Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Les échafaudages composites de fibres interfaciale Polyelectrolyte pour sortie temporellement contrôlée des biomolécules

8K vues

⸱

DOI :

10.3791/53079

⸱

19 août 2015

 ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, National University of Singapore, 2Mechanobiology Institute, Singapore, National University of Singapore, 3Department of Surgery, National University of Singapore

Dans cet article

Résumé

Les échafaudages pour l’ingénierie tissulaire doivent récapituler le microenvironnement biochimique et biophysique complexe de la niche cellulaire. Ici, nous montrons l’utilisation de fibres de complexation polyélectrolytiques interfaciales comme plate-forme pour créer des échafaudages polymères composites à plusieurs composants avec libération biochimique soutenue.

Résumé

Divers échafaudages utilisés en ingénierie tissulaire nécessitent un environnement biochimique contrôlé pour imiter la niche cellulaire physiologique. Les fibres de complexation polyélectrolytique (IPC) interfaciales peuvent être utilisées pour l’administration contrôlée de divers agents biologiques tels que des médicaments à petites molécules, des cellules, des protéines et des facteurs de croissance. La simplicité de la méthodologie de fabrication des fibres IPC donne de la flexibilité dans son application pour l’administration contrôlée de biomolécules. Ici, nous décrivons une méthode d’incorporation de fibres IPC dans deux échafaudages polymères différents, le polysaccharide hydrophile et la polycaprolactone hydrophobe, pour créer un échafaudage composite à plusieurs composants. Nous avons montré que les fibres IPC peuvent être facilement intégrées dans ces structures polymères, améliorant ainsi la capacité de libération prolongée et la préservation des biomolécules. Nous avons également créé un échafaudage polymère composite avec des repères topographiques et une libération biochimique soutenue qui peut avoir des effets synergiques sur le comportement cellulaire. Les échafaudages polymères composites avec des fibres IPC représentent une méthode nouvelle et simple pour recréer la niche cellulaire.

Introduction

La matrice extracellulaire a des signaux biochimiques et biophysiques inhérents qui dirigent les comportements cellulaires. L’imitation de ce microenvironnement physiologique tridimensionnel (3D) est une stratégie largement explorée pour les applications de médecine régénérative et d’ingénierie tissulaire. Par exemple, les substrats d’origine naturelle et synthétique ont été modifiés à l’aide de repères topographiques afin d’imiter l’environnement cellulaire biophysique. 1 Par exemple, les échafaudages en polycaprolactone (PCL) peuvent être facilement modelés en coulant sur des substrats PDMS à motifs. 2 Cependant, la plupart des échafaudages synthétiques récapitulent de manière inadéquate l’environnement biochimique contrôlé in vivo. La modification en vrac ou en surface des matériaux synthétiques ne présente que des signaux biochimiques pour la fixation des cellules, mais manque toujours de régulation temporelle de l’administration biochimique. 3 Ainsi, il est nécessaire de disposer d’échafaudages optimaux capables d’imiter le système de livraison biochimique régulé dans le temps de la matrice extracellulaire.

Les systèmes d’administration biochimique tels que les microsphères sont en proie à des problèmes de perte de bioactivité et de faible efficacité d’incorporation en raison de la sévérité et de la complexité du processus de synthèse en plusieurs étapes. 4-6 Il a été démontré que les méthodes alternatives qui utilisent une méthode de fabrication et d’incorporation en une seule étape ont un excellent potentiel pour créer un microenvironnement biochimique favorable sans l’inefficacité de l’incorporation et la perte de bioactivité qui l’accompagnent. Une solution viable est l’utilisation de fibres de complexation polyélectrolytique (IPC) interfaciales pour délivrer et protéger les agents biologiques. Lorsque deux solutions aqueuses de polyélectrolytes de charge opposée sont réunies, les fibres IPC peuvent être retirées de l’interface. Pratiquement n’importe quel type de biomolécule hydrophlique en solution aqueuse peut être ajouté dans la solution de polyélectrolyte chargée négativement ou positivement, facilitant ainsi l’incorporation de biomolécules utiles dans la fibre IPC pendant le processus de complexation. De plus, ce processus ne nécessite que des conditions aqueuses et ambiantes, réduisant ainsi le risque de perte de bioactivité. En utilisant cette méthode, les facteurs de croissance actifs2,7 même les cellules8,9 ont été délivrés avec succès. De plus, la méthode simple de formation des fibres IPC permet de mouler dans n’importe quelle forme ou orientation. La stabilité de ces fibres a été avantageuse dans leur incorporation à la foisdans les polymères hydrophobes2 et hydrophiles 7 pour créer des échafaudages composites. Ces échafaudages composites avec des fibres IPC sont bénéfiques pour créer un environnement biochimique physiologiquement pertinent tout en fournissant un ancrage physique aux cellules.

Dans cette étude, nous montrons une méthode pour incorporer des fibres IPC dans un échafaudage hydrophile et un échafaudage hydrophobe avec une topographie pour une libération contrôlée de biomolécules actives. En tant que preuve de concept, nous incorporons des fibres IPC à base de chitosane et d’alginate dans l’hydrogel hydrophile biocompatible, non immunogène et antigénique pullulan-dextran ou l’échafaudage hydrophobe polycaprolactone biocompatible.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

1. Préparation des solutions de polyélectrolytes

  1. Purifier chitosane, comme détaillé dans Liao et al. En bref, créer une solution à 1% de chitosane dans 2% (p / v) (v / v) d'acide acétique et de vide filtre à l'aide de grade 93 papier filtre. Neutraliser le filtrat à l'aide de NaOH 5M jusqu'à ce que le pH est stabilisé à 7. Centrifuger la chitosane précipité à 1200 xg pendant 10 min. Décanter le surnageant et ajouter de l'eau déminéralisée pour laver le chitosane. Répéter l'étape de centrifugation et de lavage deux fois de plus. Congeler le chitosane précipité à -80 ° C et lyophilize O / N pour obtenir la forme purifiée. Stockez chitosane purifié dans une armoire déshumidifié.
  2. Peser 1 g de chitosane purifié dans une boîte de culture de tissu stérile. Placez le chitosane dans la boîte de culture de tissu le plus près possible de la lampe UV dans l'enceinte de sécurité biologique et d'exposer à la lumière UV pendant 15 minutes. En utilisant des pinces stériles, placer le chitosane stérilisé dans un récipient en verre. Dissoudre chitosane en utilisant filtré 0.Acide acétique 15 M à une concentration finale comprise entre 0,5% et 1% (p / v).
  3. Peser 0,1 g de sel de sodium de l'acide alginique et dissoudre dans 10 ml d'eau distillée désionisée (DDI) pour obtenir une eau 1% (p / v). Mélanger le sel de sodium de l'acide alginique pendant au moins 2 heures sur le mélangeur vortex pour garantir une dissolution complète. Filtrer la solution d'alginate à travers le filtre de seringue de 0,2 um. Conserver la solution d'alginate à 4 ° C.
  4. Reconstituer les facteurs humains recombinants de croissance comme facteur de croissance vasculaire endothéliale (VEGF) ou bêta - facteur de croissance nerveuse (NGF), tel que recommandé par le fabricant.

2. Dessin de fibres de la CIB

  1. Mélanger les protéines, les facteurs de croissance ou d'autres biomolécules dans 10-20 pl aliquote de la solution de polyélectrolyte qui a une charge nette similaire. Les molécules biologiques avec charge négative (par exemple sérum-albumine bovine [BSA]) net doivent être mélangés avec une solution d'alginate. Les molécules biologiques avec charge nette positive (par exemple VEGF) doivent être mélangés avecsolution de chitosane.
  2. Placez petites portions (10-20 pi) de chitosane et d'alginate sur une surface plane et stable recouverte avec du parafilm. Les gouttelettes d'alginate et de chitosane doit être placé à proximité mais pas en contact les uns avec les autres.
  3. Tremper légèrement chaque astuce sur une paire de pinces dans les chitosane et alginate gouttelettes. Apportez les gouttelettes de polyélectrolytes ensemble en pinçant les forceps. Lorsque les gouttelettes entrent en contact les uns avec les autres, tirer lentement la pince verticalement vers le haut pour tirer la fibre IPC de l'interface des deux gouttelettes (figure 1A).
  4. Placez soigneusement l'extrémité de la fibre IPC tiré sur la pince sur un collecteur, comme un échafaudage polymère plat apposé sur un mandrin en rotation (voir la section 3 et 4). Tournez le mandrin à une vitesse fixe de 10 mm / s pour permettre la formation d'uniforme et sans bourrelet fibres de la CIB. L'augmentation de la vitesse de l'étirage des fibres IPC former des billes, ce qui entraînera une libération d'éclatement de incorporéterminaison de fibre biochimique et prématurée. 10
  5. Pour déterminer l'efficacité d'incorporation, de recueillir tous les liquides restants laissés sur le parafilm par dilution avec 500 pi de 1X tampon phosphate salin (PBS). Mesurer la teneur en protéine ou facteur de croissance dans le résidu par dosage BCA (pour BSA), ELISA (pour le VEGF et NGF) ou un test permettant de détecter les biomolécules incorporé.

3. La fabrication de composite hydrogel échafaudage de Pullulan-Dextran (PD) polysaccharide et fibres de la CIB

  1. Fabrication cadre de pullulane sacrificielle pour la collecte des fibres IPC
    1. Peser polysaccharide pullulane et mélanger avec distillée déminéralisée (DDI) de l'eau pour créer un 20% (p / v) solution aqueuse. Mélanger la solution de pullulane O / N pour assurer l'homogénéité.
    2. Cast 15 g de solution de pullulane dans un 10 cm de culture de tissu à diamètre polystyrène (TCPS) plat. Sécher la solution de pullulane O / N à 37 ° C. Couper les films de pullulane dans 7mm x 7 mm cadres carrés.
  2. Préparer une solution de polysaccharide pullulane-dextran
    1. Créer une solution à 30% de polysaccharides pullulane et le dextrane (v / p) (rapport 3: 1) dans l'eau DDI. Mélanger O / N pour assurer l'homogénéité de la solution de polysaccharide. Ajouter lentement dans du bicarbonate de sodium à la solution de polysaccharide pour obtenir une concentration finale de 20% (p / v). Mélanger O / N pour assurer l'homogénéité de la solution. Conserver la solution de polysaccharide à 4 ° C.
  3. Collecte des fibres de la CIB sur le cadre pullulane
    1. Fixez le cadre de pullulane sacrificielle (section 3.1) en utilisant une pince crocodile. Collez la pince crocodile et le cadre pullulane sur la fin du mandrin en rotation à l'aide de ruban adhésif plastifié. Tournez le mandrin avec le cadre apposée à une vitesse constante de 10 mm / sec. Le cadre de pullulane peut être apposé sur le mandrin tournant dans les orientations souhaitées.
  4. Dessiner les fibres de la CIB en utilisant une paire de pinces (section 1) et attach l'extrémité tirée des fibres de la CIB sur le cadre pullulane rotation. Dessiner les fibres de la CIB à une vitesse constante. En arrivant à l'extrémité terminale de la fibre IPC, sécher la construction O fibres-sur-cadre / N à température ambiante.
  5. Incorporation des fibres dans la CIB en PD hydrogel échafaudage
  6. Pour chaque gramme de réticuler la solution de pullulane-dextrane, ajouter 100 ul de 11% (p / v) de sodium et le trimétaphosphate solution aqueuse d'hydroxyde 100 ul de sodium 10M. 7 Mélanger la solution à 60 tpm en utilisant une plaque d'agitation pendant de 1 à 2 min. Après l'addition de trimétaphosphate de sodium et l'hydroxyde de sodium, la solution de polysaccharide se réticuler presque immédiatement. Verser la solution de polysaccharide visqueux sur la construction des fibres-sur-cadre pour intégrer pleinement les fibres de la CIB. Incuber les fibres pullulane-dextran-IPC combinées (PD-CIP) à 60 ° C pendant 30 min pour former un chimiquement réticulés échafaudages composites (figure 1B).
  7. ATTENTION: Effectuer l'étape 3.3.2 dans la hotte et utiliser equi de protection appropriépement que l'acide acétique est corrosif et inflammable.
  8. Pour induire la formation de pores dans l'échafaudage PD-IPC, plonger l'ensemble échafaudage dans 20% (p / v) d'acide acétique pendant 20 min.
  9. Retirer réactifs ayant pas réagi par lavage échafaudages PD-IPC en 1X PBS pendant 5 min en agitant à 100 rpm. Répétez cette étape deux fois.
  10. Retirer l'excès de PBS et de geler immédiatement les échafaudages PD-IPC à -80 ° CO / N. Lyophiliser les échafaudages au moins 24 heures avant l'utilisation dans toute libération ou de la bioactivité des essais contrôlés.

4. La fabrication de composite échafaudage de PCL et fibres de la CIB

ATTENTION: Le dichlorométhane est une substance dangereuse. Utilisez la hotte et l'équipement de protection personnelle lors de la manipulation du dichlorométhane.

  1. Création vierges et motifs PDMS substrats
    1. Créer un polydiméthylsiloxane vierge (PDMS) substrat élastomère en utilisant un morceau de l'EPTC de dimension souhaitée à l'aide processus de lithographie douce. Créer patteRNED PDMS substrats en utilisant des méthodes lithographiques standards mous de poly (méthacrylate de méthyle) des modèles avec la topographie désirée. 12
  2. Fabrication cadre PCL sacrificielle pour la collecte des fibres IPC
    1. Peser PCL et dissoudre dans du dichlorométhane pour créer un 0,9% (p / v) de solution. Pour chaque 1 cm2 de surface du substrat PDMS, déposer 500 pi de solution de PCL à 0,9%. Laissez la totalité du solvant dichlorométhane pour évaporer pleinement à la hotte. Répéter le processus de coulée de 0,9% PCL pour épaissir le film à l'épaisseur désirée. Retirez le film PCL séchée du substrat PDMS. Créez un trou dans le cadre PCL utilisant un perforateur de taille appropriée. 2
  3. Collecte des fibres de la CIB sur le cadre PCL
    1. Apposer le cadre PCL sacrificielle avec le trou (de 4.2.1) sur une pince crocodile. Collez la pince crocodile sur le mandrin en rotation en utilisant du ruban adhésif plastifié. Attachez l'extrémité de la fibre tirée IPC sur le Fram PCLe avant de commencer la rotation à une vitesse constante de 10 mm / sec (section 2). Après la fin de l'IPC fibrage, sécher la fibre sur châssis construction O / N à 4 ° C.
  4. Intégration fibres sur châssis construire dans le substrat PCL motifs
    1. Déposez 500 pi de solution de PCL de 0,9% sur le substrat PDMS pour créer une base vierge PCL ou à motifs, comme l'exige. Fonte des couches multiples de solution de PCL à 0,9% pour obtenir un échafaudage à l'épaisseur souhaitée. Laissez la totalité du solvant dichlorométhane pour évaporer pleinement à la hotte.
    2. Placez la construction fibre sur-cadre (section 4.3.1) sur le dessus de la base PCL. Ajouter la solution de PCL de 0,9% sur les plusieurs fois en fibres-sur-cadre construire pour obtenir l'épaisseur désirée et intégrer pleinement les fibres de la CIB, la fabrication d'un échafaudage composite PCL-CIB (figure 1C).

5. Mesure de la dissémination d'agents biologiques Composite IPC échafaudages

  1. Placez composite PD-IPC ouÉchafaudages PCL-CIB et autonome fibres de la CIB séparément dans une plaque de 24 puits.
  2. Immerger l'échafaud et autonome fibres IPC avec 500 pi de PBS 1X. Incuber les échantillons à 37 ° C. Recueillir PBS à divers points de temps (la libération des médias) et les remplacer par 500 pi de PBS 1X.
  3. Mesurer la quantité de protéines ou de facteur de croissance dans les médias de libération en utilisant un dosage BCA (BSA), ELISA (VEGF et NGF) ou un autre dosage approprié de calculer le profil de libération cumulatif pour la biomolécule incorporé.

6. L'ensemencement des cellules sur les échafaudages composites IPC pour tester la bioactivité des agents biologiques libérés

  1. Stériliser les échafaudages composites lyophilisés PD-CIB ou PCL-IPC en utilisant la lumière UV dans l'enceinte de sécurité biologique pendant au moins 20 min.
  2. Utiliser des techniques de culture cellulaire standard pour obtenir une suspension de cellules de 2 x 10 5 cellules dans 200 ul de milieu de croissance. Ensemencer la suspension cellulaire concentrée sur les échafaudages composites. After 20 min, top-up le volume de milieu de croissance pour submerger totalement les échafaudages.
  3. Mesurer l'activité des cellules par des techniques classiques telles que l'activité métabolique bleu Alamar dosage, le dosage de l'excroissance des neurites PC12 ou immunofluorescence.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Dans cet article, nous avons cherché à créer des échafaudages composites à fibres de la CIB pour la libération prolongée de diverses biomolécules. Caractéristiques des biomolécules utilisées dans cette étude sont présentés au tableau 1. Fibres de la CIB ont d'abord été intégrées dans un PD hydrogel hydrophile pour créer un échafaudage composite PD-CIB (figure 1B). molécule modèle BSA a été testé d'abord de déterminer la faisabilité d'utiliser un échafaudage composite pour la...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

IPC fibres sont formées par l'interaction de deux polyélectrolytes de charges opposées. Le procédé utilise l'extraction du complexe à partir de l'interface des polyélectrolytes, en facilitant un processus d'auto-assemblage pour la formation de fibres stable. Le mécanisme de formation de fibres IPC assure que toute biomolécule ajouté dans un polyélectrolyte chargé de manière similaire peut être incorporé au cours du procédé de complexation. 10,11 A l'inverse, l'addition d'une biomol...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le National Research Foundation de Singapour administré par l'un de ses centres de recherche d'excellence, l'Institut Mechanobiology, Singapour. MFAC est soutenu par l'Agence pour la science, la technologie et la recherche (Singapour) et l'Agence nationale pour la recherche (France) programme commun sous le numéro de projet 1122703037. BKKT est soutenu par l'Institut Mechanobiology. Nous remercions M. Daniel HC Wong pour la relecture du manuscrit et Mme Dawn JH Neo pour aider à la production vidéo.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Pullulan  ;Hayashibara Inc, Okayama, JaponPoids moléculaire (MW) 200 kDa. Ce matériau est du pullulan de qualité pharmaceutique utilisé pour fabriquer des cadres en pullulan et des échafaudages-IPC.
DextranSigma AldrichD1037MW 500 kDa. Ce matériau n’est plus produit par Sigma Aldrich. L’alternative suggérée est le numéro de catalogue 31392 (Sigma Aldrich). Ce matériau est utilisé pour fabriquer des échafaudages-IPC.
Bicarbonate de sodium  ;Sigma AldrichS5761Le bicarbonate de sodium doit être ajouté lentement à la solution de polysaccharide pullulan-dextran. L’ajout rapide de bicarbonate de sodium entraînera des précipitations.
Trimétaphosphate de sodiumSigma AldrichT5508Ce produit chimique est hygroscopique et doit être stocké dans l’armoire de déshumidification. La solution aqueuse de trimétaphosphate de sodium doit toujours être préparée à l’état frais.
Hydroxyde de sodiumSigma AldrichS5881Ce matériau est dangereux et doit être manipulé avec un équipement de protection approprié tel que des gants en nitrile.
ChitosanSigma Aldrich448877MW 190-310 kDa. Degré d’acétylation de 75 % à 85 %. La purification du chitosane est nécessaire pour créer des fibres IPC stables.
Acide acétiqueMerckCela peut être remplacé par un autre type de marque. Ce matériau est corrosif et inflammable. Des équipements de protection tels qu’un écran facial, des gants en nitrile, une blouse de laboratoire et un couvre-chaussures doivent être portés lors de la manipulation de ce produit chimique dans la hotte.
Sel de sodium d’acide alginique d’algues brunes, faible viscositéSigma AldrichA2158Dissoudre dans l’eau pendant la nuit. Filtrer à travers stérile 0,2  ; et micro ; Filtre à seringue avant utilisation. Conserver à 4 °C.
de bovin AlbumineSinopharm Réactifchimique Dissoudre dans du PBS stérile et filtrer à l’aide de 0,2 & micro ; m Filtre à seringue avant utilisation.  ;
Kit de dosage BCAPierce23225Ce kit a été utilisé pour mesurer la libération de BSA à partir d’échafaudages-IPC.
Facteur de croissance de l’endothélium vasculaire recombinant humainR& D systems293-VEDissoudre le facteur de croissance dans une solution d’héparine à 0,2 % jusqu’à une concentration finale de 5 mg/ml.
Sel d’héparine sodique de porcineSigma AldrichH3393Cela peut être remplacé par un autre type de marque. Dissoudre le sel d’héparine dans de l’eau stérile à une concentration finale de 1 % et filtrer à 0,2 & micro ; m Filtre à seringue avant utilisation.  ;
Cellules endothéliales de la veine ombilicale humaine (HUVEC)LonzaC2517ACe type de cellule primaire a été utilisé dans le test pour déterminer la bioactivité du VEGF après libération des échafaudages-IPC.
Alamar blueLife TechnologiesDAL1025Ceci est utilisé pour mesurer l’activité métabolique cellulaire. Incuber Alamar blue avec des cellules et le maintenir dans des conditions de culture cellulaire standard pendant 2 à 4 heures. Mesurez l’absorbance à 570 nm pour déterminer le pourcentage de réduction du bleu d’Alamar, qui est corrélé à l’activité cellulaire.
ScanVac Coolsafe LyophilizerLabogene7.001.200.060Il s’agit d’un lyophilisateur non programmable qui fonctionne à -105 à -110  ; ° ;C. Il peut être remplacé par d’autres lyophilisateurs de laboratoire standard.
Polycaprolactone (PCL)Sigma Aldrich181609MW 65 kDa. Il n’est plus fabriqué par Sigma Aldrich. Il peut être remplacé par le numéro de catalogue Sigma Aldrich 704105.
DichlorométhaneSigma AldrichV800151Il peut être remplacé par un autre type de marque. Cette matière est dangereuse et doit être manipulée dans la hotte. Un équipement de protection doit être porté en tout temps lors de la manipulation de ce produit chimique.
Polydiméthylsiloxane (PDMS ; 184 Kit d’élastomère de silicone)Dow Corning(240)4019862Le kit d’élastomère est livré avec une base polymère et un réticulant. Le mélange de la base polymère et du réticulant dans des rapports différents entraînera une rigidité différente du PDMS.
Facteur de croissance du nerf bêta recombinant humain (NGF)R& D systems256-GFReconstitué dans de l’eau DI stérile jusqu’à une concentration finale de 100  ; et micro ; g⁠ ;/⁠ ;ml. Aliquote et stockage en -20 ° ; C jusqu’à l’utilisation.
Cellules souches mésenchymateuses humaines (hMSC)CambrexCe type de cellule a été utilisé dans le test pour déterminer l’effet synergique du NGF et de la nanotopographie.
Cellules de phéochromocytome PC12 du rat  ;ATCCCe type de cellule a été utilisé dans le test de croissance des neurites pour déterminer la bioactivité du NGF. Après l’exposition à un milieu de libération avec NGF, mesurer le nombre de cellules avec des extensions de neurites et normaliser au nombre total de cellules.
Papier filtre de grade 93WhatmanZ699675Ceci est utilisé pour la purification du chitosane après sa précipitation avec de l’hydroxyde de sodium à pH 7.
Centrifugeuse à godet oscillantEppendorf5810RÀ utiliser lors de la purification du chitosane à une vitesse de 1 200 x g.
Moteur avec mandrin tournant à vitesse constanteRhymebusRM5ELe moteur est utilisé pour la fabrication de fibres IPC sur châssis pullulan ou PCL.
Saline tamponnée au phosphateFirstBaseStériliser par filtration (0,2 & micro ; m) et l’autoclave.  ;
Plat en polystyrène de culture tissulaire (TCPS) de 10 mm dediamètreGreinerLe plat TCPS est utilisé pour le moulage du cadre en pullulan.
Kit ELISA VEGF humainR& D systemsDVE00Le kit ELISA est utilisé pour la détection du VEGF dans le milieu de démoulage.
Kit ELISA NGF humainR& D systemsDY256Le kit ELISA est utilisé pour la détection du NGF dans le milieu de démoulage.
Ruban adhésif plastifiéBel-Art9040336Le ruban adhésif est utilisé pour coller en toute sécurité la pince crocodile au mandrin rotatif
Sérum

Références

  1. Annabi, N., Tamayol, A., et al. 25th Anniversary Article: Rational design and applications of hydrogels in regenerative medicine. Adv. Mater. 26 (1), 85-124 (2014).
  2. Teo, B. K. K., Tan, G. D. S., Yim, E. K. F. The synergistic effect of nanotopography and sustained dual release of hydrophobic and hydrophilic neurotrophic factors on human mesenchymal stem cell neuronal lineage commitment. Tissue Eng. Part A. 20 (15-16), 2151-2161 (2014).
  3. Lee, K., Silva, E. A., Mooney, D. J. Growth factor delivery-based tissue engineering: general approaches and a review of recent developments. J. R. Soc. Interface. 8 (55), 153-170 (2011).
  4. Sun, Q., Chen, R. R., Shen, Y., Mooney, D. J., Rajagopalan, S., Grossman, P. M. Sustained vascular endothelial growth factor delivery enhances angiogenesis and perfusion in ischemic hind limb. Pharm. Res. 22 (7), 1110-1116 (2005).
  5. Rui, J., Dadsetan, M., et al. Controlled release of vascular endothelial growth factor using poly-lactic-co-glycolic acid microspheres: in vitro characterization and application in polycaprolactone fumarate nerve conduits. Acta Biomater. 8 (2), 511-518 (2012).
  6. King, T. W., Patrick, C. W. Development and in vitro characterization of vascular endothelial growth factor (VEGF)-loaded poly(DL-lactic-co-glycolic acid)/poly(ethylene glycol) microspheres using a solid encapsulation/single emulsion/solvent extraction technique. J. Biomed. Mater. Res. 51 (3), 383-390 (2000).
  7. Cutiongco, M. F. A., Tan, M. H., Ng, M. Y. K., Le Visage, C., Yim, E. K. F. Composite pullulan-dextran polysaccharide scaffold with interfacial polyelectrolyte complexation fibers: A platform with enhanced cell interaction and spatial distribution. Acta Biomater. 10 (10), 4410-4418 (2014).
  8. Yow, S. Z., Quek, C. H., Yim, E. K. F., Lim, C. T., Leong, K. W. Collagen-based fibrous scaffold for spatial organization of encapsulated and seeded human mesenchymal stem cells. Biomaterials. 30 (6), 1133-1142 (2009).
  9. Yim, E. K. F., Wan, A. C. A., Le Visage, C., Liao, I. C., Leong, K. W. Proliferation and differentiation of human mesenchymal stem cell encapsulated in polyelectrolyte complexation fibrous scaffold. Biomaterials. 27 (36), 6111-6122 (2006).
  10. Liao, I. C., Wan, A. C., Yim, E. K. F., Leong, K. W. Controlled release from fibers of polyelectrolyte complexes. J. Control. Release. 104 (2), 347-358 (2005).
  11. Wan, A. C. A., Liao, I. C., Yim, E. K. F., Leong, K. W. Mechanism of fiber formation by interfacial polyelectrolyte complexation. Macromolecules. 37 (18), 7019-7025 (2004).
  12. Yim, E. K. F., Reano, R., Pang, S., Yee, A., Chen, C., Leong, K. W. Nanopattern-induced changes in morphology and motility of smooth muscle cells. Biomaterials. 26 (26), 5405-5413 (2005).
  13. Sun, H., Xu, F., Guo, D., Yu, H. Preparation and evaluation of NGF-microsphere conduits for regeneration of defective nerves. Neurol. Res. 34 (5), 491-497 (2012).
  14. Simón-Yarza, T., Formiga, F. R., Tamayo, E., Pelacho, B., Prosper, F., Blanco-Prieto, M. J. PEGylated-PLGA microparticles containing VEGF for long term drug delivery. Int. J. Pharm. 440 (1), 13-18 (2013).
  15. Patel, Z. S., Ueda, H., Yamamoto, M., Tabata, Y., Mikos, A. G. In vitro and in vivo release of vascular endothelial growth factor from gelatin microparticles and biodegradable composite scaffolds. Pharm. Res. 25 (10), 2370-2378 (2008).
  16. Sun, H., Xu, F., Guo, D., Liu, G. In vitro evaluation of the effects of various additives and polymers on nerve growth factor microspheres. Drug Dev. Int. Pharm. 40 (4), 452-457 (2014).
  17. Lee, P. I. Kinetics of drug release from hydrogel matrices. J. Control. Release. 2, 277-288 (1985).
  18. Cutiongco, M. F. A., Choo, R. K. T., Shen, N. J. X., Chua, B. M. X., Sju, E., Choo, A. W. L., Le Visage, C., Yim, E. K. F. Composite scaffold of poly(vinyl alcohol) and interfacial polyelectrolyte complexation fibers for controlled biomolecule delivery. Front. Bioeng. Biotechnol. 3 (3), 1-12 (2015).
  19. Yow, S. Z., Lim, T. H., Yim, E. K. F., Lim, C. T., Leong, K. W. A 3D Electroactive Polypyrrole-Collagen Fibrous Scaffold for Tissue Engineering. Polymers. 3 (1), 527-544 (2011).
  20. Leong, M. F., Toh, J. K. C., et al. Patterned prevascularised tissue constructs by assembly of polyelectrolyte hydrogel fibres. Nat. Commun. 4, 2353(2013).
  21. Di Benedetto, F., Biasco, A., Pisignano, D., Cingolani, R. Patterning polyacrylamide hydrogels by soft lithography. Nanotechnology. 16 (5), S165(2005).
  22. Revzin, A., Russell, R. J., et al. Fabrication of poly(ethylene glycol) hydrogel microstructures using photolithography. Langmuir. 17 (18), 5440-5447 (2001).
  23. Yim, E. K. F., Liao, I. C. Tissue compatibility of interfacial polyelectrolyte complexation fibrous scaffold: evaluation of blood compatibility and biocompatibility. Tissue Eng. Part A. 13 (2), 423-433 (2007).
  24. Chaouat, M., Le Visage, C., Autissier, A., Chaubet, F., Letourneur, D. The evaluation of a small-diameter polysaccharide-based arterial graft in rats. Biomaterials. 27, 5546-5553 (2006).
  25. Eshraghi, S., Das, S. Mechanical and microstructural properties of polycaprolactone scaffolds with one-dimensional, two dimensional, and three-dimensional orthogonally oriented porous architectures produced by selective laser sintering. Acta Biomater. 6, 2467-2476 (2010).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Libération contrôlée de biomoléculesÉchafaudages polymères compositesStructure sacrificielleFormation de fibres IPCÉchafaudage de polysaccharideÉchafaudage de polycaprolactoneLibération prolongéeIndices topographiquesPréservation des biomolécules
Les échafaudages composites de fibres interfaciale Polyelectrolyte pour sortie temporellement contrôlée des biomolécules
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.