Circumscribed capsulaire Infarctus Modélisation en utilisant une technique photothrombotique

Résumé

Ce manuscrit décrit une technique de modélisation des capsulaire Infarctus. Ici, nous avons utilisé une technique photothrombotique modifiée avec une faible intensité de la lumière après la cartographie cible pré-opératoire. En utilisant cette technique, nous avons créé un modèle d'infarctus capsulaire circonscrites avec déficience motrice persistante.

Résumé

L’augmentation récente du taux de prévalence de l’AVC lié à la substance blanche nécessite des recherches spécifiques dans ce domaine. Cependant, l’absence d’un modèle animal pertinent pour l’AVC de la substance blanche a entravé les recherches. Ici, nous décrivons une nouvelle méthode pour créer un infarctus capsulaire circonscrit qui minimise les dommages aux structures voisines de matière grise. Nous avons utilisé le traçage neural préopératoire avec la protéine fluorescente verte du virus adéno-associée (AAV-GFP) pour identifier l’organisation somatotopique de la zone du membre antérieur dans la capsule interne. L’ajustement de l’intensité lumineuse en fonction des différentes propriétés optiques de la matière grise et de la matière blanche contribue à la destruction sélective de la matière blanche avec une préservation relative de la matière grise. Le positionnement précis de l’interface optique-neuronale permet de détruire toute la zone des membres antérieurs dans la capsule interne, ce qui entraîne un déficit moteur marqué et persistant. Ainsi, cette technique produit des lésions d’infarctus capsulaire hautement reproductibles avec un déficit moteur persistant. Le modèle sera utile non seulement pour étudier l’AVC de substance blanche (WMS) aux niveaux comportemental, circulatoire et cellulaire, mais aussi pour évaluer son utilité pour le développement de nouvelles interventions thérapeutiques et de réadaptation.

Introduction

Jusqu'à récemment, la «matière grise course (GMS) modèles" ont été exclusivement utilisé pour comprendre la physiopathologie de l'AVC et de guider le développement de nouveaux traitements. Cependant, il y a eu une augmentation de la prévalence de l' AVC qui affecte la substance blanche sous - corticale chez les personnes âgées, ce qui constitue 15-25% de tous les AVC ^1,2. De nombreuses études ont été menées en ce qui concerne la course en utilisant des modèles GMS, alors qu'il ya peu d'études qui ont utilisé la substance blanche course (WMS) modèles. La matière blanche chez les rongeurs est sensiblement inférieure à la matière blanche chez les êtres humains ou de primates. Par conséquent, il est plus difficile d'accéder sélectivement et détruire les régions cibles dans la substance blanche ^3. En outre, aucun des outils efficaces ont été développés à ce jour pour détruire sélectivement l'étendue prévue de la substance blanche ciblée. Par conséquent, il y a eu absence de modèles appropriés pour l'étude des accidents vasculaires cérébraux de la substance blanche.

st animalmodèles Roke sont souvent utilisés pour surveiller la progression de la récupération motrice pour le développement de nouvelles méthodes de réadaptation et thérapeutiques. Il est idéal d'utiliser un modèle animal qui présente un déficit neurologique à long terme concordant avec les altérations anatomiques démontrées dans la course humaine ^4,5. À cet égard, la récupération rapide du déficit moteur et une large participation du cerveau après lesioning de l'infarctus peut ne pas être réaliste dans la poursuite de la recherche sur les AVC. Les modèles précédents capsulaire de l' infarctus ont été faites par l'occlusion de l'artère carotide interne des artères ou de la choroïde antérieure et la diffusion de l' endothéline-1 (ET-1) dans la capsule interne ^9/6. Néanmoins, l'occlusion de l'artère nécessite une dissection minutieuse des artères, mais il produit une vaste zone de lésion vasculaire, y compris la capsule interne, sans déficits comportementaux persistants. De plus, ET-1 n'a pas été diffusée à détruire complètement le bras postérieur de la capsule interne, et donc moins marqué ou persistant behdéficit avioral.

Un modèle d'infarctus photothrombotique a été largement utilisé pour générer divers types de lésions d' infarctus du cortex et des structures sous - corticales ^10. La technique comprend l' administration par voie intraveineuse suivie d' une illumination focale, ce qui conduit à l' agrégation plaquettaire dans les petits vaisseaux et la génération des lésions d'infarctus ^10. Technique photothrombotique a été largement utilisé pour créer des lésions GMS, alors qu'il a rarement été utilisé pour générer des lésions WMS ^5,11. Pour cette technique, une combinaison de colorant rose bengale et l'irradiation de lumière a été démontrée comme étant utiles dans la destruction de la structure cible, ce qui provoque des déficits fonctionnels correspondants. L'élément clé de la technique photothrombotique est une irradiation lumineuse, car elle détermine la taille des lésions d'infarctus. les résultats d'irradiation de lumière dans des effets différents sur la matière grise et la substance blanche, parce que la diffusion de la lumière est plus de 4 fois plus élevé dans ma blanchetter par rapport à la matière grise ^12; Par conséquent, si l'intensité lumineuse a une suffisamment faible irradiance (<1,140 mW / mm ^2), on peut limiter l'extension à laquelle la lésion photothrombotique affecte la mesure dans la substance blanche (ie., Capsule interne). Par exemple, la lumière de l'énergie plus élevée peut provoquer des infarctus à la fois la matière grise et blanche, mais la lumière de faible énergie peut induire photothrombosis seulement dans la substance blanche. En outre, la pénétration de l'énergie lumineuse a été très limitée. Environ 99% de l' énergie lumineuse a été perdu au - delà de 1 mm de la source de lumière ^13. Par conséquent, il est prévu que vise précisément, la lumière d'énergie inférieure photothrombosis induit seulement dans la substance blanche avec un empiètement minimal de la matière grise voisine.

Ici, nous décrivons un nouveau procédé pour créer des lésions d'infarctus dans la zone de la patte avant de la capsule interne chez les rongeurs. Nous décrivons la méthode d'identification de la zone de forelimb dans le ca internepsule, la technologie de l'irradiation de lumière, y compris l'ajustement et la fourniture de la lumière, et la génération d'une lésion d'infarctus. Nous décrivons également les tests comportementaux utilisés pour évaluer l'exhaustivité de la modélisation capsulaire.

Protocole

Toutes les procédures ont été menées selon les directives institutionnelles de Gwangju Institute of Science and Technology (GIST), et toutes les procédures ont été approuvées par le Institutional Animal Care et utilisation Comité à GIST.

1. Les étapes de pré-lesioning

1. Identification de la zone forelimb dans la capsule interne utilisant AAV-GFP
   1. Maison et la poignée des rats Sprague Dawley (~ 400 g, 11 - 13 semaines) dans le respect des directives institutionnelles et nationales.
   2. Stériliser tous les outils et les électrodes chirurgicales utilisant un stérilisateur approprié (à vapeur ou stérilisateur plasma). Utilisez stérilisateur à vapeur à 121 ° C en tant que paramètre de 30 min pour la stérilisation et 30 min pour les peaux sèches.
   3. Anesthésier l'animal avec un mélange de chlorhydrate de kétamine (100 mg / kg) et de xylazine (7 mg / kg) par une injection intramusculaire. Vérifiez la profondeur de l'anesthésie par la patte de pincement. Maintenir la température du corps à 37,5 ± 0,5 ° C au moyen d'un coussin chauffant sousle corps de l'animal.
   4. Placer l'animal dans un cadre stéréotaxique en utilisant une barre d'oreille et le porte-bouche.
   5. Nettoyer et désinfecter le site chirurgical avec 70% d'alcool et de la solution de povidone iode. Infiltrez 2% de chlorhydrate de lidocaïne sous le cuir chevelu dans la zone du crâne d'incision destiné à réduire la douleur peropératoire.
   6. Appliquer vétérinaire pommade ophtalmique pour éviter le dessèchement des yeux. Placez un champ stérile sur l'animal aux sites opératoires. Maintenir toutes les procédures dans des conditions stériles.
   7. Effectuer une incision du crâne de la ligne médiane de 2 cm à l'aide d'un scalpel et retirer la peau bilatérale avec rétracteurs de fil. Sécher le crâne avec des cotons-tiges et 30% de peroxyde d'hydrogène.
   8. Faire un trou à l'aide d'un foret de la pièce à main sur la zone forelimb du cortex moteur (AP: +2,5 de bregma, ML: ± 2,5 à partir de la ligne médiane) et dégager les voies avec des micro-currette pour le virus de l'injection.
   9. Décongeler le AAV-GFP (2 x 10 ¹² molécules de virus / ml) sur la glace et de la charge 1 pl de lavirus dans une seringue de 10 ul. Placez la seringue sur le cadre stéréotaxique.
   10. Déplacer l'aiguille dans le trou pré-faites et abaisser l'aiguille de 1 mm de profondeur dans la dure-mère.
   11. Injecter le virus lentement (0,1 pl / min) en utilisant une micro-pompe de haute précision et de laisser l'aiguille en place pendant un temps supplémentaire de 10 min pour permettre au virus de se diffuser à l'extérieur.
   12. Après le nettoyage du site opératoire avec irrigation saline, sécuriser la plaie avec une suture 3-0 en nylon; libérer le rat dans le cadre stéréotaxique et le transférer dans une chambre de récupération. Administrer kétoprofène (2 mg / kg) par une injection intramusculaire pour le contrôle de la douleur postopératoire.
   13. Maintenir la température corporelle (37 ° C) avec un coussin chauffant et d'administrer les antibiotiques céphèmes de classe de deuxième génération (0,1%, 1 ml) par l'intermédiaire d'une injection intramusculaire et 2% de chlorhydrate de lidocaïne par voie sous-cutanée si nécessaire. Ne pas laisser un animal sans surveillance jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenirdécubitus sternale. Maison individuelle de l'animal jusqu'à la récupération complète.
   14. À la suite de 2 - 3 semaines de récupération, anesthésier profondément le rat avec une surdose de chlorhydrate de kétamine (300 mg / kg) par injection intramusculaire dans le capot. Confirmer la mort de l'animal par le manque d'orteil pincement réponse, le pouls et la respiration. Placez la supination de rat dans la hotte.
   15. Ouvrir la cavité abdominale au moyen d'un 'incision en forme Y'à ouvrir la cavité thoracique. Étroitement serrer l'aorte descendante avec un hémostatique et rompre l'oreillette droite du cœur de rat pour le drainage du sang. Amorcer la perfusion dans le ventricule gauche du coeur à froid paraformaldehyde à 1% pendant 5 minutes (10 ml / min), suivie de 4% de paraformaldehyde pendant 30 minutes (10 ml / min).
   16. Retirez la tête de rat de la carcasse à l'aide d'une paire de ciseaux. Faire une incision médiane du cou au nez et à retirer les muscles du cou à l'aide de ciseaux ou gouge de telle sorte que le crâne est exposé. disséquer délicatement les os du crâne et duras hors du cerveau.
   17. Extraire le cerveau et placer le cerveau de rat dans un tube conique de 50 ml remplie de paraformaldehyde à 4% pendant une nuit. Le lendemain, laver le cerveau avec 1x PBS 3 fois et le placer dans une solution de saccharose à 30%.
   18. Après que le cerveau enfonce complètement au fond de la solution de saccharose à 30%, placer le cerveau dans le cryomoule avec le composé octobre à -20 ° C dans un cryotome. Couper le cerveau, dans le plan coronal à une épaisseur de 40 pm et un intervalle de 200 pm.
   19. Effectuer GFP coloration immunohistochimique en utilisant la méthode de la diapositive ^14. Appliquer l'anticorps primaire (1: 200 d'anticorps anti-protéine fluorescente verte, la fraction d'IgG de lapin) à des tranches de cerveau pendant la nuit à 4 ° C. Le 2 ^e jour, laver avec 1% Phosphate Buffered Saline avec (PBST) solution Tween-20 3 fois et appliquer l'anticorps secondaire (1: 500 de chèvre anti-lapin IgG (H + L)) pendant 1 h. Rincer la lame avec 1% PBST 3 fois. Placer le couvercle en verre sur la tranche de cerveau.
   20. En utilisant un microscope à fluorescence (excitation à une longueur d'onde470 nm, longueur d'onde d'émission 525 nm, grossissement 5X), observer le AAV-GFP axones transduites dans la capsule interne. Comparer les emplacements des axones transduites avec l'atlas de cerveau de rat ¹⁵ pour déterminer les coordonnées stéréotaxiques des axones transduites
2. Réglage de l'intensité lumineuse appropriée pour capsulaire Infarctus Modeling Pre-lesioning
   1. La construction de la Neural Interface optique
      1. Couper une longueur appropriée (4 cm) d'une aiguille spinale de calibre 27 avec un stylet à l'intérieur à l'aide d'un foret de coupe.
         NOTE: Couper peut comprimer et écraser la pointe de l'aiguille spinale; retirer le stylet et polir la pointe de l'aiguille spinale pour enlever la partie écrasée de l'aiguille spinale et maintenir le calibre interne de l'aiguille spinale.
      2. Dépouiller une longueur appropriée (10 cm) de l'enveloppe de la fibre optique (125 um avec un 62,5 um noyau) d'un côté cordon de raccordement.
      3. Insérez le fi optique unjackedber dans le tube métallique (diamètre extérieur: 3,8 mm, diamètre intérieur: 3,3 mm, longueur: 17 mm) qui est ensuite serré autour de la fibre. Le tube métallique peut être utile pour combler l'espace entre la fibre optique et le moyeu de l'aiguille spinale. Serrer le double de la moitié inférieure du tube métallique avec un élément presseur.
      4. Appliquer l'époxy durcissable à chaud sur la fibre optique et d'insérer la fibre optique dans l'aiguille spinale. Appliquer un époxy supplémentaire à l'espace vide dans le moyeu. Cure l'époxy pendant 20 min à 100 ° C pour la fixation stable.
      5. Cleave la fibre optique qui fait saillie hors de l'aiguille spinale et polir la fibre optique à la pointe de l'aiguille spinale utilisant diamant rodage (polissage) feuilles.
      6. Branchez la partie du connecteur FC / PC de cordon de raccordement au coupleur du système laser vert et mesurer l'intensité lumineuse de la pointe de la fibre optique en utilisant la puissance optique numérique et compteur d'énergie.

2. PhotothromBotic Infarctus lesioning dans la capsule interne

1. Stériliser tous les outils et les électrodes chirurgicales utilisant un stérilisateur approprié (à vapeur ou stérilisateur plasma). Utilisez stérilisateur à vapeur à 121 ° C en tant que paramètre de 30 min pour la stérilisation et 30 min pour les peaux sèches.
2. Anesthésier l'animal (~ 400 g, 11 - 13 semaines) avec un mélange de chlorhydrate de kétamine (100 mg / kg) et de xylazine (7 mg / kg) par une injection intramusculaire. Vérifiez la profondeur de l'anesthésie par la patte de pincement. Maintenir la température du corps à 37,5 ± 0,5 ° C par l'intermédiaire d'un coussin chauffant sous le corps de l'animal.
3. Placer l'animal dans un cadre stéréotaxique en utilisant une barre d'oreille et le porte-bouche.
4. Nettoyer et désinfecter le site chirurgical avec 70% d'alcool et de la solution de povidone iode. Infiltrez 2% de chlorhydrate de lidocaïne sous le cuir chevelu dans la zone du crâne d'incision destiné à réduire la douleur peropératoire. Appliquer vétérinaire pommade ophtalmique pour éviter le dessèchement des yeux.
5. Appliquer un champ stérile sur unimal et exposer des sites opératoires. Maintenir toutes les procédures dans des conditions stériles.
6. Effectuer une incision du crâne de la ligne médiane de 2 cm et retirer la peau bilatérale avec rétracteurs de fil. Sécher le crâne avec des swaps de coton et de peroxyde d'hydrogène.
7. Réglez la hauteur de la pince de nez jusqu'à ce que le bregma et lambda sont alignés au même niveau. Etape critique: Cet alignement est critique pour approcher correctement à une structure plus profonde, par exemple en effectuant une lésion d'infarctus dans la capsule interne dans l'expérience principale.
8. Faire un trou (diamètre: 2 mm; AP: -2.04 de bregma; ML: ± 3,0 de la ligne médiane) à l'aide d'un foret pour induire photothrombosis.
9. Polonais et nettoyer la pointe de la fibre optique de l'interface optique. Fixer le ONI au cadre stéréotaxique sans plier. Vérifiez la pointe de l'ONI et essuyez clairement avant et après l'insertion de l'interface optique.
10. Mesurer l'intensité laser à partir de l'extrémité de la fibre optique avant l'insertion de la optical 'interface à l'emplacement cible du cerveau du rat. Réglez l'intensité du laser à 3,5 mW, tel que confirmé par les étapes de pré-chirurgie, à la pointe de la fibre optique.
11. Insérez l'ONI dans la zone cible de la capsule interne (-7,8 mm confirmées à l'étape de pré-chirurgie) à travers le trou de forage.
12. Maintenir la température du corps à 37,5 ± 0,5 ° C pendant photothrombosis. Une température inférieure de corps ne peut pas produire de l'étendue prévue de l'infarctus. Injecter Rose Bengale (2 ml / kg) par la veine de la queue.
13. Allumez le laser vert 532 nm pendant 90 secondes 1 min après l'injection Rose Bengale. Après irradiation, retirez délicatement l'ONI du cerveau. Après le nettoyage du site opératoire, sécuriser la plaie sécuriser la plaie avec une suture 3-0 en nylon; libérer le rat dans le cadre stéréotaxique et le transférer dans une chambre de récupération.
14. Pour le groupe de pseudo-opérées (SOG), effectuer une procédure de lésion fabrication identique, sauf pour l'injection d'une solution saline (0,2 ml / 100 g) au lieu de Rose-Bengale.
15. Maintenir la température corporelle (37 ° C) avec un coussin chauffant après une intervention chirurgicale et à administrer des antibiotiques (céphalosporines de deuxième génération, 0,1%, 1 ml) par une injection intramusculaire. Ne pas laisser l'animal sans surveillance jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale. Ne pas retourner les animaux post-chirurgicales à la cage occupée par d'autres animaux jusqu'à guérison complète.
    NOTE: expérience préliminaire a été réalisée dans les mêmes procédures pour trouver l'intensité lumineuse optimale de 1 mW à 5 mW et la procédure peut être tenue d'acquérir la mesure satisfaisante de la lésion dans un état différent.

3. Évaluation des capsulaire Infarctus lesioning

1. Test comportemental et regroupement des animaux
   1. Effectuer culot unique pour atteindre des tâches telles que décrites par Whishaw et al. ¹⁴ pour évaluer le déficit moteur du forelimb chaque jour pendant 1 semaine après la modélisation de la course. Effectuer une seule tâche pellet atteindre(SPRT) chez les animaux destinés à l'alimentation restreinte (90% du poids du corps de contrôle) en utilisant plexiglas transparent (30 x 15 x 35 cm de hauteur) avec une fente large de 1 cm et un plateau de nourriture à l'avant du milieu de la paroi avant.
   2. Placez une pastille sur le plateau alimentaire obliquement controlatéral à la forelimb préférée. Administrer 20 pastilles par session pendant 3 semaines.
      NOTE: Un certain nombre de succès de SPRT est définie comme une portée dans laquelle l'animal saisit une boulette de nourriture et le met dans la bouche sans la laisser tomber.
   3. Calculer la moyenne des scores en pourcentage atteint avec succès, qui est défini par la formule suivante:
      
      NOTE: Nous divisons les animaux en 3 groupes: le groupe opération fictive (SOG), modéré groupe de récupération (MRG), et les pauvres groupe de récupération (PRG). Si un score de SPRT post-AVC> 50%, nous classons les rats comme le MRG, qui indique la présence d'une lésion importante, mais la destruction incomplète de la target. Si le score de SPRT post-AVC est <50% par rapport au score SPRT pré-course, nous classons le groupe PRG, qui indique lesioning complète dans la cible.
2. Confirmation neurohistologiques de Infarctus lesioning
   1. Effectuer la perfusion cardiaque avec 4% de paraformaldehyde comme décrit précédemment. Après que le cerveau enfonce complètement dans la solution de saccharose à 30%, à effectuer le sectionnement coronales d' une épaisseur de 10 pm et un intervalle de 200 um en utilisant un Microtome ou cryotome ^4.
   2. Colorer avec H & E, Nissl, Luxol rapide bleu-PAS, Neurofilament protéine L ou gliale protéine acide fibrillaire coloration et observer les résultats histologiques pour déterminer l'intensité optimale de la lumière qui peut couvrir toute la largeur de la capsule interne dans la zone cible pour observer la coloration ^4,17.
   3. En utilisant le logiciel ImageJ, mesurer le volume de la zone de l'infarctus photothrombotique de la capsule interne sur les lames du cerveau.
      1. Pour mesurer le volume de la zone de l'infarctus, lancez le logiciel 'ImageJ'. Pour ouvrir les fichiers à empiler, sélectionnez «Image to Stacks '(→' image Stacks '' Image '→' Stacks '). Modifier le nom du fichier et sélectionnez "Définir l'échelle» ( «Analyser» → «Définition de l'échelle ') pour modifier l'échelle.
      2. Dans 'Plugins', sélectionnez 'Mesurer Stacks' pour calculer le volume ou la zone d'images. Insérez l'intervalle de distance de 2 images en «Slice Espacement». Faire un dessin de la ROI (région d'intérêt) de toutes les images et cliquez sur "Mesure".
         REMARQUE: Le logiciel 'ImageJ' calcule automatiquement la surface et le volume de chaque image et volume total d'entre eux.

Résultats

La méthode présentée ici est destinée à créer un Infarctus capsulaire circonscrit avec un déficit moteur persistant. Par conséquent, il est essentiel de déterminer correctement la cible à l'intérieur de la capsule interne dans l'étape de pré-chirurgie. La cartographie somatotopique des fibres pyramidales dans la capsule interne n'a pas été réglé à ce jour. D'identifier correctement la cible à l'intérieur de la capsule interne, la zone de la patte avant doit être définie. Une injection d'...

Discussion

Le modèle de l'infarctus capsulaire présenté ici démontre une lésion ciblée avec marquée et persistante déficience motrice en fonction de forelimb. Les modèles précédents de l' AVC capsulaire subcortical ont démontré un degré insuffisant de déficience motrice et un ^6,8,9 rapide de processus de récupération. En ce sens, ce modèle ressemble aux cas cliniques capsulaire d'infarctus qui présentent une déficience fonctionnelle à long terme.

Les étapes les plus critiques dan...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Régulateur de température DC	WORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC.
Instruments stéréotaxiques numériques	STOELTING CO.	51900
Stimulateur électrique	CyberMedic Corp.	EMGFES 2000
Époxy  ;	Produits de fibre de précision, INC.	PFP-353ND1	Rapport de mélange : 10(A) :1(B-durcisseur) par poids  ; Horaire de durcissement : 1 min @150 ° ; C 2 ~ 5 min @120 ° ; C 5 ~ 10 min @100 ° ; C 15 ~ 30 min @80 ° ; C
Scribe à fibre optique  ;	THORLABS, INC	S90R
Câble de raccordement à fibre optique	CORÉE OPTRON Corp.		Diamètre extérieur : 3 mm & Oslash ; 200 et micro ; m 0.39 NA FC/PC-FC/PC 1 m
Alimentation laser	CHANGCHUN NEW INDUSTRIES OPTOELECTRONICS TECH. CO., LTD.	MGL-FN-532nm-200mW-14010196
Bague de sertissage  ;	DAWOOTECH CO.,LTD.		Longueur : 19 mm Diamètre intérieur : 3 mm Diamètre extérieur : 3,8 mm Matériau : Contrôleur de
pousse-seringue SUS Micro4-micro	WORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC	95100
Wattmètre optique	THOLABS, INC	PM100D
Feuille de rodage (polissage) diamantée	THORLABS, INC	LF3D	Grain : 3 µ ; m
Feuille de rodage (polissage) diamantée	THORLABS, INC	LF6D	Grain : 6 & micro ; épousa
Rose, Bengale	, SIGMA-ALDRICH CO., LLC.	330000
Aiguille pour rachianesthésie avec pointe de crayon (Aiguille spinale)  ;	B.BRAUN MELSUNGEN AG  ;	4502027	Taille : 27 G Longueur : 88 mm Aiguille : 0,40 mm
Papier de verre imperméable  ;	DEERFOS CO.,LTD	CC261	Grain : 1 000 & micro ; m
Nanofil 10  ; et micro ; seringue	WORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC	NANOFIL
Nanofil 33  ; G BVLD aiguille	WORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC	NF33BV-2
Virus AAV-GFP	UNC Vector Core	AAV2-CamKIIa-eYFP	2 x 1012 molécules virales/ml
Protéine fluorescente anti-verte, Fraction IgG de lapin	Life Technologies, INC	A11122	anticorps primaire (1:200)
IgG anti-lapin de chèvre (H + L)	Life Technologies, INC	A11034	secondaire anticorps (1:500)
Ceftezole	GUJU Pharma CO.,LTD.	A27802741	0,1 %, 1 ml
chlorhydrate de lidocaïne injectable	JEIL PHARMACEUTICAL CO.,LTD.	A04900271	2 %, 1 ml
Pièce à main Perceuse	Seshin
Compteur de puissance et d’énergie optique numérique	THORLABS, INC	PM100D
Kétoprofène	UNIBIOTech