones de forte accumulation SFPE au sein de la zone d'étude lors de la collecte de terrain (figure 2A); (2) balayer lentement le contenu de la boîte de Pétri pour la détection de tous SFPE pendant échantillon cueillette; (3) développer la dextérité manuelle nécessaire pour disséquer le céphalothorax de l'abdomen...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu'ils ont aucun intérêt financier concurrentes.

Remerciements

Financement pour la composition et la publication de ce document a été fourni à travers de multiples subventions et des contrats à Research Group Chironomidae (LC Ferrington, Jr., PI) dans le département d'entomologie à l'Université du Minnesota. Merci à Nathan Roberts pour le partage de photographies de terrain utilisés comme des figures dans la vidéo associée à ce manuscrit.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
ÉthanolFisher ScientificS25309BDe 70 à 95 %
Flacons de lavage en plastiqueFisher Scientific0340923B
Pot d’échantillonFisher Scientific0333510BVerre ou plastique, 60 mL recommandé
Tamis d’essaiAdvantech120SS12FMaille de 125 microns
Plateau à larvesBioQuip5524Blanc
Stéréomicroscope
Flacons en verreFisher Scientific0333926BCompte-gouttes
en plastiqueThermo Scientific137111030 à 35 gouttes/mL
Pince fineBioQuip4524#5
Boîte de PétriCarolina741158Verre ou plastique
Plaque multipuitsThermo Scientific144530
Microlames en verreThermo 3010002 scientifique3 x 1 po.
Couvercles en verreThermo Scientific12-519-21GMilieu
de montage EuparalBioQuip6372B
Stylo PigmaBioQuip1154FSonde noire
BioQuip4751
KimwipesKimberly-Clark Professionnel&commerce ;Référence 34120
ou en plastique circulaire ou carré

Références

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