Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Microbiologiquement Induced Précipitation de calcite Mediated par

22.9K vues

⸱

DOI :

10.3791/53253

⸱

16 avril 2016

 ,  ,  ,  , 
1Department of Mechanical Engineering, University of Alberta, 2Department of Mechanical Engineering, York University, 3Department of Civil and Environmental Engineering, University of Alberta

Dans cet article

Résumé

Protocoles pour la précipitation de calcite induite microbiologiquement (MICP) à l’aide de la bactérie Sporosarcina pasteurii sont présentés ici. Le carbonate de calcium précipité a été caractérisé par microscopie optique et microscopie électronique à balayage (MEB). Il est également démontré que l’exposition à la MICP augmente la résistance à la compression de l’éponge.

Résumé

La bactérie particulière sous enquête ici (S. pasteurii) est unique dans sa capacité, dans les bonnes conditions, pour induire l'hydrolyse de l' urée (uréolyse) dans des environnements naturels grâce à la sécrétion d'une enzyme uréase. Ce processus de uréolyse, à travers une série de réactions chimiques conduit à la formation de précipités de carbonate de calcium. Ceci est connu comme microbiologiquement Induced Précipitation de calcite (MICP). Les protocoles de culture appropriées pour MICP sont détaillées ici. Enfin, des expériences de visualisation sous différents modes de microscopie ont été réalisés pour comprendre les divers aspects du processus de précipitation. Des techniques comme la microscopie optique, microscopie électronique à balayage (MEB) et X-Ray Photo-électronique Spectroscopy (XPS) ont été utilisées pour caractériser chimiquement le produit final. En outre, la capacité de ces précipités à obstruer les pores à l'intérieur d'un milieu poreux naturel a été démontrée par une expérience qualitative où l'épongebarres ont été utilisés pour simuler un pore-réseau avec une gamme d'échelles de longueur. Une barre d'éponge trempée dans le milieu de culture contenant les cellules bactériennes durcit en raison de l'obstruction des pores résultant du procédé continu de précipitation chimique. Cette barre d'éponge durcie présente une résistance supérieure par rapport à une barre d'éponge de commande qui devient comprimé et pressé sous l'action d'une charge externe appliquée, tandis que la barre durcie est capable de supporter le même poids avec peu de déformation.

Introduction

Sporosarcina pasteurii est une bactérie capable de survivre dans des environnements fortement alcalins (pH ~ 10) 1 gram-positif et est l' une des espèces bactériennes qui peuvent devenir un agent causal d'un phénomène appelé microbiologiquement Induced Précipitation de calcite (MICP) 2-4. MICP est un procédé dans lequel la précipitation du carbonate de calcium est induite par certains microbes dans des conditions environnementales appropriées. S. pasteurii a pris une importance au cours des dernières années en raison de son identification comme un agent possible pour induire des volumes importants de MICP sous certaines conditions. Cette possibilité résulte du fait que S. pasteurii a la capacité unique de sécréter de grandes quantités de l'enzyme uréase. Cette enzyme agit comme un catalyseur, favorisant une lyse accélérée de l'urée (composé biochimique d'origine naturelle avec une alimentation répandue et abondante) en présence de molécules d'eau. À travers une cascade de réactions, ce procédé ultimely conduit à la génération d'ions carbonate chargés négativement. Ces ions, à leur tour, réagissent avec les ions métalliques positifs tels que le calcium pour former finalement des précipités de carbonate de calcium (calcite); d' où l'étiquette MICP 5-9.

Le processus de MICP a été connu et étudié depuis plusieurs décennies 10,11. Au cours des dernières années, MICP a été étudié pour une large gamme d'applications environnementales , y compris bottom-up construction verte 12, d'amélioration des structures à grande échelle 13,14 et la séquestration du carbone et le stockage 15,16 ingénierie et.

Par exemple, Cunnigham 17 et. al conçu un réacteur à écoulement à température modérée à haute pression contenant un noyau de grès Berea. Le réacteur a été inoculé avec la bactérie S. fridgidimarina et dans des conditions d'injection de dioxyde de carbone supercritique à haute pression, une accumulation massive de la biomasse à l' intérieur du volume de poresumes a été observée, ce qui conduit à une réduction de plus de 95% de la perméabilité. Jonkers et Schlangen 18 ont étudié l'effet de certaines souches particulières de bactéries sur le processus d'auto-guérison dans le béton. eau externe transporté dans le réseau de pores pénétrant par les pores de surface est prévu pour activer les bactéries dormantes qui à son tour aider la résistance structurelle via MICP. Tobler 19 et al. ont comparé l'activité uréolytique de S. pasteurii avec une eau souterraine uréolytique microcosme indigène dans des conditions favorisant MCIP à grande échelle et a constaté que S. pasteurii a une capacité cohérente pour améliorer la précipitation de calcite même lorsque les communautés autochtones manquaient activité uréase préalable. Mortensen 20 et.al ont étudié les effets de facteurs externes tels que le type de sol, la concentration de chlorure d'ammonium, la salinité, la concentration en oxygène et la lyse des cellules sur MICP. Leur démonstration que le processus de traitement biologique est très robuste avec respect à une grande variation dans l'espace des paramètres corrobore l'aptitude de ce processus pour diverses applications d'assainissement à grande échelle fournis un processus d'enrichissement propre à renforcer les bactéries est entrepris. Phillips 21 et. al conçu des expériences pour étudier les changements dans la perméabilité et la résistance d'une colonne de sable et d' un noyau de grès après l'injection de S. cultures pasteurii. Ils ont constaté que, bien que la perméabilité a diminué de 2 - 4 fois tandis que la résistance à la rupture a augmenté trois fois.

S. pasteurii et son rôle dans MICP sont des sujets de recherche active et plusieurs questions relatives au mécanisme de précipitation chimique ne sont pas encore pleinement compris. À la lumière de cela, il est très important d'avoir un ensemble de protocoles normalisés cohérents de culture avec précision un stock convenablement enrichi de S. pasteurii pour réaliser MICP. Ici, nous présentons un protocole rigoureux qui assurera la répétabilité et la reproductibilité. Cette manuscript décrit les protocoles détaillés pour la culture de S. pasteurii et d' enrichir de manière appropriée le milieu de culture pour induire la précipitation. Le processus est étudié grâce à diverses techniques microscopiques comme optique et microscopie électronique à balayage (MEB) et X-Ray Photo-électronique Spectroscopy (XPS). L'accent du manuscrit est sur le processus de MICP. Procédures comme SEM et SIMS, étant des protocoles standards bien établis, ne sont pas décrits séparément.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

REMARQUE: Effectuez les protocoles expérimentaux dans l'ordre décrit ci-dessous. Le protocole de culture bactérienne est examinée à la section 1 (voir également la figure 1). La section 2 décrit le protocole d'enrichissement du milieu de culture en utilisant des additifs externes. La section 3 décrit les protocoles pour la microscopie multi-mode. Poids de tous les composants individuels peuvent être mesurées en utilisant une balance analytique. Le volume de chaque solution peut être mesurée au moyen d'un cylindre volumétrique.

NOTE: Les protocoles de biosécurité appropriées doivent être suivies pour les sections 1 - 2. Consulter le bureau de la sécurité des établissements pour les détails.

1. Culture bactérienne

  1. Les bactéries de la culture - Agar Plate Medium Préparation
    1. Assembler l'équipement et des ingrédients tels que des boîtes de Pétri, flacon, Tris-base, HCl, de l'agar, l'eau Millipore, pH-mètre etc.Sterilize tous les conteneurs par autoclavage à 121 ° C avant utilisation.
    2. Préparer 1 L de 0,13 solution aqueuse M de Tris-tampon en mélangeant 15,75 g de Tris-base avec 1 L d'eau Millipore. Pour abaisser le niveau de la solution initiale (pH 10,4) pH ajouter 2,800 ul de HCl (50%). Vérifiez en permanence à l'aide d'un pH-mètre pour régler pH = 9.
    3. Diviser la solution tampon 1 L en deux parties, comme suit:
      1. Prendre 800 ml de cette solution. Divisez également en deux parties de 400 ml chacun. Dissoudre 8 g de (NH 4) 2 SO 4 à une solution, 16 g d' extrait de levure à l'autre solution.
      2. Prenez le reste (200 ml de) solution et de le diviser à nouveau en deux parties de 100 ml chacun. Mélanger 2 g de (NH 4) 2 SO 4 à un. Ajouter 4 g d'extrait de levure et 4 g d'agar à l'autre.
    4. Autoclave les 4 solutions séparément après envelopper les flacons respectifs Al feuille et coller des bandes autoclave.
      NOTE: Si une unité de paillasse en autoclave est utilisé, le volume doit être réglé à 500 ml (température et pression automattiquement spécifié en fonction du volume).
    5. Après les avoir sortis de l'autoclave, définissez les deux 400 solutions ml de côté pour l'étape 1.3.1 (ci-dessous). Mélanger les deux solutions de 100 ml d'avoir une solution 200 ml. Verser le mélange dans 10 - 12 boîtes de Pétri.
  2. Les bactéries de la culture - Plate Agar Préparation de l' échantillon
    1. Retirer le stock bactérien du congélateur (-80 ° C) et laisser décongeler. Après décongélation correctement, placez le stock bactérienne et la plaque de gélose dans une hotte de biosécurité.
    2. Sélectionnez la micropipette de plus petite dimension disponible (0,5 à 10 pi est un bon choix) pour infester la pointe avec le stock pasteurii Sporosarcina. Streak une plaque de gélose à la pointe de la micropipette. Placer la plaque de gélose striée l'intérieur d'un incubateur non-agitation à 31 ° C pendant 48 heures.
    3. Après 48 heures, retirer la plaque de l'incubateur et un examen visuel de l'existence de colonies isolées. S'il n'y a pas de colonies uniques, puis le placer dans til incubateur pendant 24 h.
    4. Répétez le processus jusqu'à ce que des colonies isolées sont détectées. Ne pas dépasser 7 jours de procès.
      NOTE: Si des colonies isolées ne semblent pas même après une semaine, puis il est conclu que les étapes ne sont pas suivies correctement et l'ensemble du processus doit être répété à l'étape 1.
  3. Les bactéries de la culture - Préparation de l' échantillon final
    1. Mélanger les deux solutions (400 ml de tampon Tris + (NH 4) 2 SO 4 et du tampon Tris + extrait de levure (1.5.1) ensemble pour obtenir une solution à 800 ml. Transférer 125 ml de cette solution dans un flacon.
    2. Procéder à un examen visuel de la surface de la plaque de gélose pour identifier des régions à forte concentration en colonies uniques. pousser doucement et de briser l'une des colonies avec une pointe de micropipette.
    3. Trempez la même pointe de micropipette dans le flacon de 125 mL et mélanger soigneusement pour veiller à ce que nombre suffisant de cellules pour la multiplication robuste se transférer. Placer la fiole dans un incubateur à agitation par secousses à 150 tpm, 30 ° C pendant 2 - 3 jours. Après 2 - 3 jours, enlever le ballon de l'incubateur.
  4. Les bactéries de la culture - Cell Count final
    1. Effectuer une dilution en série de la solution de culture non dilué à l' aide de PBS pour obtenir une dilution d'au moins dix millions (10 -7) afin d' assurer des colonies isolées dénombrables apparaissent. Dessinez sept lignes parallèles équidistantes sur l'une des plaques d'agar-.
      1. Pour ce faire, en traçant des lignes audacieuses sur la surface inférieure de la boîte de Pétri, assez important pour être visible du haut. Déposez 3 petites gouttes de solution non diluée dans un seul segment. Ajouter 1 ml de solution non diluée à 9 ml de tampon phosphate salin (PBS) pour obtenir une dilution de 1:10.
    2. Prenez une petite aliquote (~ 0,1 ml) de cette nouvelle solution diluée avec une pipette et déposer 3 plus petites gouttes sur le segment suivant. Transférer la solution fraîchement diluée dans un nouveau flacon puis dilué dix fois (10x) paren ajoutant du PBS. Cela réduit la dilution à 10 ~ 2 ou 1: 100.
      1. Utilisez cette solution 1: 100 dans le segment suivant. Répéter ce qu'il traite avec de petits volumes des solutions fraîchement diluées en les transférant successivement les nouveaux flacons en continu et en diluant dix fois (10x) en tandem avec du PBS pour obtenir des échantillons de plus en plus dilués de 10 -3 ou 1: 1000 sur toute la jusqu'à 10 -7 ou 01h10 millions dans le dernier segment.
    3. Effectuer Colony-Forming Unit count (CFU) de la plaque pour compter le nombre de cellules présentes dans la plaque de gélose après incubation de la plaque pendant 1 - 2 jours à 31 ° C. Ceci donne une mesure quantitative du nombre de bactéries dans l'échantillon non dilué.
      NOTE: La valeur CFU est mesurée en fonction de la capacité du système pour donner naissance à des colonies dans les conditions spécifiques de milieu nutritif, la température et le temps en supposant que chaque colonie est séparée et fondée par une seule cellule microbienne viable.
    4. Jointles boîtes de Pétri avec auto-obturant le film et stocker les autres items dans un réfrigérateur pour une utilisation future.

2. Protocole pour l'enrichissement des éléments nutritifs pour accélérer des précipitations

  1. Transfert 9 ml de liquide de culture préparé (cellules + milieu) dans plusieurs tubes de centrifugeuse stériles, chacun de 10 ml de volume.
  2. Préparer une solution mère de 100 ml de l'enrichissement externe constitué de quatre composants dans les concentrations suivantes dans un milieu frais: Urée: 2 g / L, du chlorure d'ammonium: 1 g / L, du bicarbonate de sodium: 212 mg / L, du chlorure de calcium: 280 mg / L. Mesurer soigneusement tous les ingrédients en utilisant une balance analytique et mélanger tous, mais l'urée avec du milieu frais dans un bécher et placer dans l'autoclave (121 ° C, 15 psi, 15 min).
    1. Après autoclave, mélanger la quantité requise d'urée (2 mg) avec 1 ml de milieu frais et passer à travers une seringue munie d'un filtre à seringue de 0,22 um pour terminer le processus d'enrichissement.
    2. Ajouter 1ml de ce milieu d'enrichissement avec des additifs pour les tubes de centrifugeuse stérilisées contenant 9 ml de liquide de culture préparé (cellules + milieu) (voir étape 2.1).
      REMARQUE: Parmi tous ces composants, l'urée étant dégradable à température élevée, ne peut pas être stérilisé dans un autoclave. Par conséquent, après que les autres composants ont été passés à l'autoclave (121 ° C, 15 psi, 15 min), l'urée est ajoutée en dernier à travers un filtre à seringue de 0,22 um.
  3. Vortex chaque tube à fond en utilisant un vortex mécanique. Placez les liquides enrichis (cellules + moyennes Additifs +) dans un incubateur non-agitation à 30 ° C. Surveiller toutes les unités régulièrement pour l'initiation de précipitations. L'utilisation d'un microscope optique, commencez observations microscopiques fois l'apparition de précipitations est détectée à l'oeil nu. Ceci est habituellement entre 30 - 36 h après le début des expériences.

3. Protocole pour multimode Microscopie

  1. Transférer un petit volume (~ 1 ml) de liquide à un haut-magnification microscopie-chambré système coverglass pour effectuer les premières observations avec le mode de champ lumineux. Pour commencer, commencer à toutes les observations avec le plus faible grossissement (4X). qui fournit une large zone de couverture et de l'information donc mondiale sur la distribution des précipités.
  2. Sélectionnez des domaines particuliers avec des volumes importants de précipitations et de zoomer (20X, 40X, 60X) en augmentant progressivement le grossissement.
    NOTE: Comme il est impossible de résoudre correctement les cellules de la substance extracellulaires polymériques (EPS) sous champ lumineux (en raison d'indices de réfraction très proche), passer en mode contraste de phase chaque fois que nécessaire. Dans ce mode, uniquement les contours des membranes cellulaires (soit une phase différente de celle de la cellule en vrac) sont visibles, ce qui permet une différenciation visuelle.
  3. Enfin, tacher certaines chambres avec Live tache / Dead qui teint sélectivement les composants vivants en vert tandis que la coloration des composants morts en rouge. Reportez - vous à des protocoles standard 28 </ Sup>.
  4. Commutateur en mode fluorescent pour bien distinguer les zones rouges et vertes. Rouge (cube de filtre rouge avec Excitation longueur d'onde de 540-580 nm, un miroir dichroïque de 595 nm et Barrière filtre de 600-660 nm) et verte (GFP longue filtre passe-vert cube avec Excitation longueur d'onde de 440-480 nm, miroir dichroïque de 505 nm et filtre barrière de 510 cubes nm) de filtre sont utilisés pour faciliter des micrographies fluorescentes.
  5. Une fois que toutes les données multi-mode ont été recueillies, sélectionner les meilleures images et superposition manuellement (fond clair individuel, à contraste de phase et des images fluorescentes) pour obtenir le meilleur contraste et une clarté possible.
  6. Effectuer SEM sur les échantillons solides secs pour comprendre les structures cristallines. Ceci est une procédure bien établie et standard. 22 Effectuer XPS pour identifier les signatures chimiques des groupes fonctionnels (carbonates). Ceci est une procédure bien établie et standard ainsi. 23

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

S. pasteurii étant un alcalophile 24 peuvent survivre à des conditions relativement sévères. Lorsque le protocole de culture mentionné ci - dessus est suivie, et S. pasteurii est cultivé à l' intérieur d' une chambre, les bactéries conduit à la précipitation du carbonate de calcium au cours du temps (figure 2A). La figure 2 (b) montre une image au microscope optique à contraste de phase de la population bactérienne da...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Étapes critiques: Ce manuscrit décrit en détail les protocoles pour la culture d' un échantillon viable de S. pasteurii. Une fois que la culture a été prépara, il doit être convenablement enrichi. Ceci est une étape clé essentielle à la réussite de l'expérience , car un défaut de l'environnement chimique approprié conduit soit à des échelles de temps très longues de précipitations ou d' une absence totale de celui - ci. S. pasteurii est très sensible à plusieurs organis...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Nous tenons à remercier les partenaires de l’Initiative Helmholtz-Alberta, l’Association Helmholtz et l’Université de l’Alberta pour le soutien découlant de leur participation à cette collaboration. Le financement de la recherche provient de l’Initiative and Networking Fund de l’Association Helmholtz, des centres Helmholtz participants et du gouvernement de l’Alberta par l’entremise du programme ecoTrust du ministère de l’Environnement de l’Alberta.

Dr. Tanushree Ghosh est vivement remerciée pour ses contributions critiques à un certain nombre d’étapes cruciales.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
PétridishFisher ScientificFB0875712Boîtes de conserve utilisées comme plaque de gélose
Fioles en pyrexFisher ScientificS63268Corning Erlenmeyer
Tris-BasePromegaH5133utilisées pour fabriquer de l’acide chlorhydrique Tris-Buffer
Sigma-AldrichH98921,0 N, bioréactif, adapté à la culture cellulaire
Poudre de géloseSigma-AldrichA1296testé en microbiologie, testé en culture cellulaire végétale, testé en poudre
Sulfate d’ammoniumSigma-AldrichA4418pour la biologie moléculaire
Poudred’extrait de levure Sigma-Aldrich51475
Cylindre doseurCole-ParmerCP08559GCCole-Parmer Cylindre gradué de classe A avec Cal Cert,TC ; 1 000 ml,1/pqt
Balance analytiqueOHAUSAX124Eutilisée pour mesurer le poids des réactifs
AutoclaveBrinkmann58619000
Ruban autoclaveVWR52428864
Feuille d’aluminiumSigma-AldrichZ185140utilisée pour sceller le flacon avant de le placer dans l’autoclave
Stock bactérienCedarlane11859-80 ° ; C de S. pasteurii, n° ATCC est mentionné contre Cat. Non.
Mline Pipettors mécaniques monocanaux, volume variableBiohit725010Commercialisé par VWR sous le numéro de catalogue 14005976
Pointe de micropipetteFisher Scientific212772BUtilisé pour le grattage des plaques de gélose
IncubateurClasseur 80079098Incubateur de microbiologie, Série BF
Incubateur à secoussesVWR14004300VWR Signature Benchtop Shaking Incubateurs
Tampon Phosphate Saline (PBS)  ;Sigma-AldrichP7059
BD Falcon Express Pipet-Aid Dispositif de pipetageBD Biosciences357590Commercialisé par VWR sous le numéro de catalogue 53106220
ParafilmSigma-AldrichP7793Utilisé pour sceller les plaques de gélose
UréeSigma-AldrichU1250Enrichissement pour milieu nutritif
Bicarbonate de sodiumSigma-AldrichS8875Enrichissement pour milieu nutritif
Chlorurede calcium Sigma-AldrichC1016Enrichissement pour milieu nutritif

Références

  1. Gibson, T. An investigation of the Bacillus pasteurii group. Journal of Bacteriology. 28, 491-502 (1934).
  2. Greenfield, L. J. Metabolism and concentration of calcium and magnesium and precipitation of calcium carbonate by a marine bacterium. Annals of the New York Academy of Sciences. 109, 23-45 (1963).
  3. Phillips, A. J. Engineered applications of ureolytic biomineralization: a review. Biofouling. 29, 715-733 (2013).
  4. Dhami, N. K., et al. Biomineralization of calcium carbonates and their engineered applications: a review. Frontiers in microbiology. 4, 314(2013).
  5. Cuthbert, M. O., et al. Controls on the rate of ureolysis and the morphology of carbonate precipitated by S. Pasteurii biofilms and limits due to bacterial encapsulation. Ecological Engineering. 41, 32-40 (2012).
  6. Okwadha, G. D., et al. Optimum conditions for microbial carbonate precipitation. Chemosphere. 81, 1143-1148 (2010).
  7. Stocks-Fischer, S., et al. Microbiological precipitation of CaCO3. Soil Biology and Biochemistry. 31, 1563-1571 (1999).
  8. Lauchnor, E. G., et al. Bacterially induced calcium carbonate precipitation and strontium coprecipitation in a porous media flow system. Environmental science & technology. 47, 1557-1564 (2013).
  9. Al Qabany, A., et al. Factors Affecting Efficiency of Microbially Induced Calcite Precipitation. Journal of Geotechnical and Geoenvironmental Engineering. 138, 992-1001 (2012).
  10. Morita, R. Y. Calcite precipitation by marine bacteria. Geomicrobiology Journal. 2, 63-82 (2009).
  11. Chafetz, H. S. Marine peloids: A product of bacterially induced carbonate precipitation. Journal of Sedimentary Petrology. 56, 812-817 (1986).
  12. Biomason.com. , Available from: http://www.biomason.com (2015).
  13. Whiffin, V. S. Microbial CaCO3 precipitation for the production of biocement. , Murdoch University. PhD thesis (2004).
  14. Paassen, L. A., et al. Scale up of BioGrout: a biological ground reinforcement method. Proceedings of the 17th International Conference on Soil Mechanics and Geotechnical Engineering. , 2328-2333 (2009).
  15. Cunningham, A. B., et al. Microbially enhanced geologic containment of sequestered supercritical CO2. Energy Procedia. 1, 3245-3252 (2009).
  16. Mitchell, A. C., et al. Biofilm enhanced geologic sequestration of supercritical CO2. International Journal of Greenhouse Gas Control. 3, 90-99 (2009).
  17. Cunningham, A. B., et al. Reducing the risk of well bore leakage of CO2 using engineered biomineralization barriers. Energy Procedia. 4, 5178-5185 (2011).
  18. Jonkers, H. M., et al. Application of bacteria as self-healing agent for the development of sustainable concrete. Ecological Engineering. 36, 230-235 (2010).
  19. Tobler, D. J., et al. Transport of Sporosarcina pasteurii in sandstone and its significance for subsurface engineering technologies. Applied Geochemistry. 42, 38-44 (2014).
  20. Mortensen, B. M., et al. Effects of environmental factors on microbial induced calcium carbonate precipitation. Journal of applied microbiology. 111, 338-349 (2011).
  21. Phillips, A. J., et al. Potential CO2 leakage reduction through biofilm-induced calcium carbonate precipitation. Environmental science & technology. 47, 142-149 (2013).
  22. Robbins, R. Scanning Electron Microscope Operation. , Available from: http://www.utdallas.edu/~rar011300/SEM/Scanning%20Electron%20Microscope%20Operation.pdf (2010).
  23. vander Heide, P. X-ray Photoelectron Spectroscopy: An introduction to Principles and Practices. , John Wiley & Sons. (2011).
  24. Wiley, W. R., et al. Requirement of an alkaline pH and ammonia for substrate oxidation by Bacillus pasteurii. Journal of Bacteriology. 84, (1962).
  25. Tagliaferri, F., et al. Observing strain localisation processes in bio-cemented sand using x-ray imaging. Granular Matter. 13, 247-250 (2011).
  26. Kumar, A., et al. Microscale confinement features can affect biofilm formation. Microfluidics and Nanofluidics. 14, 895-902 (2012).
  27. Valiei, A., et al. A web of streamers: biofilm formation in a porous microfluidic device. Lab on a chip. 12, 5133-5137 (2012).
  28. LIVE/DEAD Bacterial Viability kit, Two-color bacterial viability assay. , https://tools.lifetechnologies.com/content/sfs/manuals/mp07007.pdf, https://www.lifetechnologies.com/ca/en/home/references/protocols/cell-and-tissue-analysis/protocols/live-dead-baclight-bacterial-viability-protocol.html (2004).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Enzyme ur aseHydrolyse de l ur eMicroscopie optiqueMicroscopie lectronique balayageSpectroscopie photo lectronique par rayons XColmatage des poresCulture bact rienneImagerie en contraste de phase
Microbiologiquement Induced Précipitation de calcite Mediated par
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.