Article de méthode

Utilisation de corrélation d'images à caractériser les souches locales sur des échantillons de tissus vasculaires

DOI :

10.3791/53625

⸱

24 janvier 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Biomedical Engineering Program, University of South Carolina, 2Department of Mechanical Engineering, University of South Carolina

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous décrivons l’utilisation de la corrélation d’images numériques pour caractériser le champ de déformation de surface local sur des échantillons de tissus vasculaires soumis à des essais de traction uniaxiale. Ces mesures permettent de quantifier précisément la réponse mécanique de l’échantillon et de générer des relations constitutives contrainte-déformation.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La caractérisation du comportement mécanique des tissus mous biologiques et modifiés est un élément central de la recherche biomédicale fondamentale et du développement de produits. Les relations contrainte-déformation sont généralement obtenues à partir de données d’essais mécaniques pour permettre une évaluation comparative entre les échantillons et, dans certains cas, l’identification des propriétés mécaniques constitutives. Cependant, des erreurs peuvent être introduites par l’utilisation de mesures de déformation moyennes, car une hétérogénéité significative dans le champ de déformation peut résulter d’une non-uniformité géométrique de l’échantillon et de concentrations de contraintes induites par le montage/la préhension des tissus mous dans le système d’essai. Lorsque l’hétérogénéité du champ de déformation est significative, une évaluation précise de la réponse mécanique de l’échantillon nécessite la mesure des déformations locales. Cette étude met en évidence un nouveau protocole d’essai biomécanique pour calculer les déformations de surface locales à l’aide d’un dispositif d’essai mécanique couplé à une caméra haute résolution et à une technique de corrélation d’images numériques. Une série d’images de surface d’échantillon est acquise puis analysée pour quantifier la déformation de surface locale d’un échantillon de tissu vasculaire soumis à une charge uniaxiale accélérée. Cette approche peut améliorer la précision de la biomécanique vasculaire expérimentale et a le potentiel d’être utilisée plus largement parmi d’autres tissus mous indigènes, des tissus mous modifiés et des matériaux souples hydrogel/polymères. Dans la vidéo, nous montrons comment configurer les composants du système et réaliser une expérience complète sur le tissu vasculaire natif.

Introduction

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Un riche histoire de la recherche couvrant plus de 50 ans a été axée sur la quantification des propriétés mécaniques des tissus vasculaires. Ces études nous permettent de mieux comprendre à la fois le comportement physiologique et pathologique de vaisseaux sanguins, de fournir une base pour évaluer l'efficacité / compatibilité des dispositifs endovasculaires, et l'aide à la conception et la fabrication de l'ingénierie vasculaire construit 1-6. La mesure précise de la réponse mécanique des tissus mous et la modélisation du comportement de leurs propriétés mécaniques est intrinsèquement difficile en raison de l'hétérogénéité mécanique, anisotropie, et la non-linéarité présentée par la plupart des types de tissus. En outre, des mesures expérimentales sont souvent confondus par les complexités locales introduites au niveau des interfaces échantillon grip dans le cadre d'essais mécaniques (c.-à-flexion, la friction, les concentrations de contraintes, larmoiement) et la transition inévitable de propriétés mécaniques, une fois le tissu est excisé de l'animal vivant.

Un essai de traction uniaxiale est parmi les plus simples essais mécaniques qui peuvent être effectuées sur un échantillon constitué d'un matériau solide, et est souvent utilisé pour évaluer la réponse mécanique du tissu vasculaire. Les résultats de ces expériences fournissent des informations préliminaires utiles pour les deux sources de tissus natifs et d'ingénierie, et peuvent être utilisés pour comparer les effets de certains traitements, états pathologiques ou des composés pharmacologiques sur le comportement mécanique de la paroi vasculaire 7-11.

Essais mécaniques uniaxiale des tissus mous est généralement effectuée sur des échantillons avec des géométries relativement uniformes, qui sont le plus souvent d'os de chien ou en forme de 7,8,12-14 anneau. Cependant, départ significatif de ces géométries idéalisés peut se produire en raison des défis associés à la dissection des tissus, l'isolation et serrage au sein du système de test. Toute non-uniformité dans la géométrie sera finalement donner lieu à un stress hétérogène et souchechamps lorsque l'échantillon est soumis à l'extension uni-axiale, avec le degré d'hétérogénéité dépend de forme réelle de l'échantillon, ainsi que la taille de l'échantillon (par rapport aux pinces) et les propriétés mécaniques du matériau 9,15,16. Lorsque hétérogénéités de champ sont importantes, les calculs de déformation de l'échantillon sur la base des positions relatives d'adhérence sont inexactes et donc une base insuffisante pour évaluer le comportement mécanique.

Systèmes d'analyse vidéo ont été largement utilisés pour les mesures de déformation des tissus mous, souvent en utilisant des marqueurs de colorant à contraste élevé appliqué à la surface de l'échantillon 17,18. Corrélation d'image numérique, une technique métrologique optique qui mesure la tension de surface plein champ en comparant les valeurs de gris d'intensité de niveau de la surface de l'échantillon avant et après déformation, a été utilisé en conjonction avec l'analyse vidéo de tissus mous 19-21. Il existe plusieurs avantages de corrélation d'images numériques par rapport à interferometric méthodes qui peuvent être utilisées pour les mesures. Tout d'abord, comme une technique de mesure sans contact, il minimise les effets de confusion de la modification des propriétés des matériaux due à la manière dont le système de mesure affecte le spécimen. Deuxièmement, il nécessite un environnement beaucoup moins sévères de mesure et a une plus large gamme de sensibilité et de la résolution que les autres méthodes. Troisièmement, doté de la capacité de capturer un champ de vision, cette technique peut caractériser à la fois la moyenne et les réponses mécaniques locales. Pour une explication détaillée de la méthode, les lecteurs sont encouragés à voir le livre de Sutton 22.

Pour obtenir des champs de contrainte sur la surface de l'échantillon, une technique de corrélation d'image numérique bidimensionnelle (2D-DIC) peut être utilisé. En bref, des images de l'échantillon sont capturées à états chargés déchargé et divers. La première image est divisée en sous-ensembles appelés petits carrés (M × M pixels) qui forment un maillage pour le calcul subséquent deDe champs de contraintes 2D. La position de chaque carré dans l'échantillon déformé est obtenu en utilisant un algorithme image correspondante. Le mouvement de chaque carré est ensuite suivi, image par image, ce qui donne champs de déplacement qui peuvent ensuite être utilisées pour calculer des gradients de déformation et les souches par une variété de méthodes, y compris polynôme montage ou éléments finis interpolation. Dans le présent manuscrit, nous proposons une méthodologie détaillée pour l'évaluation des champs de déformation de surface sur les tissus vasculaires indigènes grâce à l'intégration des essais de traction uniaxiale et 2D-DIC.

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Protocole

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REMARQUE: Les procédures décrites ci-dessous ont été réalisées dans le cadre d'un protocole approuvé par le Comité de protection des animaux et l'utilisation institutionnelle à l'Université de la Caroline du Sud à Columbia, Caroline du Sud.

1. Acquisition et tissus Dissection

  1. Stériliser tous les instruments chirurgicaux avant la dissection du tissu. Des ciseaux et des pinces chirurgicales autoclave standard fines ainsi que les lames chirurgicales sous pression de 15 psi et la température de 121 ° C pendant 15 min.
  2. Acquérir un ensemble de porc frais (7 mois vieux mâles Landrace, 60-70 kg) reins avec aorte intacte d'un abattoir local. Tissus de transport de retour au laboratoire dans un tampon phosphate salin (PBS) solution glacée de 1%.
  3. Dès son arrivée, isoler l'aorte abdominale du tissu environnant l'aide de ciseaux et des pinces chirurgicales.
  4. Laver trois fois la cuve en utilisant une seringue de 50 ml rempli avec du PBS (pH 7,2). En utilisant les ciseaux et des pinces, enlever autant de tissu périvasculaire que possIble sans compromettre l'intégrité de l'échantillon.
  5. Verticalement positionner une lame de rasoir sur la section du milieu du navire et assurez-vous qu'il est perpendiculaire à l'axe longitudinal du vaisseau. Créer deux échantillons de chaque anneau avec une largeur d'environ 20 mm en appliquant trois coupes circonférentielles séquentiels avec la lame de rasoir.
  6. Positionner verticalement une lame de rasoir sur un échantillon d'anneau de telle sorte que la lame est orientée dans la direction radiale. Appliquer une force aiguë pour obtenir une coupe radiale, qui se traduit par un échantillon en forme de bande pour les essais mécaniques uniaxiale. Placer l'échantillon dans une boîte de Pétri de 100 mm de verre et plonger dans PBS jusqu'à ce que l'application de taches de surface. Répétez l'opération pour le second échantillon d'anneau.

2. Création d'Surface speckle

  1. Branchez l'aérographe à la soupape de pression.
  2. Ajustez le diamètre de la buse de l'aérographe pour obtenir des taches de 60-100 um (gamme appropriée pour le diamètre de la buse devraitêtre déterminé à partir des études préliminaires).
  3. Verser environ 2 ml de tissu noir teinture de marquage dans le chargeur de la gravité de l'aérographe.
  4. Placez l'aérographe environ 0,5 m de l'échantillon.
  5. Retirer l'échantillon de la boîte de Pétri. Pulvériser colorant de marquage de tissu sur la surface de l'intima de l'échantillon pendant environ 5 secondes sous une pression de pulvérisation de 100 psi. Répéter trois fois pour s'assurer que le motif de tachetures recouvre uniformément la surface de l'échantillon.

3. Performance des expériences

  1. Attacher chaque extrémité de l'échantillon à une bande de matière plastique (1 cm de largeur x épaisseur 1 cm de longueur x 0,5 cm) en utilisant un adhésif tissulaire. Placez l'échantillon sur une planche à découper des tissus. Placer l'échantillon de telle sorte qu'il repose à plat et mesurer ses dimensions en utilisant un pied à coulisse numérique.
  2. Initier les commandes du système pour les essais mécaniques. Sur le système contrôle l'écran d'accueil, sélectionnez "Waveform" sur la barre des tâches située dans l'onglet "Configuration".
  3. Un dseulement la position de la pince supérieure du testeur mécanique à -4 mm (extension de 4 mm par rapport à la position de départ désigné dans le système). Sécuriser doucement une bande plastique (attachée au modèle figurant à 3,1) dans la poignée supérieure du testeur mécanique et laisser l'échantillon se pendre librement. Utiliser le pied à coulisse numérique à s'assurer que la distance entre l'échantillon et la branche supérieure est inférieure à 2 mm.
  4. Ajuster manuellement la position de la poignée inférieure, de sorte que l'extrémité libre de l'échantillon peut être fixé sans extension. Sécuriser doucement la bande de plastique fixé à l'extrémité libre de l'échantillon dans la poignée inférieure du testeur mécanique.
    1. Utiliser le pied à coulisse numérique à s'assurer que la distance entre l'échantillon et le mors inférieur est inférieure à 2 mm. Zéro de la cellule de charge du système. Mesurer la longueur de l'échantillon et l'utiliser comme la longueur de référence pour le calcul des souches périphériques globaux.
  5. Entrez le protocole d'essais mécaniques. Le protocole utilisé dans tsa manifestation comporte 4 cycles de déplacement uniaxiaux qui étendent la longueur de l'échantillon de 18% à un taux de 0,01 mm / sec déplacement.
  6. Pulvériser de façon intermittente PBS sur l'échantillon à travers le protocole de test restant pour assurer qu'il reste hydraté.
  7. Montez la caméra (appareil photo 5 méga pixels, 100 mm objectif, la taille de pixel de 3,49 um) sur un trépied qui est positionné à 1,5 m du cadre de chargement. Veiller à la caméra et la surface de l'échantillon sont perpendiculaires en fixant la caméra au plus bas domaine de profondeur disponible et manipuler son alignement de telle sorte que l'ensemble du champ de vue est au point.
  8. Ouvrez le logiciel de capture d'image.
  9. Sélectionnez "PGR-2" dans l'option "Sélectionnez le système".
  10. Sélectionnez le chemin de projet pour sauvegarder les images à analyser.
  11. Cliquez sur l'icône "Time Square" et spécifiez l'intervalle d'acquisition de 5 sec.
  12. Réglez l'exposition, ouverture numérique, et l'orientation de la lentille de façon à obtenir une vue claire de l'échantillon.
  13. Ajustez la position de LED pour fournir un éclairage adéquat sur l'échantillon.
  14. Cliquez sur le bouton «Démarrer» dans le logiciel de capture d'image pour obtenir une image de la surface de l'échantillon.
  15. Ouvrez le logiciel d'analyse d'image.
  16. Importez l'image obtenue. Zoom sur un chatoiement individuelle, puis compter le nombre de pixels dans ce chatoiement individu.
    Remarque: Identifier un chatoiement noir représentant. Définir la taille de granularité que la distance linéaire entre les pixels des deux côtés de la granularité qui ont des valeurs élevées similaires. Pour une taille de granularité acceptable, le nombre de pixels sur la largeur d'un speckle typique doit être supérieure à 3 pixels. Pour améliorer la résolution spatiale dans les mesures, la plupart des taches ne devraient pas avoir plus de 5-7 pixels sur toute la largeur de la granularité, chaque fois que possible. Ainsi, un chatoiement typique pour ce cas se situerait entre 10 pm à la plus petite et 23 pm à la plus grande en dimension linéaire. Pour déterminer un sous-ensemble appropriétaille, un sous-ensemble typique devrait avoir au moins 3 blanc et 3 taches noires sur sa largeur. Si un chatoiement typique est de 5 pixels de dimension linéaire, chaque sous-ensemble 31x31 serait d'au moins 105 um de dimension linéaire. L'espacement entre les centres de sous-ensemble doit être au moins 1/6 de la dimension linéaire. Ainsi, pour une taille de 31x31 sous-ensemble, la distance est de 5 pixels qui représente 18 um de distance linéaire.
  17. Après vérification de la qualité de speckle, cliquez sur l'icône simultanément "Exécuter" dans le système et l'icône "Démarrer" dans le logiciel de capture d'image pour lancer le test.
  18. Capturer une série d'images à travers des tests en utilisant le logiciel de la caméra et la capture d'image.

4. Procédures de nettoyage après l'expérience

  1. Placer l'échantillon jetés dans un sac de Biohazard et fermer le sac. Appelez le ministère de la Santé de l'environnement et de la sécurité (EHS) de l'Université de la Caroline du Sud pour une élimination appropriée.
  2. Préparer un phosphatesolution désinfectante libre avec un rapport 1:64 de dilution de détergent désinfectant pour l'eau distillée. Faire tremper les outils chirurgicaux dans cette solution pendant 20 min.
  3. Rincer soigneusement les éléments décrits en 4.2 avec de l'eau distillée. Sécher les outils à l'aide d'une serviette en papier, puis les pulvériser avec une solution d'éthanol à 70%. Une fois de plus sécher les outils chirurgicaux en utilisant une serviette en papier et les remettre dans la boîte à outils chirurgicaux.

5. Analyse d'image pour mesurer le champ de souche locale

  1. Ouvrez le logiciel d'analyse d'image.
  2. Cliquez sur l'onglet "images chatoiement", sélectionner toutes les images qui doivent être analysés.
  3. Cliquez sur l'outil de rectangle et sélectionnez la zone d'intérêt dans la première image.
  4. Saisissez la taille sous-ensemble de 41 × 41 pixels et la taille de l'étape 5 pixels.
  5. Cliquez sur Démarrer onglet d'analyse dans le logiciel, sélectionnez l'interpolation optimisé 8-trap; sélectionnez le critère que les différences au carré zéro normalisés et les poids de sous-ensembles d'options comme gaussienne.
  6. Définissez les options de seuil par défaut dans le logiciel.
  7. Cliquez sur l'onglet sous le post-traitement dans l'onglet d'analyse de départ. Cliquez sur l'option souche calcul et laisser la taille de filtre et type de filtre par défaut dans le logiciel. Sélectionnez le type tenseur Lagrange.
  8. Sélectionnez l'onglet de données, puis sélectionner une image analysé pour la visualisation du champ de déformation de surface.

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Résultats

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Les données mécaniques acquises lors d'un essai d'extension uniaxiale rampe sur le tissu vasculaire se compose de charge en fonction de relations appliquées échantillon de déplacement à une vitesse de déplacement donné. Dans cette étude, 2D-DIC en conjonction avec les essais mécaniques uniaxiale est utilisé pour mesurer les champs de l'échantillon dans des directions orthogonales à différents états déformés de déformation de surface. La nature viscoélastique du tissu vasculaire se tradui...

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Discussion

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Bien que des études antérieures ont utilisé un large éventail de méthodes de vidéo colorant de suivi pour évaluer la souche de l'échantillon 18,20,21,23,24, notre objectif actuel est de fournir une méthodologie globale pour essai de traction uniaxiale de couple avec 2D-DIC pour l'évaluation des souches de surface sur des échantillons de tissus vasculaires. Avec un appareil photo de haute résolution et un logiciel maison-analyse d'image, le champ de déformation peut être mesurée dans une région pré...

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Déclarations de divulgation

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Les auteurs ont aucun conflits d'intérêts potentiels.

Remerciements

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Le logiciel et le support technique étaient une gracieuseté de corrélée Solutions Incorporated (www.correlatedsolutions.com).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Testeur mécanique de traction uniaxialEnduratec3230 AT/HR
Colorant de marquage tissulaire bleuhttp://www.ebay.com/itm/Tissue-Marking-Dye-in-Bottles-2oz-Bottle-1-ea-/201193551510?pt=LH_DefaultDomain_0&hash=item2ed811f696
PulvérisateurAnest-iwataCM-BCustom Micron B
Pointde caméra GrisGS2-GE-50S5M-C
LentilleTokinaAT-X M100
Tissu vasculaireCaughman Inc
0,9 % de chlorure de sodium injectable PBSBAXTER HEALTHCARE CORP.
Vic_snapSolutions
Vic_2DSolutions
Wintest 4.1Bose ElectroForce
Adhésif tissulaire 3M Vetbond  ;1469SB
Désinfectant  ;Fisher Scientific04-355-13Decon BDD Bacdown Détergent désinfectant
corréléescorrélées

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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Mots-clés

Local StrainUniaxial Tensile TestingMechanical TestingSurface StrainSpeckle PatternImage AnalysisTissue PreparationStrain Field

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