TRAP-rc, Translating ribosome Purification par affinité à partir de populations de cellules rares de<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryons

Résumé

La purification par affinité des ribosomes (TRAP) est capable de capturer la traduction spécifique du type cellulaire de l’ARNm. Nous rapportons ici le premier protocole TRAP dédié à l’isolement de l’ARNm dans des populations cellulaires rares d’embryons de drosophile.

Résumé

La mesure des niveaux d’ARNm dans le processus de traduction dans les cellules individuelles fournit des informations sur les protéines impliquées dans les fonctions cellulaires à un moment donné. Le protocole TRAP (Translating Ribosome Affinity Purpurity) est capable de capturer ce processus de traduction de l’ARNm d’une manière spécifique au type de cellule. Basé sur la purification par affinité de polysomes porteurs d’une sous-unité ribosomique marquée, TRAP peut être appliqué à des analyses de translatomes dans des cellules individuelles, permettant de comparer les types de cellules au cours des processus de développement ou de suivre les progrès du développement de la maladie et l’impact des thérapies potentielles au niveau moléculaire. Nous rapportons ici une version optimisée du protocole TRAP, appelée TRAP-rc (cellules rares), dédiée à l’identification des ARN engagés dans la traduction à partir de populations de cellules rares. TRAP-rc a été validé à l’aide du système de ciblage Gal4/UAS dans une population restreinte de cellules musculaires chez des embryons de drosophile. Ce nouveau protocole permet de récupérer de l’ARN spécifique au type de cellule en quantités suffisantes pour l’analyse globale de l’expression génique, comme les microréseaux ou le séquençage de l’ARN. La robustesse du protocole et les grandes collections de pilotes Gal4 font de TRAP-rc une approche très polyvalente avec des applications potentielles dans des études spécifiques au génome des cellules.

Introduction

Comprendre comment les cellules acquièrent des propriétés spécifiques au cours du développement est cruciale afin d'apprécier la complexité des organes et de leur potentiel d'évolution vers des conditions pathologiques. Il ya un gros effort de recherche à déchiffrer les réseaux de régulation des gènes qui sous-tendent la spécification et la différenciation cellulaire par des profils d'expression génique mondiaux unrevealing, caractère contraignant Pol II, transcription du facteur d'occupation sur des séquences régulatrices ou des modifications post-traductionnelles des histones.

Pour évaluer l'expression de gène à puces mondiales de niveau et des approches d'ARN-Seq sont utilisés. Les puces à ADN permettent de détecter l'ARNm abondance, tandis que l'ARN-Seq est mieux adapté à l'information sur les différents types d'ARN, y compris le codage et non codantes ARN comme microARN, lncRNAs ou ARNsn. Cependant, ces techniques ne peuvent pas différencier activement transcrites, l'état d'équilibre de l'ARNm, activement traduction de l'ARNm, et l'ARNm entrant dans le processus de dégradation. Mesure constante st-mangé niveaux d'ARNm est connu pour être une mauvaise estimation de la composition du protéome ^1-3. En revanche, d'identifier activement la traduction de l'ARNm donne une image plus précise de la production de protéines.

Cependant, des études transcriptomiques ont été principalement mené au niveau organisme entier en comparant gain ou la perte de la fonction d'un facteur spécifique au type sauvage état ^​​4-7 ou sur le tissu disséqué, rendant les profils d'expression génique difficiles à interpréter. Les progrès récents dans les outils de ciblage cellulaire, de purification par affinité et des améliorations de sensibilité permettent désormais d'effectuer des analyses du génome entier sur les populations de petites cellules ou des cellules, même simples dans un organisme vivant.

Chez la drosophile, de grandes collections de lignées transgéniques permettent un ciblage spécifique temporelle et spatiale des différents tissus et des sous-populations de cellules par le système GAL4 / UAS ^8-10 donnant une quantification plus précise des mécanismes moléculaires nécessaires à la fonction cellulaire.

Parmi les approches nouvellement développés polysome profilage par fractionnement a été décrit comme un moyen de capturer activement la traduction de l'ARN ^11. Cette méthode basée sur la centrifugation sur gradient de saccharose permet la sélection de la fraction de polysomes et la détermination de l'ARNm traduit l'échelle du génome lorsqu'on l'analyse avec puces à ADN ou un séquençage de profondeur. Polysomes isolement peut être couplé avec la nuclease digestion pour identifier des empreintes ribosomiques correspondant à des fragments d'ARN par les ribosomes protégées pendant le processus de traduction ^12. Empreinte ribosomique augmente la précision de la quantification de la traduction de l'ARN et la résolution de niveau séquence ARN et le positionnement ribosome, permet de mesurer le taux de la traduction. Cependant, à ce jour, il n'a pas été appliquée à l'isolement spécifique de la cellule de translatomes, principalement en raison de la forte diminution du rendement d'ARN obtenu à la fin du processus de l'empreinte ribosome. Étant donné que la sélection de la taille de l'ARN peut générer potentiel faux-positives de différentes RNP qui pourrait également être protégeaient l'ARN d'une manière similaire, d'autres développements sont nécessaires pour améliorer l'empreinte ribosomal et l'adapter à des approches spécifiques des cellules.

Une de ces méthodes, appelé le Translating ribosome Affinity Purification (TRAP) a été décrite en 2008 par Heiman et al. et appliqué à isoler le translatome de sous-ensemble de neurones chez la souris. Par marquage d'epitope d'une protéine ribosomique dans une cellule de type manière spécifique, polysomes peuvent être purifiés de manière sélective sans l'étape laborieuse de dissociation des cellules et le tri. Dans ce cas, les 60S ribosomique L10a à protéines de la surface du ribosome a été taggés avec eGFP ^13. Depuis 2008, plusieurs études ont utilisé cette méthode dans différentes espèces, à partir de souris ^14-19 à X. laevis ^{20,21, 22,23} et le poisson zèbre Arabidopsis thaliana ^24. La méthode TRAP a également été adapté au modèle de Drosophila et utilisé pour puritype de cellule spécifiques fy ARNm de cellules neuronales ^{25 et 26} astrocytes. Le système binaire polyvalent GAL4 / UAS a été utilisé pour exprimer la GFP-tagged RpL10A d'une manière tissu-spécifique. Chefs de mouches adultes ont été disséqués pour effectuer une sélection d'polysome de cellules neuronales (ciblés par pan-neuronal pilote Elav-Gal4) et des ARN isolés ont été séquencés. Le grand nombre de gènes régulés à la hausse correspondait à ceux connus pour être exprimés dans le système nerveux, ce qui indique que l'approche a une bonne spécificité et nous incitant à l'adapter aux populations de cellules rares (moins de 1% des cellules) présente dans le développement des embryons de drosophile .

Dans le modèle de drosophile, le stade embryonnaire est un modèle de choix pour l'étude des processus de développement, comme les acteurs moléculaires et mouvements morphogénétiques sont évolutives conservées. Les approches transcriptomiques seulement tissulaires spécifiques menées jusqu'à présent dans ce modèle ont été effectuées en utilisant cellulaire ou nucléaire afinrter et ont seulement été capables d'étudier l'état d'équilibre transcriptome ^27-31, créant un besoin de méthodes dédiées au tissu / cellule-spécifique translatome profilage dans l'embryon de mouche. Nous rapportons ici le premier protocole TRAP dédiée aux embryons de drosophile. Avec cette méthode, engagée en translation de l'ARNm dans une population de cellules très limité de l'ordre de 100 cellules musculaires par embryon a été isolé avec succès avec la qualité et la spécificité. Le / système de SAMU GAL4 binaire est utilisé pour entraîner l'expression de RpL10A GFP marqués dans la sous-population des muscles sans aucune toxicité, aucun phénotypes apparentes ou un retard de développement, comme indiqué précédemment ^25. Embryons de drosophile possèdent 30 muscles par hemisegment qui donneront lieu à la musculature de la larve. En utilisant une région régulatrice découvert à proximité du gène d'une identité en reste, 6 des 30 muscles multi-nucléées sont ciblés. Dans cet essai, les ribosomes sont immobilisés sur de l'ARNm en utilisant l'allongement de traductioninhibiteur cycloheximide. Extraits cytosoliques sont ensuite utilisés pour la purification par affinité avec des billes magnétiques recouvertes d'anticorps GFP. Qualité de l'ARN purifié a été validée à l'aide bioanalyseur. Transcription inverse quantitative PCR (RT-qPCR) a été utilisé pour déterminer la spécificité et la sensibilité de l'ARNm et de l'isolement a démontré que notre protocole optimisé est très efficace.

Protocole

1. Fly Generation Ligne

1. Générer deux constructions différentes. Dans la première construction, RpL10A ADNc (ribosomal sous-unité protéique L10a) est clone en aval de la GFP dans UPAEP-PL-GFP-Nter plasmide (version modifiée ^de 32). L'utilisation d'un promoteur de la lignée germinale permet un usage plus polyvalent de la lignée transgénique.
   Remarque: obtenir le deuxième construction en clonant la séquence de régulation dirigeant l'expression tissu-spécifique du gène GAL4 en amont de mollesse (TF) à l'aide pPTGAL4 plasmide.
2. Injecter séparément dans des plasmides w ¹¹¹⁸ vol constructions et insérer dans le génome de la mouche par insertion d'élément P (selon la procédure standard) ^33.
3. Sélectionnez transformants afin de récupérer lignes de vol avec des constructions sur deux chromosomes différents. La ligne de TRAP finale est créée en combinant ces deux lignes (croix génétiques) afin d'obtenir une ligne double transgénique stable. F0: W; Cyo, SAMU EGFP :: RpL10A; MKRS / TM6Bx W; Cyo / Scu; Slouch Gal4 / TM6B. F1: W; Cyo, SAMU EGFP :: RpL10A; Slouch Gal4 / TM6B. Massivement amplifier cette ligne et de recueillir les embryons souhaité mis en scène.

2. Embryon Collection

1. Préparez 8 grandes cages de population cylindrique contenant environ 40 g de jeunes mouches par cage (environ 180 000 mouches / cage).
2. Procéder à la soi-disant pré-Lays qui permettent mouches pour effacer embryons en développement de leurs trompes. Pour cela, jeter les mouches pendant 1 heure sur deux plats 11 cm de diamètre de Pétri contenant un mélange de solidifiée agar et le jus de raisin et couvrir ⅓ de la surface avec de la pâte de levure fraîchement faite. Après 3 échanges de raisin plaques de jus recueillent les véritables embryons sur des plaques fraîchement préparés similaires.
   NOTE: Le temps d'incubation varie en fonction de développement fenêtre de temps étudiée.
3. Retirer les plaques de cages et de les laisser à la même température pendant le temps nécessaire pour obtenir le stade de développement correcte (par exemple, 3 h de ponte + 10 h de suppional incubation donne embryons de stade 10-13 h après la ponte (AEL)). Reprendre le contenu de la plaque (embryons, la pâte de levure, mouches mortes) avec 50 ml d'eau en utilisant une brosse.
4. Aller à travers une série de tamis (700 um, 355 um, 112 um) pour séparer les embryons de mouches mortes et autres parties du corps et de recueillir des embryons conservés sur le tamis plus petit diamètre, puis laver rapidement à l'eau déminéralisée. Ne pas utiliser plus de 18 plaques par la collecte comme il peut obstruer les tamis.
5. Embryons Dechorionate à 4,5% l'eau de Javel dans l'eau déminéralisée pour 2 min et rincer abondamment avec de l'eau déminéralisée pendant 30-60 secondes. Incuber les embryons dans du PBS 0,01% de Tween 20, 100 pg / ml de cycloheximide, de 5 à 10 min à température ambiante sous agitation.
6. Embryons secs sur feuilles absorbantes de cellulose et de les transférer à des microtubes. Peser les tubes et flash-congeler les embryons par immersion dans l'azote liquide. A ce stade, les embryons secs peuvent être conservés pendant plusieurs mois à -80 ° C.

3. Préparation de billes magnétiques couplées à la GFP Anticorps

1. Bien remettre en suspension la protéine G billes magnétiques dans le flacon d'origine par une agitation douce.
2. Transfert de 90 ul de billes à un tube RNase-free et les rassembler sur un aimant (30-60 sec). 90 ul de billes est nécessaire d'effectuer une immunoprécipitation (IP) avec 1 ml de lysat contenant 60 à 80 mg / ml de protéines. Respecter les rapports pour éviter la saturation de perles. Utilisez plusieurs tubes selon quantité de protéine.
3. Laver les perles avec 1 × PBS 0,01% de Tween 20 (500 pi) et de recueillir des perles sur l'aimant à éliminer le surnageant. Ajouter 30 pg d'anticorps de la GFP dans 350 pi de PBS 0,01% de Tween 20 à incuber les billes et avec plus de lenteur extrémité extrémité mélange pendant 30 min à température ambiante.
4. Récupérer des billes sur l'aimant (30 à 60 sec), éliminer le surnageant et rinçage dans 500 ul de tampon d'extraction de polysomes (HEPES 10 mM, KCl 150 mM, _MgCl2 5 mM, DTT 0,5 mM, Triton 1%, le cycloheximide 100 pg / ml , Pr1 × otease inhibiteur, inhibiteur de la RNase 100 U).
5. Récupérer des perles sur l'aimant et ajouter 500 ul de tampon de blocage (BSA à 0,1 ug / ul d'ARNt de levure, 0,1 pg / pl, glycogène 0,1 ug / ul dans du tampon d'extraction de polysomes).
6. Incuber pendant 30 min à température ambiante et répéter cette étape une fois avec un tampon de blocage frais.
7. Recueillir des perles sur l'aimant et rincer dans 500 pi de tampon d'extraction de polysome, puis rappeler perles et de procéder immédiatement à l'étape de immunopurification (article 6).

4. Préparation Lysate

1. Avant de commencer, mettre en place le programme sur le multi-directionnel perles de vitesse rapide meuleuse: 2 × 10 sec à 5000 rpm, 15 secondes pause. Embryons de transferts secs (1,5 g) à tubes de 15 ml préalablement refroidi sur de la glace contenant un tampon d'extraction polysome, et homogénéiser immédiatement. Homogénéiser 1,5 g d'embryons dans 4 ml de tampon d'extraction de polysomes.
2. Étaler homogénéisé embryons dans deux prérefroidi tubes 2 ml et broyer les EmbryOS en exécutant le programme d'homogénéisation. Transférer le lysat dans des microtubes prérefroidi frais sur la glace et préparer un surnageant post-nucléaire par centrifugation à 4 ° C pendant 10 min à 2000 g.
3. Transférer le surnageant dans un tube à centrifuger prérefroidi frais sur la glace, ajouter 1/100 volume de 10% de Nonidet P-40 échantillon au surnageant (concentration finale = 0,1%), et mélanger doucement en inversant le tube.
4. Pulse-centrifuge l'échantillon dans une Minifuge pour collecter le liquide au fond du tube, ajouter 1/9 volume d'échantillon de 300 mM de 1,2-Diheptanoyl-sn-glycéro-3-phosphocholine (DHPC) (concentration finale = 30 mM ), mélanger doucement en inversant le tube, et incuber le mélange sur de la glace pendant 5 min (mélange en retournant plusieurs fois au cours de l'incubation).
5. Préparer le surnageant post-mitochondriale par centrifugation à 4 ° C pendant 10 min à 20 000 g. Mesurer la concentration de protéines par la méthode de Bradford: concentration en lysat doit être comprise entre 60 à 80 mg / ml. Take le surnageant dans un nouveau tube prérefroidi fraîche et procéder immédiatement à l'étape de pré-absorption (article 5).

5. Pré-absorption

1. Bien remettre en suspension les billes magnétiques par agitation douce et transférer 30 ul de billes dans un tube à centrifuger à température ambiante (30 pi de perles / 1 ml de lysat embryonnaire).
2. Recueillir des perles sur l'aimant, une pipette le surnageant, et remettre en suspension les perles dans un tampon d'extraction polysome (500 pi). Récupérer des billes sur l'aimant, ajouter lysat embryonnaire, et incuber pendant 1 heure à 4 ° C sur un agitateur.
   1. Retirer perles et de garder surnageant sur de la glace pour l'étape de immunopurification. Avant immunopurification, garder 100 pi de surnageant (entrée) pour comparer échantillon global d'ARN avec l'échantillon d'ARN recueilli après immunopurification, RT-qPCR par exemple.

6. Immunopurification

1. Ajouter 1 ml (correspondant à 60 à 80 mg / ml de protéine) delysat pré-absorbée à un tube sans RNase contenant 90 ul de billes bloqués couplés à l'anticorps GFP. Incuber les échantillons à 4 ° C pendant 2 heures avec douceur extrémité par rapport à l'extrémité de mélange dans un dispositif de rotation du tube. Sinon, effectuer l'incubation O / N à 4 ° C.
2. Après incubation, de recueillir des perles sur l'aimant. Utilisez un Minifuge à tourner vers le bas les perles, puis les remettre en suspension dans 500 pi de tampon de lavage (HEPES 10 mM, KCl 350mm, _MgCl2 5mm, Nonidet P-40 1%, DTT 0,5 mM, cycloheximide 100 pg / ml, RNase inhibiteur 100 U ) et les recueillir sur l'aimant. Répétez cette étape deux fois plus.
3. Modifiez les perles dans un nouveau tube RNase-free prérefroidi et laver deux fois. Recueillir des perles sur un aimant et de procéder à l'extraction de l'ARN en ajoutant 1 ml TRIzol directement aux perles et de suivre les instructions du fabricant.

7. ARN Clean-up et de l'évaluation de la qualité

1. Utilisez un kit RNeasy Micro selon les instructions du fabricant. A l'achèvement, élutARN e avec (x) pi d'eau sans RNase. Chaud pendant 2 min à 60 ° C, et un magasin enfichable congelés échantillons à -80 ° C. Vérifier la qualité de l'ARN en utilisant bioanalyseur (suivre les instructions du fabricant).
2. Pour tester la spécificité de l'ARN et TRAP, effectuer une transcription inverse sur 3 ng d'ARN purifié (entrée et IP) selon les instructions du fabricant (III) de l'exposant. Utilisez l'ADNc obtenu pour qPCR utilisant des jeux d'amorces spécifiques du gène.

Résultats

Le système musculaire somatique embryonnaire chez la drosophile est composé de 30 muscles par hemisegment, et chaque muscle a un ensemble spécifique de propriétés: code de gènes d'identité, la position, le nombre d'événements de fusion, des sites de fixation et innervation. Identifier traduit ARNm dans un sous-ensemble spécifique de muscle donnera des informations sur les protéines nécessaires pour former ces caractéristiques spécifiques musculaires. En utilisant la méthode basée TRAP, de l'ARN à partir d'un sous-population de muscles exprimant le gène de la mollesse de l'identité a été purifié (figure 1A-B). Une préoccupation majeure de cette approche est la qualité et la spécificité de l'ARN isolé. Le protocole optimisé rapportée ici a permis la récupération systématique des ARN de haute qualité évaluée par analyse de bioanalyseur. Le profil obtenu ne présente aucune dégradation de l'ARN (figure 1C).

Dans d'autres études développées autour de la méthode TRAP, questions ont été soulevées au cours de la spécificité des données. Ici, nous improve le procédé pour supprimer fond lié à la liaison non spécifique de l'ARN pour les billes ou les tubes et par l'optimisation du tampon de lavage. Afin d'évaluer le niveau et l'efficacité d'isoler des cellules exprimant slouch fond, nous avons mené des essais de RT-qPCR sur 3 répétitions du même stade embryonnaire. Pliez-enrichissements de 4 gènes différents (MEF2, empoté, Prospero, soxNeuro) ont été calculées par rapport à l'entrée et normalisée contre le gène de rpl32 (figure 1D). Ces résultats ont montré un enrichissement de 2,3 fois de MEF2 de gènes pan-musculaires et d'enrichissement de 5,6 fois du gène reste. En revanche, les deux gènes exprimés dans le système nerveux ont été appauvri par rapport à l'entrée. Des valeurs très similaires de facteur de changement ont été observés sur 3 répétitions biologiques, ce qui démontre que le protocole est robuste. Avec chauffeur Slouch-Gal4 et à partir de 1,5 g, autour de 1,5x10 ^ 6 embryons ont été obtenus qui contiennent 100 cellules GFP / embryon (total de 150 × 10 ^ 6 positifcellules).

Après l'exécution de l'expérience TRAP, le rendement est d'environ 25-45 ng d'ARN spécifique selon le stade d'intérêt. Ce matériau est suffisante pour faire fonctionner analyse de puces à ADN ou ARN-seq en utilisant un protocole d'amplification de construire une bibliothèque d'ARN-seq. Efficacité dépendra fortement de la force du pilote utilisé pour exprimer RpL10A-EGFP.

Figure 1. Qualité et évaluation de la spécificité de l'ARN-TRAP isolé de Slouch-GAL4> embryons UASRpL10A-EGFP.

(AB) images confocale d'un embryon stade-16 montrant l'expression RpL10A-EGFP spécifiquement dans les six cellules musculaires Slouch par hemisegment (A). Co-localisation de RpL10A-EGFP avec le marqueur musculaire générale Beta3tubulin est observée sur l'image de fusion (B). (C) de contrôle de la qualité des ARN et TRAP ran sur bioanalyseur montrant une parfaite intégrité des ARNr 18S et 28S. Analyse (D) RT-qPCR montrant une grande spécificité d'expériences d'ARNm TRAP isolé sur 3 répétitions biologiques de l'étape-16 embryons. Pliez le changement est calculé par rapport à l'entrée et normalisée contre le gène de rpl32. Transcriptions MEF2 présents dans toutes les lignées musculaires sont 2,3 fois enrichis par rapport à l'entrée tandis que les transcriptions slouch plus restreints sont 5,6 fois enrichi. Cellules neurales exprimant Prospero et gènes soxN sont épuisées 2,2 fois et 5,5 fois respectivement. Les barres d'erreur représentent l'écart type (n = 3). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Discussion

Ce document décrit une Translating ribosome Affinity protocole modifié d'épuration (surnommé «TRAP-rc ') dédié à l'étude des populations de cellules rares dans embryons de drosophile. L'information est fournie sur les étapes clés pour l'isolement de l'ARN spécifique succès avec un rendement adéquat pour les puces à ADN ou d'ARN-analyse suivants, à savoir 1) la quantité de matériel biologique nécessaire et la procédure optimisée pour embryon lyse et l'extraction de polysome; 2) perles / anticorps à-lysat ratios pour immunoprécipitation optimale; 3) les étapes permettant de réduire de fond, y compris la composition du tampon de lavage de manière à réaliser des expériences TRAP-rc avec une haute spécificité et la sensibilité.

Ce protocole donne des données reproductibles qui rend facilement appliquée à d'autres types de cellules. Cette technique permet d'analyser l'expression différentielle des gènes au niveau de l'ARNm activement la traduction et ouvrir ainsi la voie à la compréhension de l'expression des protéines dans un spec IFIC type de cellule à une fenêtre de temps spécifique. On notera cependant que l'abondance des protéines dépendra de la vitesse des processus de dégradation et de la traduction. Une limitation majeure de la méthode TRAP est son incapacité à mesurer la teneur en protéines d'une manière quantitative précise ou pour détecter modification post-traductionnelle. Amélioration de la quantification en mesurant la densité des ribosomes le long du corps ARNm et, ce faisant, d'une manière type de cellule spécifique peut faire TRAP combiné avec ribosome empreinte un outil très puissant. Dans un récent article ^34, cette combinaison a été réalisée dans des cellules embryonnaires de rein humaines 293. Les auteurs ont couru empreinte nucléase suivie par purification par affinité d'une forme biotinylé inductible de RpL10A utilisant des billes de streptavidine. Ceci est une preuve de principe qu'il est possible de réaliser l'empreinte ribosome dans un organisme entier tout en ciblant un type de cellule spécifique, la limitation étant la quantité de matériel biologique nécessaire à cet effet.

"> Spectacle expériences TRAP en parallèle avec les analyses transcriptomiques mondiaux, il sera possible de suivre les proportions entre nouvellement transcrit et actively- traduire ARN. Ce sera très instructif des mécanismes post-transcriptionnel potentiels qui se déroulent dans des contextes de développement spécifiques ou des populations cellulaires spécifiques microARN -par par exemple.

En conclusion, TRAP est une méthode très efficace, spécifique et sensible pour l'identification des ARN liés à des ribosomes activement traduire d'une manière spécifique à la cellule. Cette méthode peut être utilisée dans une grande variété d'organismes et de types de tissus. Le nouveau protocole TRAP-rc décrit ici a été optimisé pour les populations de cellules rares (moins de 1% du nombre total de cellules) et pour une quantité de matériau final suffisante pour des analyses ultérieures au niveau du génome entier.

Une éventuelle limitation de cette méthode est l'exigence d'un puissant moteur pour produire ribosomes marquées en quantité suffisante pour compete avec celles non marquées endogènes dans le type de cellule ciblée. Dans une étude récente ^25, les auteurs estimés à 10-30% le ratio d'marqué contre ribosomes non balisés.

Pour surmonter ce problème croissant-EGFP UAS-RpL10A nombre de copies devraient considérablement améliorer cet équilibre. Alternativement, en ajoutant à l'arrière-plan génétique décrit un transgène UAS-GAL4 va amplifier la production de la protéine GAL4 et augmenter indirectement expression de RpL10A-EGFP. Cela devrait favoriser une meilleure occupation des ribosomes marqués sur l'ARNm.

Notez que cette approche déjà efficace peut être rendue encore plus puissante en adaptant les méthodes complémentaires pour apporter un aspect plus quantitative ou à découvrir et élucider les mécanismes moléculaires qui sont essentiels pour le contrôle de l'expression des gènes.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
HEPES	Sigma  ;	H4034-1006
1,2-diheptanoyl-sn-glycero-3-phosphocholine  ;	Avanti Polar Lipids	850306P
Glycogène	thermo scientifique  ;	R0561
BSA 100X purifié	Biolabs	B9001
ARNt de levure  ;	Sigma	R5636
Super RNase In  ;	Ambion	AM2694
Anticorps GFP clone N86/38	UC DAVIS/NIH Neuromab Faculty Anticorps Incorporated	75-132  ;
Nonidet P40  ;	Roche	11754595001
Precellys 24 Homogénéisation de la lyse  ;	Bertin Technology
Eau sans nucléases  ;	Nalgene
Dynabeads ProteinG	Invitrogen	10004D
Chlorure de potassium (KCl)	Biosystème appliqué  ;
Chlorure de magnésium (MgCl2)  ;	Biosystème appliqué  ;
Waddin de cellulose non blanchi	VWR	115-2597  ;
Tamis 112, 355, 710 um  ;	Retsch
TRiZol  ;	Invitrogen	15596-018
MagRack 6	GE HealthCare  ;
Embouts filtrants à faible liaison  ;	ClearLine
Rnase free tube 1,5 ml  ;	ClearLine	390689DD
Tween 20  ;	Bioréactif Fischer  ;	BP337-500
Cycloheximide  ;	Sigma  ;	C1985
Comprimés inhibiteurs de protéase, Mini-Complete, sans EDTA  ;	Roche	11836170001