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Article de méthode

Instrumentation de Near terme fœtus de mouton pour multivariées chroniques enregistrements non anesthésiés

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DOI :

10.3791/52581

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25 octobre 2015

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1Département de sciences cliniques, CHUV, Université de Montréal, St-Hyacinthe, QC, 2Département d'obstetriques et de gynécologie, CHU Ste-Justine Research Centre, Université de Montréal, 3Département de neurosciences, CHU Ste-Justine Centre de recherche, Université de Montréal, 4Centre de recherche en reproduction animale (CRRA), Université de Montréal, St-Hyacinthe, QC

Dans cet article

Résumé

Le modèle chroniquement instrumentés de fœtus de mouton non anesthésié est utilisée pour étudier le développement du fœtus humain dans la santé et la maladie, car elle permet le placement chirurgical et l'entretien des cathéters et des électrodes, prises de sang répétitif, l'injection d'une substance, un enregistrement de l'activité bioélectrique et l'imagerie in vivo. Nous décrivons les procédures nécessaires pour établir ce modèle.

Résumé

La brebis gestante instrumentée de manière chronique a été utilisée comme modèle du développement du fœtus humain et des réponses à des stimuli physiopathologiques tels que les endotoxines, les bactéries, les occlusions du cordon ombilical, l’hypoxie et divers traitements pharmacologiques. Les pratiques cliniques salvatrices du traitement aux glucocorticoïdes chez les fœtus à risque de naissance prématurée et de l’hypothermie thérapeutique ont été développées dans ce modèle. Cela est dû à la facilité unique des moutons fœtaux non anesthésiés à la mise en place chirurgicale et à l’entretien des cathéters et des électrodes, ce qui permet des prélèvements sanguins répétitifs, des injections de substances, l’enregistrement de l’activité bioélectrique, l’application d’une stimulation électrique et l’imagerie d’organes in vivo. Nous décrivons ici la procédure d’instrumentation chirurgicale nécessaire pour obtenir un modèle de mouton fœtal non anesthésié stable, instrumenté de manière chronique, y compris la caractérisation de la récupération postopératoire des gaz du sang, du métabolisme et de l’inflammation.

Introduction

Une variété de modèles animaux existent pour l'étude de deux grossesses normales et compromis, y compris les rongeurs de laboratoire, les primates non humains et les ruminants domestiques. 1,2,3,4,5 La brebis gestantes chroniquement instrumentés a été largement utilisé pendant 50 ans un modèle de développement et les réponses foetal humain à des stimuli physiopathologiques tels que le lipopolysaccharide (LPS). 6-10 Les lésions après une exposition de LPS imitent exactement ce que l'on voit chez les prématurés avec leucomalacie périventriculaire, qui est due à un profil de maturation similaire des deux espèces. 11, 12

Autres complications de la grossesse ont également été étudiés dans les moindres détails comme la découverte que les glucocorticoïdes prénatales promouvoir le développement du poumon 13-15 et la compréhension de l'impact de la restriction de croissance intra-utérin (RCIU) sur le fœtus 16,17.

L'utilisation intensive du modèle de fœtus de mouton est due à la unique susceptibilité du mouton fœtal non-anesthésié à la mise en place et la maintenance des cathéters et des électrodes chirurgicale, ce qui permet le prélèvement de sang répétitif, l'enregistrement de l'activité bioélectrique, l'application de la stimulation électrique et en imagerie cérébrale in vivo. 18 La télémétrie est également possible, bien que moins fréquemment utilisé encore en raison de la sophistication supérieur à mettre en place ainsi que le coût initial et de maintenance. 19

En outre, le modèle de fœtus de mouton est très polyvalent autant de variantes de l'instrumentation sont possibles en fonction des mesures d'intérêt. Par exemple, il est possible d'enregistrer plus de jours à quelques semaines des signaux multivariés en temps réel tels que les mouvements fœtaux de respiration, l'activité électrique du cerveau, les réponses cardiovasculaires, électrocardiogramme, le débit sanguin régional à une gamme d'organes utilisant des sondes ou des microsphères flux, etc. Merci à cette polyvalence, un large éventail d'études ont été menées, y compris le développement de la cardigansystème ovascular 20,21, hypothalamo-hypophyso-surrénalien (HHS) 22, le développement du cerveau de développement et 23 états de sommeil en particulier 24, effets de l'hypoxie / 25 asphyxie, hypothermie thérapeutique 26, inflammation 6-11, combinaison des deux 27, glucocorticoïdes 28,29, anti-dépresseurs 30, dysplasie broncho-pulmonaire (BPD) 31,32, programmation fœtale 33,34,35,36,37,38,39 ou le développement de nouvelles modalités de surveillance du fœtus avant et pendant le travail au nom mais à quelques domaines d'investigation. 40,41,42,43

L'objectif global de la méthode présentée est de montrer la mise en œuvre de base de ce modèle polyvalent. Il permet d'établir une grande variété de protocoles expérimentaux aiguës et chroniques étudier la physiologie et la physiopathologie fœtal sur la intégrative, orgue, les niveaux cellulaire et moléculaire.

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Protocole

Soins aux animaux a suivi les lignes directrices du Conseil canadien de protection des animaux et de l'approbation par le Conseil de l'Université de Montréal sur la protection des animaux (protocole N ° 10-Rech-1560). Des informations détaillées sur les matériaux et les méthodes utilisées est fourni dans le tableau 1.

1. Anesthésie

  1. Insérer un cathéter à lumière unique dans une veine jugulaire.
  2. Sedate la brebis utilisant acépromazine (Atravet 10 mg / mL) 2 mg par voie intraveineuse environ 30 min avant l'induction de l'anesthésie, afin de réduire le stress associé à la procédure qui à son tour réduit les niveaux de cortisol.
  3. Administrer le diazépam (Diazepam 5 mg / ml) 20 mg, la kétamine (Ketalar 100 mg / ml) 05.04 mg / kg et de propofol (10 mg de propofol / mL) de 0,5 à 1 mg / kg par voie intraveineuse pour induire une anesthésie générale.
  4. Insérer un cathéter d'échange des voies respiratoires dans la trachée en utilisant un laryngoscope avec une lame de type Wisconsin (extra-longues de 350 mm Gauchers lame) pour faciliter l'intubation avec. Faites glisser la sonde endotrachéale de silicium (diamètre de 9 à 12 mm Intérieur) hors du cathéter d'échange des voies respiratoires et dans la trachée. Cette technique facilite le processus d'intubation. Gonfler le ballonnet de la sonde endotrachéale avec soin pour éviter une ulcération de la trachée induite par la pression et fixer le tube à la tête de la brebis.
  5. Branchez la sonde endotrachéale au circuit respiratoire de l'appareil d'anesthésie et de commencer immédiatement la ventilation mécanique. Réglez les paramètres de ventilation pour maintenir un P a CO 2 dans les limites normales de 35 à 45 mmHg.
  6. Insérer un cathéter dans l'artère auriculaire (22 à 20 g; 1 dans [0,9 x 25 mm] à 1,16 dans [1,1 x 30 mm]) et se connecter à tube non conforme à surveiller directement la pression artérielle.
  7. Utilisez un moniteur physiologique multi-paramètre à enregistrer l'électrocardiogramme, pression artérielle directe, la saturation en oxygène (SpO 2), la capnographie (P ET CO 2), et la température toutes les 5 min. Transférer tout physiologic données via un câble série à un ordinateur central de recueil des données physiologiques. Maintenir la température normale du corps en utilisant une couverture à circulation d'eau.
  8. Administrer une solution de poly-ionique équilibrée à 10 mL / kg pour la première heure de l'anesthésie générale, puis de réduire à 5 ml / kg / h.
  9. Administrer triméthoprime-sulfadoxine 5 mg / kg IV de la brebis juste avant l'incision de la peau que l'antibioprophylaxie.
  10. Utilisez des techniques aseptiques en standard avec toutes les manipulations chirurgicales de la brebis et le fœtus.
  11. Barrière infirmière les brebis à tout moment. Cela inclut également le personnel non-chirurgicales. Cela permettrait de minimiser le potentiel pour enzootique par exemple, Coxiella burnetii. Utiliser des gants et des masques N-95 (type) en tout temps.

2. Présentation de la procédure chirurgicale

  1. Faire une incision médiane de 20 cm à travers la paroi abdominale inférieure immédiatement crânienne à la mamelle par le biais de la ligne blanche pour minimiser les dommages des muscles abdominaux.
    1. Retract grand épiploon crânienne et les cornes utérines sont palpés manuellement. Palper chaque corne du corps de l'utérus à la pointe de la corne de remarquer le nombre de fœtus et de leur taille. Si il ya plus d'un fœtus, choisir le plus grand fœtus en évaluant manuellement la taille de la tête et la largeur entre les orbites.
    2. Maintenir la tête du fœtus choisi fermement dans l'utérus partiellement extériorisé. Effectuer un 10 cm hysterotomy sur la grande courbure avec des ciseaux de Metzenbaum. Mettez immédiatement au-dessus de la tête un gant chirurgical stérile sans latex rempli de solution saline stérile comme si elle était un coup de main. Sinon, utilisez 4x4 humides de garder la tête fœtale humide. Fixez l'utérus à la paroi abdominale.
      1. Extérioriser les droites et gauches membres thoraciques et tirez doucement le foetus de l'utérus jusqu'à l'appendice xiphoïde.
    3. Insérez cathéters de polyvinyle dans la droite et brachial gauche veine et les artères en utilisant une technique de coupe-bas standard. Insérez another polyvinylique cathéter dans la cavité amniotique fixateur par son extrémité sur le sternum du fœtus.
      1. Utilisez cathéters stériles seulement. Nous recommandons la stérilisation de gaz dans votre installation standard. Attacher chaque cathéter à une aiguille et l'aiguille à une double robinet d'arrêt pour permettre le prélèvement de sang ou plus tard surveillance de la pression.
    4. Suturer électrodes en acier inoxydable pour le manubrium, pointe du sternum et à chaque point de l'épaule pour surveiller l'électrocardiogramme (ECG).
    5. Retour du fœtus dans l'utérus. Tous les cathéters et les électrodes de sortie via une petite incision dans le flanc gauche.
    6. Fermez la laparotomie utilisation d'une fermeture à trois couches. Suturer la paroi abdominale avec un monofilament synthétique résorbable suture USP 2 en mode continu simple. Fermez l'espace sous-cutanée avec un synthétique résorbable tressée USP 0 en mode continu simple. Utilisez chirurgicales agrafes en acier inoxydable pour fermer l'incision de la peau.
  2. Description détaillée de la procédure chirurgicale
    1. Retirer la laine en rasant le processus xiphoïde à la glande mammaire et le long du pli du flanc de chaque côté avec une lame # 40. Nettoyer l'abdomen ventral puis à fond avec un gluconate de chlorhexidine à 4% et une brosse douce pendant 3 min.
      1. Effectuez un gommage stérile standard avec le gluconate de chlorhexidine 4% à partir du centre de l'abdomen et de progresser de manière centrifuge pendant 3 min. Verser une solution saline stérile sur l'abdomen pour enlever le savon désinfectant. Pour l'étape finale de la préparation chirurgicale, effectuer trois passages alternés de solution de gluconate de chlorhexidine à 2% et de l'alcool isopropylique à 70%.
    2. Vérifiez que la profondeur de l'anesthésie est adéquat avant l'incision. Faire une incision laparotomie norme de l'ombilic à juste crânienne à la mamelle par le biais de la ligne blanche pour minimiser les dommages des muscles abdominaux.
    3. Insérez une longue pince éponge dans l'abdomen le long de la paroi abdominale gauche jusqu'àà la position de sortie prévue pour les cathéters dans la région paracostal.
      1. Poussez les conseils de la pince contre le mur jusqu'à ce qu'un assistant peut localiser et confirmer le site approprié. Ouvrez légèrement (1 cm) les mâchoires de la pince et laissez l'assistant faire une incision de 2 cm d'épaisseur totale.
      2. Extérioriser les conseils de la pince dans l'incision, ouvrir à nouveau, et de saisir délicatement les cathéters avec la pince qui est finalement sorti de l'abdomen à travers l'incision abdominale ventrale. Fait à noter, certains groupes implanter les cathéters et extériorisent eux. Ceci présente l'inconvénient que intraoperatorie surveillance ECG foetal est impossible.
    4. Palper l'utérus pour déterminer la position et le nombre foetal. Déterminer le fœtus plus grand en utilisant la distance inter-auriculaire. Inciser la paroi utérine sur la grande courbure dessus du dos de la tête, en évitant les cotylédons.
      1. Insérez une canule émoussée à travers les membranes placentaires pour obtenir une améchantillon de fluide niotic sans hémorragie. Inciser les membranes placentaires l'aide de ciseaux.
    5. Extérioriser la moitié du crâne du foetus à travers cette incision. Placez un gant en latex non chirurgical stérile rempli de solution saline stérile à 37 ° C sur la tête du fœtus pour aider à maintenir la normothermie.
      1. Lors du retrait de la partie supérieure du corps du foetus de l'utérus, ont l'assistant de tenir le haut de l'Babcock pour éviter la perte de liquide amniotique. Puis, en utilisant de nouveau la pince Babcock, serrer les membranes fœtales et paroi utérine de la peau pour prévenir la contamination abdominale avec le liquide amniotique.
      2. Exposer seules les parties du corps du foetus qui doivent être instrumenté et de garder les autres parties à l'intérieur de l'utérus ou couvertes par des tissus stériles chaudes et humides (37 ° C), respectivement.
    6. Enlever les deux membres thoraciques pour faciliter l'exposition de l'artère brachiale et la veine bilatéralement. Inciser le long de la face interne des deux antebrachium et les soinsdisséquer entièrement autour de l'artère brachiale et la veine.
    7. Insérez cathéters de polyvinyle dans le droit et les artères brachial gauche et le brachial gauche veine en utilisant une technique de coupe-bas standard.
      1. Libérer le navire à être sondé de tissus adjacents de plus de 1 cm. Ligaturer la partie distale du récipient avec une suture absorbable synthétique 2-0 USP tressé. Preplace une ligature à la partie proximale du navire, mais le garder déliée.
        1. Avec des ciseaux Castroviejo, couper transversalement le navire à environ 30% de son diamètre. Arrêter l'écoulement de sang partiellement en tirant sur le fil de suture proximal. Insérer le cathéter dans une direction proximale.
      2. Insérez le polyvinyle cathéter jusqu'à 8 cm proximalement ou jusqu'à ce que la résistance est détectée puis tirez légèrement vers l'arrière. Fixer temporairement l'aspect proximal du cathéter à l'aide d'une pince vasculaire. Placer un autre fil de suture à la fois autour de l'aspect proximal et distal du cathéter. Un assistant est en permanence aspirating et rinçage du cathéter pour assurer la perméabilité du cathéter.
      3. Fermez la peau du fœtus en utilisant une suture tressée synthétique résorbable USP 2-0, avec un motif de suture continue.
    8. Pour le droit et l'épaule gauche, manubrium et le processus xiphoïde, fixer une électrode en acier inoxydable isolé pour faciliter la surveillance de l'ECG foetal.
    9. Suturer la pression amniotique et l'échantillonnage cathéter au sternum. Ce cathéter est fenêtrée à son extrémité.
    10. Fixez tous les cathéters sur le dos du fœtus en utilisant une tresse matériel de suture absorbable USP 2-0 synthétique.
    11. Avant le remplacement du foetus dans l'utérus avant, le clenbutérol administrer 30 pg lentement IV plus de 15 min pour éviter une hypotension et pour fournir la relaxation de l'utérus.
    12. Suturer les membranes foetales utilisant USP 4-0 matériau tressé de suture absorbable synthétique avec un motif continu. Incorporer un seul cathéter ou électrode à la fois dans les closure pour assurer une fermeture étanche. Utilisez un modèle à double couche de Cushing en respectant les principes Halsted pour fermer la couche musculaire de l'utérus en utilisant un matériau de suture USP 0 tressé synthétique résorbable. Enterrer soigneusement les noeuds chirurgicaux.
    13. Utilisation d'un modèle de suture en bourse, sécuriser tous les cathéters et les câbles ECG à leur sortie de l'incision paracostal gauche.
    14. Utilisation d'un monofilament synthétique matériel de suture absorbable USP 2 sécuriser la ligne blanche avec un motif continu. Fermez les tissus sous-cutanés utilisant USP 2-0 tressé matériel de suture absorbable synthétique avec un motif continu. Fixez la couche de la peau avec des agrafes chirurgicales.
    15. Administrer 250 mg d'ampicilline par voie intraveineuse et à nouveau via le cathéter amniotique dans la cavité amniotique. Remplacez les liquides amniotiques perdus avec une solution saline chaude.
    16. Placez tous les cathéters extériorisés et électrodes ECG dans un endroit sac pour maintenir la stérilité. Placez un jersey autour du torse de la brebis pour sécuriser toute la une de cathétersélectrodes D du corps de la brebis.
    17. Arrêtez anesthésie générale, et l'extubation la brebis fois réflexes laryngés sont revenues à la normale.
    18. Retour à la brebis à une cage métabolique, une fois qu'elle est stable après une anesthésie générale. La brebis résidera dans la cage métabolique pendant toute la durée de l'expérience. La brebis doit être capable de se tenir debout, se coucher et manger ad libitum tout en surveillant le fœtus non-anesthésiés sans sédatif la mère.
    19. Pour les trois jours suivants, administrer des antibiotiques à titre prophylactique pour la brebis (triméthoprime sulfadoxine 5 mg / kg) et le fœtus (250 mg d'ampicilline par voie intraveineuse et à nouveau via le cathéter amniotique).
    20. Évaluer l'état métabolique des deux brebis et le foetus en utilisant analyses de sang gaz.
    21. Rincez tous les cathéters avec le volume minimal de solution saline héparinée possible. Attention - Ne pas dépasser la dose quotidienne de l'héparine et fluides admissible pour le fœtus. Il est possible de surcharger le fluide fœtus. Rincer une fois lentementune journée ~ 5 ml de NaCl par ligne après une prophylaxie antibiotique.
  3. L'enregistrement et l'analyse des données
    1. Pendant l'opération, éventuellement enregistrer les taux de l'ECG et cardiaques maternels et fœtaux ainsi que la mère de la pression artérielle et de la pression des voies aériennes (Paw) en continu (figure 1). Utilisez la fenêtre Moniteur vie pour acquérir toutes les données ECG maternels exception. Flux ces données dans le convertisseur analogique-numérique avec des signaux ECG foetaux et maternels; passer ECG maternelle et fœtale abord dans 1 901 pré-amplificateur. Enregistrer et afficher toutes les données dans le logiciel du fabricant.
    2. Il suffit mL de l'échantillon 1 artérielle simultanément à partir de la brebis et le foetus pour l'analyse des gaz du sang artériel, le lactate, le glucose et l'excès de base détermination (dans le plasma) en commencer de la chirurgie fœtale (immédiatement après l'insertion du premier cathéter artériel) et après la fermeture de l'utérus .
    3. Lors de la récupération post-opératoire, prendre un 3 mL de l'échantillon de sang fœtal pour mesurer l'IL-6 et de TNF-α Inflammprofils toires. Centrifuger le plasma à 4 ° C (4 min, 4000 g), transférer et stocker le plasma à -80 ° C pour les tests ELISA ultérieure.
      Note: Pour l'application des résultats représentatifs rapportés, six jours après la chirurgie, les animaux ont été sacrifiés en utilisant une injection intraveineuse de pentobarbital de sodium 20 mL. La croissance fœtale a été évaluée par le corps, le cerveau, le foie et le poids maternels. La durée de la période expérimentale varie évidemment en fonction du design choisi pour la question de recherche particulière, et peut atteindre ~ 6 semaines.
  4. Analyses de cytokines (étape optionnelle)
    1. Déterminer les concentrations de cytokine (IL-6, TNF-a) dans le plasma en utilisant un sandwich à-spécifique ovine ELISA. Des anticorps anti-mouton monoclonaux pré-couche souris (capture anticorps IL-6) ou anticorps monoclonal de souris anti-bovine (TNF-α) à une concentration de 4 pg / ml sur la plaque ELISA à 4 ° C pour O / N, après 3 fois laver avec du tampon de lavage (0,05% de Tween 20 dans du PBS, du PBST).
    2. Bloquer les plaques pendant 1 h avec 1% de BSA dans du PBST. Laver les plaques avec du tampon de lavage 3 fois.
    3. Utilisez des protéines recombinantes de moutons (IL-6, TNF-a) en standard ELISA, préparer un dilutions en série vont de la norme 1 de 2000 ng / ml à la norme 7 de 31,25 pg / ml.
    4. Charge 50 pi de normes de protéines diluées en série et échantillons par puits et incuber pendant 2 heures à température ambiante, laver les plaques 3 fois. Exécuter toutes les normes et les échantillons en double.
    5. Appliquer 50 pi d'anticorps polyclonaux de lapin anti-mouton (anticorps de détection IL-6) ou le lapin anticorps polyclonal anti-bovine (TNF-a) à une dilution de 1: 250 dans des puits et incuber pendant 30 min à température ambiante. Laver les plaques avec le tampon de lavage 5 fois.
    6. Ajouter 50 ul de la chèvre anti-lapin conjugué IgG-HRP (dilution 1: 5000) pendant 30 min.
    7. Incuber avec 50 ul de solution de substrat TMB par puits.
    8. Arrêtez couleur réaction de développement au moment désiré avec 25 pi de 2 N d'acide sulfurique.
    9. Lire la plAtes sur lecteur de plaque ELISA à 450 nm, avec une correction de longueur d'onde 570 nm.
      Remarque: Au cours de nos essais, la sensibilité du test ELISA d'IL-6 était de 16 pg / ml, la sensibilité du test ELISA de TNF-a était de 13,9 pg / ml, respectivement. Pour tous les essais, les intra-dosage et inter-dosage coefficients de variance a été <5% et <10%, respectivement.
  5. analyses statistiques
    Remarque: Les méthodes statistiques exacts dépendront de la question de recherche. Nous rapportons ici les méthodes utilisées pour tester les différences significatives dans les gaz du sang présentés dans le tableau 2.
    1. Testez la distribution normale des données en utilisant le test de Kolmogorov-Smirnov suivie par des tests paramétriques ou non paramétriques avec ajustement pour les comparaisons multiples, le cas échéant.
    2. Utilisez K-moyens d'analyse de cluster pour identifier les fœtus dans la cohorte qui étaient spontanément hypoxique et de déterminer le Pô 2 et O 2 valeurs Sam respectifs (considérer M 2 <20 mmHg ou O 2 Sam <55% fetal hypoxie). 44-48
    3. Utilisez un logiciel statistique comme SPSS pour les analyses.
    4. Présenter les données sous forme de moyenne ± écart-type avec des différences statistique à p <0,05 considéré comme significatif.

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Résultats

38 brebis de temps datée enceintes ont été instrumentés à 128 ± 2 jours de gestation (DGA, ~ 0,88 gestation, terme 145 DGA) avec artérielle, veineuse et cathéters amniotique et l'électrocardiogramme (ECG) électrodes avec une technique stérile sous anesthésie générale (deux brebis et le fœtus ). En cas de grossesse gémellaire le plus grand fœtus a été choisi sur la base de la palpation et estimer le diamètre intertemporelle; alternativement, le fœtus doit être instrumenté peut être choisi au hasard pour éviter tout b...

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Discussion

L'anesthésique et les procédures chirurgicales sont présentés qui sont nécessaires à l'établissement d'un modèle animal pour l'étude de la physiologie et de la pathophysiologie du fœtus: le mouton fœtal non-anesthésié chroniquement instrumentés.

Quatre étapes critiques dans le protocole doivent être soulignés. Tout d'abord, passer les cathéters et les électrodes à travers le flanc maternelle: il est important que cela soit fait à la fois d'éviter les blessures des org...

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Déclarations de divulgation

Aucune divulgation n’a été faite.

Remerciements

auteurs remercient la Fondation de recherche périnatale Molly Towell, les Instituts de recherche en santé du Canada (IRSC), le Fonds de recherche du Québec – Santé (FRQS) (à la FGSM) et le Réseau de formation en recherche périnatale des IRSC-Québec (QTNPR) (à LDD).

Les auteurs tiennent à remercier Esther Simard, Marco Bosa, Carl Bernard et Carmen Movila pour leur assistance technique.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
ACE Source lumineuseSchott-FostecA20500
Ciseaux de dissectionOutils de science fine14060 - 11
Ciseaux de dissection coudésOutils de science fine15006 - 09
Manche de scalpelOutils de science fine10003 - 12Outil de dissection alternée
Lames de scalpel courbes #12Outils de science fine10012 - 00outil de dissection alternée
Ciseaux à osOutils pour les sciences fines16044 - 10
S & Pince à suture en TFine Science Tools00272 - 13
Pince Dumont SS - coudéeFine Science Tools11203 - 25  ;
Suture en soie tressée taille 6-0Teleflex Medical07 - 30  ; - 10
Medical Tapetranspore3M
Chlorhydrate de kétamine 100 mg/mlHospiraNDC 0409 - 2051 - 05Final Does est de 80 mg/kg
Tranqui Ved Injection (xylazine 100 mg/ml)VecdoNDC 50989 - 234 - 11Final Does est de 10 mg/kg
Reactive orange 14Sigma - AldrichR - 8254
Ringers Solution Components Lasolution est équilibrée en gaz avec 95 % d’O2 et 5 % de CO2, pH final 7,4
Chlorure de sodiumSigma - AldrichS7653Concentration finale : 118 mM
Chlorure de potassiumFisher ScientificP217 - 3Concentration finale : 4,7 mM
Chlorure de calcium dihydratéFisher ScientificC79 - 500Concentration finale : 2,5 mM
Phosphate de potassium monobasiqueFisher ScientificP -285Concentration finale : 1,2 mM
Sulfate de magnésiumJ.T. BakerJan-00Concentration finale : 0,57 mM
Acide 4-(2-hydroxyéthyl)pipérazine-1-éthanesulfonique (HEPES)Fisher ScientificBP 310 - 500Concentration finale : 5,95 g/L
GlucoseSigma - AldrichG8270Concentration finale : 5,5 mM
LifeWindowDigicare Biomedical Technology
Unités de bioamplificateur et de contrôle ADC CEDCambridge Electronic Design Limited,
Unit 4, Science Park,
Milton Road,
Cambridge CB4 0FE
ANGLETERRE.		Bioampli : 1902 ; ADC : micro1401 ; Logiciel d’acquisition de données : Spike 2, V7.13
Bioamplificateur de signal analogique NeurologDigitimer Ltd
37 Hydeway
Welwyn Garden City
Hertfordshire, AL7 3BE, Angleterre		NL108A
ABL800FlexRadiometer Canada ; 200 Aberdeen Dr, London, ON N5V 4N2
Eppendorf 5804REppendorf Canada ; 2810 Argentia Road, #2
Mississauga, Ontario, L5N 8L2
Kit de cathétérisme jugulaireArrow Arrow International, Inc., 2400 Bernville Road, Reading, PA 19605 États-Unis
Atravet10 mg/ml
Diazépam5 mg/ml
KétamineKetalar100 mg/ml
Propofol10 mg/ml
SurgiVeTTubes endotrachéaux ; Smiths Medical ASD, Inc. St. Paul, MN 55112, États-Unis
Cook Cathéter d’échange des voies respiratoires avec adaptateurs RAPI-FIT CookCritical Care 750, Bloomington IN 47402-0489 États-Unis
Dispomed VentilatorDispomed Ltd., 745 Nazaire-Laurin, Joliette, Québec J6E 0L6
BD Insyte-WBecton Dickinson, Infusion Therapy Systems Inc., 9450 S State St, Sandy Utah 84070 États-Unis22 à 20 g ; 1 po [0,9 x 25 mm] à 1,16 po [1,1 x 30 mm]
Edwards Lifesciences Réf : PX272 Kit de surveillance de la pression avec TruWave Disposable Pressure
LifeWindow LW6000Digicare Biomedical Technology 107 Commerce Road, Boynton Beach, FL 33426-9365 États-Unis
Cathéters
Babcock
SCI (Scientific Commodities Inc.)2 mètres
2-0 Vicryl
Castroviejo ciseaux
électrocardiogramme (ECG)LIFYY, Metrofunk Kabel-Union, Berlin, Allemagnequatre électrodes en cuivre dans une gaine simple, 2 mètres
2-O Vicryl
3-0 Vicryl
PDS II USP
Triméthoprime sulfadoxine
Ampicilline Robinet d’arrêt
Argon Medical, Cat  ; 041220001ADouble robinet d’arrêt à 4 voies avec luer lock mâle
AiguillesTyco Healthcare 8881202389Aiguilles émoussées à moyeu en aluminium Monoject, 22Gx, 0.7mmx 38.1mm : pour cathéters artériels et veineux fœtaux
AiguillesTyco Healthcare 8881202322Aiguilles émoussées à moyeu en aluminium Monoject, 16Gx, 1.6mmx38.1mm : pour cathéters amniotiques
en polyvinyle Gaymar

Références

  1. Barry, J. S., Anthony, R. V. The pregnant sheep as a model for human pregnancy. Theriogenology. 69, 55-67 (2008).
  2. Morrison, J. L. Sheep models of intrauterine growth restriction: fetal adaptations and consequences. Clin Exp Pharmacol Physiol. 35, 730-743 (2008).
  3. Rees, S., Inder, T. Fetal and neonatal origins of altered brain development. Early Hum Dev. 81, 753-761 (2005).
  4. Rees, S., Harding, R., Walker, D. The biological basis of injury and neuroprotection in the fetal and neonatal brain. Int J Dev Neurosci. 29, 551-563 (2011).
  5. Moisiadis, V. G., Matthews, S. G. Glucocorticoids and fetal programming part 1: Outcomes. Nat rev Endocrinol. 10, 391-402 (2014).
  6. Wang, X., Rousset, C. I., Hagberg, H., Mallard, C. Lipopolysaccharide-induced inflammation and perinatal brain injury. Semin Fetal Neonatal Med. 11, 343-353 (2006).
  7. Gotsch, F., et al. The fetal inflammatory response syndrome. Clin Exp Obstet Gynecol. 50, 652-683 (2007).
  8. Svedin, P., Kjellmer, I., Welin, A. K., Blad, S., Mallard, C. Maturational effects of lipopolysaccharide on white-matter injury in fetal sheep. J child neurol. 20, 960-964 (2005).
  9. Nitsos, I., et al. Chronic exposure to intra-amniotic lipopolysaccharide affects the ovine fetal brain. J Soc Gynecol Investig. 13, 239-247 (2006).
  10. Yan, E., Castillo-Melendez, M., Nicholls, T., Hirst, J., Walker, D. Cerebrovascular responses in the fetal sheep brain to low-dose endotoxin. Pedia res. 55, 855-863 (2004).
  11. Dean, J. M., et al. Delayed cortical impairment following lipopolysaccharide exposure in preterm fetal sheep. Ann Neurol. 70, 846-856 (2011).
  12. Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Hum Dev. 3 (1), 79-83 (1979).
  13. Liggins, G. C. Premature parturition after infusion of corticotrophin or cortisol into foetal lambs. J Endocrinol. 42, 323-329 (1968).
  14. Liggins, G. C. Premature delivery of foetal lambs infused with glucocorticoids. J Endocrinol. 45, 515-523 (1969).
  15. Liggins, G. C., Fairclough, R. J., Grieves, S. A., Kendall, J. Z., Knox, B. S. The mechanism of initiation of parturition in the ewe. Recent Prog Horm Res. 29, 111-159 (1973).
  16. Morrison, J. L. Sheep models of intrauterine growth restriction: fetal adaptations and consequences. Clin Exp Pharmacol Physiol. 35, 730-743 (2008).
  17. Robinson, J. S., Hart, I. C., Kingston, E. J., Jones, C. T., Thorburn, G. D. Studies on the growth of the fetal sheep. The effects of reduction of placental size on hormone concentration in fetal plasma. J Dev Physiol. 2, 239-248 (1980).
  18. Carmel, E., et al. Fetal brain MRI - experiences in the ovine model of cerebral inflammatory response. Repro sci. 19 (3), 347A-348A (2012).
  19. Samson, N., Dumont, S., Specq, M. L., Praud, J. P. Radio telemetry devices to monitor breathing in non-sedated animals. Respir Physiol Neurobiol. 179, 111-118 (2011).
  20. Thakor, A. S., Giussani, D. A. Effects of acute acidemia on the fetal cardiovascular defense to acute hypoxemia. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 296, R90-R99 (2009).
  21. Green, L. R., Kawagoe, Y., Homan, J., White, S. E., Richardson, B. S. Adaptation of cardiovascular responses to repetitive umbilical cord occlusion in the late gestation ovine fetus. J Physiol. 535, 879-888 (2001).
  22. Unno, N., et al. Changes in adrenocorticotropin and cortisol responsiveness after repeated partial umbilical cord occlusions in the late gestation ovine fetus. Endocrinology. 138, 259-263 (1997).
  23. Muller, T., et al. Developmental changes in cerebral autoregulatory capacity in the fetal sheep parietal cortex. J Physiol. 539, 957-967 (2002).
  24. Keen, A. E., Frasch, M. G., Sheehan, M. A., Matushewski, B., Richardson, B. S. Maturational changes and effects of chronic hypoxemia on electrocortical activity in the ovine fetus. Brain Res. 1402, 38-45 (2011).
  25. Ross, M. G., et al. Correlation of arterial fetal base deficit and lactate changes with severity of variable heart rate decelerations in the near-term ovine fetus. Am J Obstet Gynecol. 208, e281-e286 (2013).
  26. Gunn, A. J., Gunn, T. R., de Haan, H. H., Williams, C. E., Gluckman, P. D. Dramatic neuronal rescue with prolonged selective head cooling after ischemia in fetal lambs. J Clin Invest. 99, 248-256 (1997).
  27. Xu, A., Piorkowska, K., Matushewski, B., Hammond, R., Richardson, B. S. Adaptive Brain Shut-Down Counteracts Neuroinflammation in the Near-Term Ovine Fetus. 60th Meeting of the Society for Gynecologic Investigation, 20 (3), Reproductive Sci. 222A(2013).
  28. Derks, J. B., et al. A comparative study of cardiovascular, endocrine and behavioural effects of betamethasone and dexamethasone administration to fetal sheep. J Physiol Lond. 499, 217-226 (1997).
  29. Lohle, M., et al. Betamethasone effects on fetal sheep cerebral blood flow are not dependent on maturation of cerebrovascular system and pituitary-adrenal axis. J Physiol. 564, 575-588 (2005).
  30. Morrison, J. L., et al. Maternal fluoxetine infusion does not alter fetal endocrine and biophysical circadian rhythms in pregnant sheep. J Soc Gynecol Investig. 12, 356-364 (2005).
  31. Allison, B. J., et al. Ventilation of the very immature lung in utero induces injury and BPD-like changes in lung structure in fetal sheep. Pediatr Res. 64, 387-392 (2008).
  32. Rozance, P. J., et al. Intrauterine growth restriction decreases pulmonary alveolar and vessel growth and causes pulmonary artery endothelial cell dysfunction in vitro in fetal sheep. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 301, L860-L871 (2011).
  33. Fowden, A. L., Giussani, D. A., Forhead, A. J. Endocrine and metabolic programming during intrauterine development. Early hum dev. 81, 723-734 (2005).
  34. Nathanielsz, P. W., Hanson, M. A. The fetal dilemma: spare the brain and spoil the liver. J Physiol. 548, 333(2003).
  35. Manikkam, M., et al. Fetal programming: prenatal testosterone excess leads to fetal growth retardation and postnatal catch-up growth in sheep. Endocrinology. 145, 790-798 (2004).
  36. Savabieasfahani, M., et al. Fetal programming: testosterone exposure of the female sheep during midgestation disrupts the dynamics of its adult gonadotropin secretion during the periovulatory period. Biol Reprod. 72, 221-229 (2005).
  37. Bergen, N. H., et al. Fetal programming alters reactive oxygen species production in sheep cardiac mitochondria. Clin Sci (Lond). 116, 659-668 (2009).
  38. Cox, L. A., et al. A genome resource to address mechanisms of developmental programming: determination of the fetal sheep heart transcriptome. J Physiol. 590, 2873-2884 (2012).
  39. Mahoney, M. M., Padmanabhan, V. Developmental programming: impact of fetal exposure to endocrine-disrupting chemicals on gonadotropin-releasing hormone and estrogen receptor mRNA in sheep hypothalamus. Toxicol Appl Pharmacol. 247, 98-104 (2010).
  40. Blad, S., Welin, A. K., Kjellmer, I., Rosen, K. G., Mallard, C. ECG and Heart Rate Variability Changes in Preterm and Near-Term Fetal Lamb Following LPS Exposure. Reprod Sci. 15, 572-583 (2008).
  41. Frasch, M. G., et al. Heart rate variability analysis allows early asphyxia detection in ovine fetus. Reprod Sci. 16, 509-517 (2009).
  42. Frasch, M. G., Keen, A. E., Gagnon, R., Ross, M. G., Richardson, B. S. Monitoring fetal electrocortical activity during labour for predicting worsening acidemia: a prospective study in the ovine fetus near term. PLoS One. 6, e22100(2011).
  43. Durosier, L. D., et al. Sampling rate of heart rate variability impacts the ability to detect acidemia in ovine fetuses near-term. Front pedia. 2, 38(2014).
  44. Danielson, L., McMillen, I. C., Dyer, J. L., Morrison, J. L. Restriction of placental growth results in greater hypotensive response to alpha-adrenergic blockade in fetal sheep during late gestation. J Physiol. 563, 611-620 (2005).
  45. Edwards, L. J., Simonetta, G., Owens, J. A., Robinson, J. S., McMillen, I. C. Restriction of placental and fetal growth in sheep alters fetal blood pressure responses to angiotensin II and captopril. J Physiol. 515 (Pt 3), 897-904 (1999).
  46. Xu, A., et al. Adaptive brain shut-down counteracts neuroinflammation in the near-term ovine fetus. Front neurol. 5, 110(2014).
  47. Xu, A., et al. The Ovine Fetal and Placental Inflammatory Response to Umbilical Cord Occlusions With Worsening Acidosis. Reprod Sci. 22 (11), (2015).
  48. Wang, X., Durosier, L. D., Ross, M. G., Richardson, B. S., Frasch, M. G. Online detection of fetal acidemia during labour by testing synchronization of EEG and heart rate: a prospective study in fetal sheep. PLoS One. 9, e108119(2014).
  49. Reid, A., Malone, J. Q fever in Ireland A seroprevalence study of exposure to Coxiella burnettii among Department of Agriculture workers. Occ med. 54, 544-547 (2004).
  50. Roest, H. I., Bossers, A., van Zijderveld, F. G., Rebel, J. M. Clinical microbiology of Coxiella burnetii and relevant aspects for the diagnosis and control of the zoonotic disease Q fever. Vet quart. 33, 148-160 (2013).
  51. Neill, T. J., Sargeant, J. M., Poljak, Z. The effectiveness of Coxiella burnetii vaccines in occupationally exposed populations: a systematic review and meta-analysis. Zoonoses and public health. 61, 81-96 (2014).
  52. Roest, H. I., Bossers, A., Rebel, J. M. Q fever diagnosis and control in domestic ruminants. Dev biol. 135, 183-189 (2013).
  53. Frasch, M. G., et al. Fetal body weight and the development of the control of the cardiovascular system in fetal sheep. J physilo. 579, 893-907 (2007).
  54. Rurak, D., Bessette, N. W. Changes in fetal lamb arterial blood gas and acid-base status with advancing gestation. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 304, R908-R916 (2013).
  55. Frasch, M. G., et al. Fetal body weight and the development of the control of the cardiovascular system in fetal sheep. J physiol. 579, 893-907 (2007).
  56. Frasch, M. G., et al. Measures of acidosis with repetitive umbilical cord occlusions leading to fetal asphyxia in the near-term ovine fetus. Am J Obstet Gynecol. 200, 200.e1-207.e1 (2009).
  57. The ESHRE Capri Workshop Group. Multiple gestation pregnancy. Hum reprod. 15, 1856-1864 (2000).
  58. Frasch, M. G. Re The perinatal development of arterial pressure in sheep: effects of low birth weight due to twinning. Reproductive sciences (Thousand Oaks, Calif.). 15, 863-865 (2008).
  59. Hancock, S. N., Oliver, M. H., McLean, C., Jaquiery, A. L., Bloomfield, F. H. Size at birth and adult fat mass in twin sheep are determined in early gestation. J Physiol. 590, 1273-1285 (2012).
  60. Wassink, G., Bennet, L., Davidson, J. O., Westgate, J. A., Gunn, A. J. Pre-existing hypoxia is associated with greater EEG suppression and early onset of evolving seizure activity during brief repeated asphyxia in near-term fetal sheep. PLoS One. 8, e73895(2013).
  61. Mathai, S., et al. Acute on chronic exposure to endotoxin in preterm fetal sheep. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 304, R189-R197 (2013).
  62. Heuij, L. G., et al. Synergistic white matter protection with acute-on-chronic endotoxin and subsequent asphyxia in preterm fetal sheep. J neuroinflam. 11, 89(2014).
  63. Gagnon, R., Challis, J., Johnston, L., Fraher, L. Fetal endocrine responses to chronic placental embolization in the late-gestation ovine fetus. Am J Obstet Gynecol. 170, 929-938 (1994).
  64. Miller, S. L., Supramaniam, V. G., Jenkin, G., Walker, D. W., Wallace, E. M. Cardiovascular responses to maternal betamethasone administration in the intrauterine growth-restricted ovine fetus. Am J Obstet Gynecol. 201, 613.e1-613.e8 (2009).
  65. Regnault, T. R., et al. The relationship between transplacental O2 diffusion and placental expression of PlGF, VEGF and their receptors in a placental insufficiency model of fetal growth restriction. J Physiol. 550, 641-656 (2003).
  66. Wallace, J. M., Aitken, R. P., Cheyne, M. A. Nutrient partitioning and fetal growth in rapidly growing adolescent ewes. J reprod and fertil. 107, 183-190 (1996).
  67. Rakers, F., et al. Effects of early- and late-gestational maternal stress and synthetic glucocorticoid on development of the fetal hypothalamus-pituitary-adrenal axis in sheep. Stress. 16, 122-129 (2013).
  68. Jiang, Y., et al. The sheep genome illuminates biology of the rumen and lipid metabolism. Science. 344, 1168-1173 (2014).
  69. Begum, G., et al. Epigenetic changes in fetal hypothalamic energy regulating pathways are associated with maternal undernutrition and twinning. FASEB J. 26, 1694-1703 (2012).
  70. Byrne, K., et al. Genomic architecture of histone 3 lysine 27 trimethylation during late ovine skeletal muscle development. Anim Genet. 45, 427-438 (2014).
  71. Lie, S., et al. Impact of embryo number and maternal undernutrition around the time of conception on insulin signaling and gluconeogenic factors and microRNAs in the liver of fetal sheep. Am J physiol Endocrinol. 306, E1013-E1024 (2014).
  72. Nicholas, L. M., et al. Differential effects of maternal obesity and weight loss in the periconceptional period on the epigenetic regulation of hepatic insulin-signaling pathways in the offspring. FASEB J. 27, 3786-3796 (2013).
  73. Wang, K. C., et al. Low birth weight activates the renin-angiotensin system, but limits cardiac angiogenesis in early postnatal life. Physiol rep. 3, (2015).
  74. Zhang, S., et al. Periconceptional undernutrition in normal and overweight ewes leads to increased adrenal growth and epigenetic changes in adrenal IGF2/H19 gene in offspring. FASEB J. 24, 2772-2782 (2010).

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