Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Mesurer le stress oxydatif Résistance

15.9K vues

⸱

DOI :

10.3791/52746

⸱

9 mai 2015

 , 
1Goodman Cancer Research Center, McGill University, 2Department of Biochemistry, McGill University

Dans cet article

Avis d’erratum

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Résumé

C. elegans est un organisme modèle attractif pour étudier les voies de transduction du signal impliquées dans la résistance au stress oxydatif. Nous fournissons ici un protocole pour mesurer la résistance au stress oxydatif des animaux C. elegans en phase liquide, en utilisant plusieurs agents oxydants dans des plaques à 96 puits.

Résumé

Le stress oxydatif, qui est le résultat d'un déséquilibre entre la production et la détoxication des espèces réactives de l'oxygène, est un contributeur majeur à des troubles humaines chroniques, y compris les maladies cardiovasculaires et neurodégénératives, le diabète, le vieillissement et le cancer. Par conséquent, il est important d'étudier le stress oxydatif, non seulement dans des systèmes cellulaires, mais aussi en utilisant des organismes entiers. C. elegans est un organisme modèle attractif pour étudier la génétique de l'oxydation des voies de transduction de signaux de stress, qui sont hautement évolutives conservées.

Ici, nous fournissons un protocole pour mesurer la résistance au stress oxydatif dans C. elegans dans un liquide. Brièvement réactifs, ROS induisant tels que le paraquat (PQ) et H 2 O 2 sont dissous dans du tampon M9, et des solutions sont aliquotées dans les puits d'une plaque de microtitrage à 96 puits. L4 synchronisée / jeune adulte C. elegans animaux sont transférés dans les puits (5-8 animaux / puits) et on mesure la survietoutes les heures jusqu'à la plupart des vers sont morts. Lors de l'exécution d'un essai de résistance au stress oxydatif en utilisant une faible concentration de facteurs de stress dans les plaques, le vieillissement pourrait influencer le comportement des animaux sur le stress oxydatif, qui pourraient conduire à une interprétation erronée des données. Cependant, dans l'essai décrit ci-après, ce problème est peu probable étant donné que seules L4 / jeunes animaux adultes sont utilisés. En outre, ce protocole est peu coûteux et les résultats sont obtenus en une seule journée, ce qui rend cette technique attrayante pour les écrans génétiques. Dans l'ensemble, cela va aider à comprendre oxydatives voies de signalisation du stress de transduction, qui pourraient se traduire en une meilleure caractérisation des troubles d'oxydation humaines stress associé.

Introduction

Chez les eucaryotes, la phosphorylation oxydative de prendre place dans la chaîne de transport des électrons des mitochondries est le principal moteur de la production d'énergie sous forme d'ATP. Espèces réactives de l'oxygène (ROS) sont un sous-produit naturel de ce processus. En dépit de leur rôle important en tant que molécules de signalisation, ROS excessive peut conduire à des lésions de l'ADN, des protéines carbonylation, et l'oxydation des lipides. Un déséquilibre entre la production de ROS et de désintoxication provoque le stress oxydatif, qui conduit à l'épuisement de l'énergie, des dommages cellulaires, et déclenche la mort cellulaire 1,2. Le stress oxydatif contribue au vieillissement et au développement de nombreuses maladies mortelles telles que le cancer, le diabète, les maladies cardiovasculaires et neurodégénératives 3-9.

Les cellules ont développé des stratégies enzymatiques et non enzymatiques défense pour maintenir les niveaux de ROS approprié et pour protéger leurs électeurs contre les dommages oxydatifs 1,2. La superoxyde dismutase (SOD) enzymes agissent premier à convert superoxyde de H 2 O 2, qui est ensuite transformé en eau par la catalase ou peroxydase enzymes. Non stratégies de défense enzymatiques comprennent principalement des molécules qui réagissent rapidement avec ROS par rapport aux macromolécules cellulaires, protégeant les composants cellulaires essentiels. Malgré le rôle protecteur de ROS enzymes de détoxification, certaines molécules ROS échapper aux mécanismes de défense antioxydants et conduisent à des dommages oxydatifs. Détection, la réparation, et la dégradation des composants cellulaires endommagés sont les stratégies de défense essentielles pendant le stress oxydatif 1,2.

Les voies de signalisation impliquées dans la résistance au stress et le stress oxydatif spécifiquement sont très évolutif conservée 10,11. Contrairement à des expériences de culture de cellules où les conditions organismales ne sont que partiellement reproduit, l'étude du stress oxydatif dans des organismes modèles 12,13 a une grande signification. C. elegans est un nématode vivant en liberté qui peut être facilement et économiquement culturés sur une pelouse bactérienne sur les médias agar. Il est de petite taille (environ 1 mm de longueur) et normalement se développe comme un hermaphrodite auto-fertilisation, ce qui facilite les manipulations génétiques. Il a un cycle de vie rapide et une forte capacité de reproduction, produisant environ 300 descendants par génération, ce qui en fait un outil puissant pour effectuer écrans génétiques à grande échelle 14. Les C. elegans génome est entièrement séquencé et 40-50% des gènes sont prévu pour être homologues de gènes associés à des maladies humaines 15-18. Le knock-down de gènes d'intérêt en utilisant l'ARNi est rapide et facile en C. elegans. Gene régulation vers le bas peut être obtenu par l'alimentation des animaux de E. colibacilles qui hébergent un plasmide exprimant l'ARN double brin qui cible l'ARNm d'intérêt 19. Par conséquent, la détermination de la fonction des gènes en utilisant des écrans ARNi à grande échelle a un grand impact sur ​​la compréhension des maladies humaines, y compris le cancer 20,21.

Les études de orésistance au stress xidative en C. elegans ont conduit à l'identification de mécanismes conservées de résistance au stress oxydatif 13,22. Certaines filières identifiées sont des voies communes qui modulent la longévité et la résistance à d'autres contraintes ainsi comme l'hypoxie, la chaleur et le stress osmotique. Ces voies comprennent la signalisation de l'insuline, la signalisation TOR, et autophagie. Autres voies clés impliquent la détoxification des ROS tels que des enzymes superoxyde dismutase et de la catalase enzymes, ou la réparation des dommages tels que le choc de la chaleur et de protéines chaperonnes 11,13,22.

Ce protocole décrit la façon de déterminer la résistance au stress oxydatif de C. elegans dans un liquide. Nous avons utilisé FLCN-1 (ok975) et les animaux de type sauvage pour démontrer le protocole puisque nous avons précédemment montré une résistance accrue au stress oxydatif sur la perte de FLCN-1 (ok975) en C. elegans 23. Nous avons également montré que cette augmentation de la résistance dépendsur l'AMPK et de l'autophagie, un axe de signalisation qui améliore bioénergétique cellulaire et favorise la résistance au stress 23. PQ est un facteur de stress oxydatif qui interfère avec la chaîne de transport d'électrons pour produire des espèces réactives de l'oxygène 24. Le même dosage peut être adapté et d'autres sources de ROS ou des composés générant des ROS peut être utilisé tel que H 2 O 2 et la roténone. Des essais similaires ont été développées sur des plaques où de faibles concentrations de PQ sont utilisées 25,26. L'avantage de ce test est qu'il est très rapide, et les résultats pourraient être obtenus en une seule journée. En outre, le volume total de liquide utilisé pour effectuer l'essai de résistance au stress oxydatif dans des plaques 96 puits est faible par rapport au volume utilisé pour préparer des plaques contenant PQ. Par conséquent, la quantité de la PQ est utilisé dans le dosage du liquide est faible, ce qui rend le test peu coûteux et limite la production de déchets toxiques. Toutefois, les limites de ce dosage par rapport à des essais de plaque comprennent la lack de la nourriture liquide dans le dosage et la plus faible concentration d'oxygène à l'état liquide par rapport à l'air. Ce sont des facteurs importants qui, dans certains cas, pourraient influencer les résultats. Par conséquent, confirmant reproductibilité en utilisant d'autres méthodes de résistance au stress oxydatif est recommandé de soutenir les résultats obtenus dans cet essai.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

1. Préparation des réactifs

  1. Préparation des médias pour C. la croissance elegans (dans ce cas, les animaux de type sauvage et les animaux FLCN-1 (ok975) mutantes).
    1. Préparez modification Seulement Bacto-peptone (MYOB) mélange sec de Youngren contenant 5,5 g de Tris HCl, 2,4 g de base Tris, 31 g de Bactopetone, 20 g de NaCl et 0,08 g de cholestérol. Mélangez bien avec agitation.
      NOTE: Ce mélange est suffisante pour préparer 10 L de milieu MYOB.
      REMARQUE: les plaques normales milieu de croissance (NGM) pourraient être utilisés à la place des plaques MYOB 27. Cependant, le même type de plaques doit être utilisé pour des comparaisons valables entre les souches et entre les répétitions indépendantes. Dans ce protocole, nous avons seulement utilisé des plaques de MYOB.
    2. Préparer 1 L de milieu MYOB en ajoutant 6 g de MYOB mélange sec, 17 g d'agar-agar et porter à 1 L avec de H 2 O et autoclave pendant 45 min à 122 ° C. Verser plaques et laisser sécher à température ambiante pendant 2 jours.
    3. En utilisant une technique stérile, inoculer 100 ml de culture de milieu de bouillon LB avec E. bactéries coli OP50 et poussent O / N à 37 ° C.
    4. Plaques semences MYOB avec E. bactéries coli OP50. Lui permettre de grandir à température ambiante pendant 48 h.
  2. Préparation pour la régulation négative des gènes en utilisant l'ARNi
    1. Préparer MYOB plaques ARNi-alimentation. Procédez comme dans les étapes 1.1.1 et 1.1.2. Après autoclavage, laisser le milieu se refroidir à environ 55 ° C et ajouter 1 ml de 1 M isopropyl β-D-1-thiogalactopyranoside (IPTG) et 1 ml d'ampicilline 100 mM.
    2. Streak E. coli HT115 bactéries transformées avec un plasmide qui exprime soit de contrôle ou EV-1 FLCN ARNi spécifique à l'ampicilline (50 ug / ml de) / tétracycline (15 ug / ml) des plaques de gélose. Développer la culture O / N à 37 ° C.
    3. Prélever des colonies et l'inoculer E. coli HT115 bactéries transformées avec un plasmide qui exprime soit EV de contrôle ou FLCN-1 ARNi spécifique et grandissent dans la culture LB / ampicilline (50 ug / ml) à moyen et O / N à 37 & #176; C.
    4. plaques de semences avec E. coli HT115 HT115 bactéries ou EV-1 FLCN bactéries ARNi.
      REMARQUE: Conserver les plaques 48 heures à température ambiante avant l'utilisation. Si ARNi knockdown par l'alimentation est efficace, utiliser d'autres méthodes de livraison du ds-ARN 28.
  3. Induisant un stress oxydatif utilisant paraquat (PQ):
    1. Préparer du tampon M9 en mélangeant 3 g de KH 2 PO 4, 6 g de Na 2 HPO 4, 5 g de NaCl et 0,25 g de MgSO 4 · 7H 2 O. Apportez jusqu'à 1 L avec de l'eau distillée. La solution en autoclave pendant 45 min à 122 ° C et de stocker des bouteilles à la température ambiante.
    2. Le jour du dosage, préparer la solution M9 / PQ contenant. Pour ce protocole, utilisez mM PQ 100 (0.1028 g de PQ dissous dans 4 ml de tampon M9 remplit toute une plaques à 96 puits avec 40 pi de M9 / PQ par puits).
      ATTENTION: PQ est un composé dangereux et très toxique. Poignée selon des directives appropriées.
      REMARQUE: Lors de l'exécution d'abord un nouveau strain ou une nouvelle condition, il est recommandé de doser la survie dans des concentrations croissantes de PQ afin de déterminer la meilleure concentration à utiliser dans le but de tuer des animaux dans les 7-10 h.

2. Préparation de l'âge de la population synchronisée L4

  1. Transfert 20 hermaphrodites adultes gravides à une plaque de MYOB frais ensemencée avec E. bactéries coli OP50. Préparer plusieurs plaques sur la base du nombre de vers nécessaires au cours de l'essai.
  2. Permettez-leur de pondre des œufs pendant 6 heures, puis en utilisant un ver fil de platine pointe, retirez les mères. Vérifiez les plaques au microscope pour évaluer le nombre d'œufs pondus.
  3. Laisser les œufs éclosent et se développent à 20 ° C pendant 48 heures. A cette époque, les animaux sont dans un / stade jeune adulte fin L4. Choisissez mêmes animaux de scène et de transférer aux puits contenant de la solution-PQ.
    REMARQUE: Depuis 48 heures d'incubation applique uniquement aux mutants qui se développent de manière similaire aux animaux de type sauvage, il est important de contrôler le développementtaux de mutants nouvellement testés pour vous assurer qu'elle est conforme à la vitesse de développement de type sauvage, sinon, d'autres échéances doivent être utilisés.
  4. Sinon, utilisez des techniques de synchronisation. Générer population synchronisée de L1 vers de larves en utilisant une solution d'hypochlorite (25 ml d'eau, 125 ml d'hypochlorite de sodium à 5,25%, 50 ml de NaOH 4; envelopper bouteille avec du papier d'aluminium pour isoler de la lumière). Cependant, pour cet essai, il est déconseillé, car le blanchiment intense peut affecter le comportement des animaux au cours de l'essai.
    ATTENTION: Manipuler solution d'hypochlorite selon les directives.
    REMARQUE: Lors de l'utilisation d'ARNi pour réguler à la baisse le gène d'intérêt, synchroniser les hermaphrodites comme décrit dans l'article 2, à l'exception du transfert des mères à plaques ARNi ensemencés avec des bactéries spécifiques ARNi. Lorsque l'effet de choc avec l'ARNi est faible, l'alimentation pour plusieurs générations est recommandé.

3. Effectuer le stress oxydatif Résistance Assay

  1. Pipette 40 ul de la solution mM PQ 100 (préparé frais) à chaque puits d'une plaque de 96 puits. Utilisez au moins 12 puits comme réplique de chaque état ​​(traitement, mutant, etc.). Utiliser un ver choix de fil de platine, transférer 5-8 animaux de larves L4 à chaque puits indiquant l'heure de début et de la fin des temps.
  2. Lors du démarrage d'une autre condition, noter l'heure de début et de la fin des temps. Placer la plaque à 20 ° C dans le temps d'incubation entre les transférer vers et marquant animaux morts une heure plus tard à partir de l'heure de début.
  3. Utilisation de la loupe binoculaire, compter survie à chaque heure. Secouer doucement la plaque avant de commencer à compter. Indiquez les vers qui ne se déplacent pas, même après avoir repéré une lumière à haute intensité, comme des animaux morts. Veuillez également indiquer le nombre d'animaux vivants.
    NOTE: En regardant la forme de ver, queues et le mouvement de la tête à fort grossissement, aider à déterminer vers morts de vie.
  4. Répétez cette étape toutes les heures jusqu'à la plupart des vers sont morts.

4. Détermination de la survie Pourcentage au point Every Time

  1. Calculer le nombre total d'animaux par état en ajoutant le nombre total d'animaux transférés à chaque puits. Ignorer les animaux qui sont endommagés ou tués lors d'un transfert.
  2. Pour chaque point de temps, calculer le nombre total d'animaux morts par condition (somme des animaux morts dans les 12 puits). Pour chaque point de temps, calculer le pourcentage de décès (nombre d'animaux morts divisé par le nombre total d'animaux et multiplié par 100) et le pourcentage de survie (100 pour cent moins décès).
  3. Répétez ce test au moins 3 fois indépendants.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

De type sauvage comparant C. elegans à FLCN-1 (ok975) Les animaux mutants

Ici nous avons utilisé PQ 100 mM pour déterminer la résistance de type sauvage C. elegans animaux par rapport à FLCN-1 (ok975) qui a été montré pour résister au stress oxydatif, la chaleur, et l'anoxie 23. Après 4 heures de traitement, 48,3% de type sauvage survécu par rapport à 77,8% de survie dans FLCN-1 (ok975) animaux. Comme prévu, FLCN-1 (ok975) ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

C. elegans est un organisme modèle attrayant pour étudier la résistance au stress oxydatif in vivo génétiquement car il peut être facilement cultivées, rapidement et conduit à un grand nombre de descendance génétiquement identique. De multiples méthodes pour mesurer la résistance au stress oxydatif ont été précédemment décrit et ils sont basés sur la supplémentation des plaques de culture avec diverses sources telles que les ROS PQ, la roténone, H 2 O 2, et juglone 25,26,29-3...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Remerciements

Nous reconnaissons le Centre Caenorhabditis génétique de C. souches elegans. Le soutien financier a été fourni par l'Institut de recherche Terry Fox. Nous reconnaissons également le soutien accordé aux EP de la Rolande et Marcel Gosselin Graduate stagiaire et la subvention de formation des IRSC / FRSQ en FRN53888 de recherche sur le cancer de l'Université McGill Programme intégré de formation recherche sur le cancer.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Gélose de qualité bactériologiqueMulticellulaire800-010-LG
Peptonne bactériologiqueOxoidLP0037
Chlorure de sodium de qualité biotechnologiqueBioshop7647-14-5
CholestérolSigmaC8503-25G
Chlorhydrate de tris UltraPureInvitrogen15506-017
Tris aminométhaneBio Basic Canada Inc77-86-1
IPTGSanta Cruz Biotechnologysc-202185A
AmpicillineBioshop69-52-3
Extrait de levureBio Basic Inc.8013-01-2
Dichlorure de méthyl viologène hydratéAldrich chimie856177-1G
Boîte de Pétri 60 x15 mmFisherFB0875713A
Pipette 10 mlFisher1367520
Phosphate de potassium monobasiqueG-BiosciencesRC-084
Sulfate de magnésium heptahydratéSigmaM-5921
Phosphate de sodium dibasiqueBioshop7558-79-4
Discovery v8 microscope stéréo zeiss
96 plaque de microtitration
flcn-1 source d’ARNiAhringer Bibliothèque
bien claire

Références

  1. Schieber, M., Chandel, N. S. ROS function in redox signaling and oxidative stress. Curr Biol. 24, R453-R462 (2014).
  2. Alfadda, A. A., Sallam, R. M. Reactive oxygen species in health and disease. J Biomed Biotechnol. 2012, 936486(2012).
  3. Finkel, T., Holbrook, N. J. Oxidants, oxidative stress and the biology of ageing. Nature. 408, 239-247 (2000).
  4. Di Carlo, M., Giacomazza, D., Picone, P., Nuzzo, D., San Biagio, P. L. Are oxidative stress and mitochondrial dysfunction the key players in the neurodegenerative diseases. Free Radic Res. 46, 1327-1338 (2012).
  5. Gandhi, S., Abramov, A. Y. Mechanism of oxidative stress in neurodegeneration. Oxid Med Cell Longev. 2012, 428010(2012).
  6. Trushina, E., McMurray, C. T. Oxidative stress and mitochondrial dysfunction in neurodegenerative diseases. Neuroscience. 145, 1233-1248 (2007).
  7. Touyz, R. M., Briones, A. M. Reactive oxygen species and vascular biology: implications in human hypertension. Hypertens Res. 34, 5-14 (2011).
  8. Gorrini, C., Harris, I. S., Mak, T. W. Modulation of oxidative stress as an anticancer strategy. Nat Rev Drug Discov. 12, 931-947 (2013).
  9. Sosa, V., et al. Oxidative stress and cancer: an overview. Ageing research reviews. 12, 376-390 (2013).
  10. Van Raamsdonk, J. M., Hekimi, S. Reactive Oxygen Species and Aging in Caenorhabditis elegans: Causal or Casual Relationship. Antioxid Redox Signal. 13, 1911-1953 (2010).
  11. Baumeister, R., Schaffitzel, E., Hertweck, M. Endocrine signaling in Caenorhabditis elegans controls stress response and longevity. J Endocrinol. 190, 191-202 (2006).
  12. Markaki, M., Tavernarakis, N. Modeling human diseases in Caenorhabditis elegans. Biotechnol J. 5, 1261-1276 (2010).
  13. Rodriguez, M., Snoek, L. B., De Bono, M., Kammenga, J. E. Worms under stress: C. elegans stress response and its relevance to complex human disease and aging. Trends Genet. 29, 367-374 (2013).
  14. Hope, I. A. Practical approach series. , Oxford University Press. 282(1999).
  15. C. elegans Sequencing Consortium. Genome sequence of the nematode C. elegans: a platform for investigating biology. Science. 282, 2012-2018 (1998).
  16. Ahringer, J. Turn to the worm! Current opinion in genetics & development. 7, 410-415 (1997).
  17. Wheelan, S. J., Boguski, M. S., Duret, L., Makalowski, W. Human and nematode orthologs--lessons from the analysis of 1800 human genes and the proteome of Caenorhabditis elegans. Gene. 238, 163-170 (1999).
  18. Culetto, E., Sattelle, D. B. A role for Caenorhabditis elegans in understanding the function and interactions of human disease genes. Hum Mol Genet. 9, 869-877 (2000).
  19. Fire, A., et al. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391, 806-811 (1998).
  20. Lamitina, T. Functional genomic approaches in C. elegans. Methods Mol Biol. 351, 127-138 (2006).
  21. Poulin, G., Nandakumar, R., Ahringer, J. Genome-wide RNAi screens in Caenorhabditis elegans: impact on cancer research. Oncogene. 23, 8340-8345 (2004).
  22. Moreno-Arriola, E., et al. Caenorhabditis elegans: A Useful Model for Studying Metabolic Disorders in Which Oxidative Stress Is a Contributing Factor. Oxid Med Cell Longev. , 705253(2014).
  23. Possik, E., et al. Folliculin regulates ampk-dependent autophagy and metabolic stress survival. PLoS Genet. 10, e1004273(2014).
  24. Fukushima, T., Tanaka, K., Lim, H., Moriyama, M. Mechanism of cytotoxicity of paraquat. Environ Health Prev Med. 7, 89-94 (2002).
  25. Van Raamsdonk, J. M., Hekimi, S. Superoxide dismutase is dispensable for normal animal lifespan. Proc Natl Acad Sci U S A. 109, 5785-5790 (2012).
  26. Schulz, T. J., et al. Glucose restriction extends Caenorhabditis elegans life span by inducing mitochondrial respiration and increasing oxidative stress. Cell Metab. 6, 280-293 (2007).
  27. Brenner, S. The genetics of Caenorhabditis elegans. Genetics. 77, 71-94 (1974).
  28. Timmons, L. Delivery methods for RNA interference in. C. elegans. Methods Mol Biol. 351, 119-125 (2006).
  29. Wang, B. Y., et al. Caenorhabditis elegans Eyes Absent Ortholog EYA-1 Is Required for Stress Resistance. Biochemistry (Mosc). 79, 653-662 (2014).
  30. Paz-Gomez, D., Villanueva-Chimal, E., Navarro, R. E. The DEAD Box RNA helicase VBH-1 is a new player in the stress response in C. elegans. PLoS One. 9, 97924(2014).
  31. Ward, J. D., et al. Defects in the C. elegans acyl-CoA synthase, acs-3, and nuclear hormone receptor, nhr-25, cause sensitivity to distinct, but overlapping stresses. PLoS One. 9, 92552(2014).
  32. Staab, T. A., Evgrafov, O., Knowles, J. A., Sieburth, D. Regulation of synaptic nlg-1/neuroligin abundance by the skn-1/Nrf stress response pathway protects against oxidative stress. PLoS Genet. 10, e1004100(2014).
  33. Greer, E. L., et al. An AMPK-FOXO pathway mediates longevity induced by a novel method of dietary restriction in. C. elegans. Curr Biol. 17, 1646-1656 (2007).
  34. Allen, E., Walters, I. B., Hanahan, D. Brivanib, a dual FGF/VEGF inhibitor, is active both first and second line against mouse pancreatic neuroendocrine tumors developing adaptive/evasive resistance to VEGF inhibition. Clin Cancer Res. 17, 5299-5310 (2011).
  35. Apfeld, J., O'Connor, G., McDonagh, T., DiStefano, P. S., Curtis, R. The AMP-activated protein kinase AAK-2 links energy levels and insulin-like signals to lifespan in C. elegans. Genes Dev. 18, 3004-3009 (2004).
  36. Lee, H., et al. The Caenorhabditis elegans AMP-activated protein kinase AAK-2 is phosphorylated by LKB1 and is required for resistance to oxidative stress and for normal motility and foraging behavior. J Biol Chem. 283, 14988-14993 (2008).
  37. Honda, Y., Honda, S. The daf-2 gene network for longevity regulates oxidative stress resistance and Mn-superoxide dismutase gene expression in Caenorhabditis elegans. FASEB J. 13, 1385-1393 (1999).
  38. Restif, C., Metaxas, D. Tracking the swimming motions of C. elegans worms with applications in aging studies. Med Image Comput Comput Assist Interv. 11, 35-42 (2008).
  39. Buckingham, S. D., Sattelle, D. B. Fast, automated measurement of nematode swimming (thrashing) without morphometry. BMC Neurosci. 10, 84(2009).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Erratum


Formal Correction: Erratum: Measuring Oxidative Stress Resistance of Caenorhabditis elegans in 96-well Microtiter Plates
Posted by JoVE Editors on 1/01/1970. Citeable Link.

A reference was corrected in the publication of Measuring Oxidative Stress Resistance of Caenorhabditis elegans in 96-well Microtiter Plates. There was an error with reference 34 in the Citations section. It has been updated from:

Allen, E., Walters, I.B., Hanahan, D. Brivanib a dual FGF/VEGF inhibitor,is active both first and second line againstmouse pancreatic neuroendocrine tumors developing adaptive/evasive resistance toVEGF inhibition. Clin Cancer Res. 17, (16) 5299-310 (2011).

to:

Allen, A. T., Maher, K. N., Wani, K. A., Betts, K. E., & Chase, D. L. Coexpressed D1- and D2-like dopamine receptors antagonistically modulate acetylcholine release in Caenorhabditis elegans. Genetics. 188, 579-590 (2011).

Étiquettes

Plaque de microtitration à 96 puitsTraitement au paraquatEssai de survieJeune adulte L4 synchroniséMicroscope à dissectionTampon M9Interférence ARNCriblages génétiques
Mesurer le stress oxydatif Résistance
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.