Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Administrer et détecter des marques de protéines sur les arthropodes pour la dispersion de la recherche

7K vues

⸱

DOI :

10.3791/53693

⸱

28 janvier 2016

 , 
1USDA-ARS, Arid-Land Agricultural Research Center

Dans cet article

Résumé

Les protéines sont souvent utilisées pour marquer les arthropodes pour la recherche sur la dispersion. Des méthodes d’administration de marques protéiques internes et externes sur des arthropodes sont démontrées. Des techniques de détection de marques protéiques, soit par des tests immuno-enzymatiques indirects ou sandwich (ELISA), sont également illustrées.

Résumé

Le contrôle des mouvements des arthropodes est souvent nécessaire pour mieux comprendre la dynamique de la population, associés aux modèles de dispersion, les préférences de la plante hôte, et d'autres interactions écologiques. Arthropodes sont généralement suivis dans la nature en les étiquetant avec une marque unique et puis re-collecte eux au fil du temps et de l'espace pour déterminer leurs capacités de dispersion. En plus de balises physiques réelles, comme la poussière ou de la peinture de couleur, divers types de protéines sont avérées très efficaces pour les arthropodes pour la recherche écologique de marquage. Les protéines peuvent être administrées à l'intérieur et / ou extérieur. Les protéines peuvent ensuite être détectés sur les arthropodes recapturés avec un dosage immuno-enzymatique spécifique de la protéine (ELISA). Nous décrivons ici les protocoles pour extérieurement et intérieurement marquage arthropodes avec des protéines. Deux exemples expérimentaux simples sont démontrés: (1) une marque de protéine interne présenter à un insecte en fournissant une alimentation enrichie en protéines et (2) une marque de protéine externe topique d'unepplied à un insecte en utilisant un nébuliseur médical. Nous relions ensuite un guide étape par étape du sandwich et méthodes ELISA indirectes utilisées pour détecter les traces de protéines sur les insectes. Dans cette démonstration, les divers aspects de l'acquisition et la détection des marqueurs de protéines sur les arthropodes de marque à libération-recapture, marque-capture, et les types de recherche auto-marquage-capture sont discutés, ainsi que les diverses façons que la procédure d'immuno-marquage a été adapté pour convenir à une grande variété d'objectifs de recherche.

Introduction

Suivi des mouvements des arthropodes parasites, ennemis naturels (parasitoïdes et des prédateurs), et les pollinisateurs dans la nature est essentielle pour mieux comprendre comment améliorer les services écosystémiques. L'élément clé pour la plupart des types de recherche de dispersion est d'avoir une méthode fiable pour marquer l'arthropode (s) d'intérêt. Une variété de matériaux (par exemple, les peintures, les teintures, les poussières de couleur, des étiquettes, des éléments rares, protéines) ont été utilisées pour marquer les arthropodes pour évaluer la dynamique de leur population, les capacités de dispersion, les comportements alimentaires, et d'autres interactions écologiques 1,2.

La pertinence d'un marqueur utilisé pour toute recherche de dispersion donné sera fonction du type d'étude en cours. Il existe trois grandes catégorisations pour les arthropodes marquage: (1) marque à libération-recapture (MRR), (2) marque-capture, et (3) l'auto-marquage-capture. Pour la recherche marque à libération-recapture, l'enquêteur marque généralement les arthropodes collectivement dans le laborary et libère eux à un point central dans le domaine. Les arthropodes sont ensuite repris à divers intervalles spatiales et temporelles en utilisant différents dispositifs de collecte (par exemple, nets de balayage, sous vide, piège collant) 3,4,5. Les échantillons récupérés sont ensuite examinés pour la marque spécifique de distinguer libéré de personnes indigènes. Pour la recherche marque-capture, l'enquêteur applique généralement la marque directement dans l'équipement de pulvérisation sur le terrain à l'aide (par exemple, un pulvérisateur à dos, la rampe et buse pulvérisateur). Les meilleurs marqueurs pour la recherche marque de capture sont peu coûteux et facilement appliquée à l'habitat de l'arthropode. Pour la recherche d'auto-marquage-capture, l'enquêteur applique généralement aux marques une entrée arthropodes appât 6,7 ou 8 nid. À son tour, l'arthropode se marque en interne par dévorer l'appât ou à l'extérieur marqué par "brosser" contre la marque telle qu'elle quitte le nid.

Comme mentionné ci-dessus, de nombreux types de marqueurs ont été noused pour marquer une variété d'espèces d'arthropodes. Cependant, très peu sont utiles pour ces trois catégories de recherche dispersion. Le développement de la procédure protéine immuno-marquage était une percée majeure pour les insectes de marquage. Immunomarquage met une étiquette de protéine sur les arthropodes interne ou externe qui, à son tour, est détectée par un dosage immuno spécifique lié à une enzyme anti-protéine (ELISA). Les premiers marqueurs protéiques tels utilisées étaient immunoglobuline de lapin (IgG) et le poulet IgG / 9,10 IgY. Ils se sont révélés être des marques très efficaces pour MRR et de la recherche de soi-marquage-capture (voir la discussion). Malheureusement, les protéines IgG / IgY sont coûteux et ne sont donc pas pratique pour la recherche marque-capture et la plupart des types de recherche auto-marquage-capture. Par la suite, les tests ELISA de détection de la protéine de deuxième génération ont été développés pour des protéines contenues dans les blancs d'oeufs de poulet (albumine), le lait de vache (la caséine) et du lait de soja (protéine inhibitrice de la trypsine). Chaque essai est très sensible, spécifique et, plusSurtout, utilise des protéines qui sont beaucoup moins chers que les protéines IgG / 11 IgY. Ces protéines se sont avérés efficaces pour MRR, marque-capture, et la recherche de soi-marquage-capture (voir la discussion).

Dans cet article, nous décrivons et montrons comment réaliser des études de rétention de laboratoire protéines de marque. Ces études sont la première phase de la recherche nécessaire pour tout type d'étude champ de dispersion. Plus précisément, il est essentiel que les enquêteurs savent combien de temps la marque sera conservée sur les espèces d'arthropodes ciblés avant d'entreprendre des études champ de dispersion. Ici, nous décrire et démontrer comment marquer interne et externe des insectes pour MRR, marque de capture, et des études de terrain de type auto-marquage-capture. Nous démontrons comment pour détecter la présence des marques avec ELISA indirects et sandwichs.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

1. Mark interne, rétention, et de la procédure de détection

  1. Procédure de marquage interne
    1. Recueillir les insectes d'intérêt (n ≈ 100 personnes) à partir d'une colonie de laboratoire élevés sur une alimentation artificielle ou sur le terrain et la diviser en deux récipients d'élevage propres.
    2. Placez un paquet régulière de 20 ml de régime (traitement banalisée de contrôle négatif) dans l'un des conteneurs. Compléter un deuxième paquet de 20 ml alimentation artificielle avec 1,0 ml d'une / ml d'IgG de poulet solution à 1,0 mg / IgY, bien mélanger, et le placer dans l'autre conteneur.
      Remarque: Si l'insecte d'intérêt n'a pas une alimentation artificielle, la marque peut être placée sur ou dans quelque régime qu'ils sont normalement maintenus sur (par exemple, haricot vert, œufs de papillons nocturnes, de l'eau, le sucre, le miel).
    3. Laisser les insectes reprennent leur activité d'alimentation pour 24 h.
  2. Marque interne rétention procédure
    1. Retirez les paquets de régime de chaque conteneur et de fournir les insectes with autre source de nourriture pour les soutenir pendant la durée de l'expérience (par exemple, des haricots verts).
    2. Recueillir une cohorte (n = 20) des insectes par jour (ou à tout intervalle de temps désiré) de chaque traitement et congeler immédiatement à -20 ° C.
  3. Sandwich procédure ELISA
    1. Ajouter 50 pi de lapin anti-poulet IgY anticorps primaire dilué 1: 500 dans du Tris solution saline tamponnée (TBS) à chaque puits d'une microplaque ELISA propre et incuber pendant un minimum de 1 heure à température ambiante (note: les microplaques peut aussi être incubées O / N à 4 ° C).
    2. Jeter l'anticorps de la plaque et bloquer chaque puits avec 300 pi d'une solution de lait en poudre 1,0% non gras pendant 30 min.
    3. En attendant que les étapes d'incubation précédentes, placer des insectes congelés individuellement dans 1,6 ml microtubes avec 1,0 ml de TBS.
    4. Broyer chaque insecte avec un pilon propre jusqu'à homogénéise et ajouter 100 pi de chaque échantillon à un puits individuel de l'ELISAassiette. Laisser les échantillons incuber à température ambiante pendant 1 h.
    5. Ajouter 100 pi de négatif (SCT seulement) et positifs (les blancs d'œufs en TBS) des contrôles aux puits dans la première colonne de chaque plaque ELISA. En outre, ajouter 100 pi de contrôles négatifs d'insectes (insectes non marqués) pour les 8 puits dans la dernière colonne de chaque plaque (Figure 1). Laisser les échantillons témoins à incuber à température ambiante pendant 1 heure. Notez que le modèle fourni à la figure 1 est le modèle que nous utilisons pour nos tests standardisés. Le placement des échantillons dans les puits est à la discrétion du chercheur.
    6. Laver chaque puits trois fois avec du tampon phosphate salin (PBS) et ensuite -tween ajouter 50 ul d'IgG de lapin anti-poulet / IgY conjugué peroxydase de raifort dilué à 1: 10000 en solution à 1% de lait et incuber pendant 1 heure à température ambiante.
    7. Laver chaque puits trois fois avec du PBS-Tween et ajouter 50 pi de tétraméthylbenzidine (TMB) à chaque puits.
    8. Après 10 minutes, lire les puitsavec un spectrophotomètre de microplaque réglé à une longueur d'onde de 650 nm.

figure-protocol-1
Figure 1. Un schéma montrant les désignations ainsi standardisés utilisés pour un type 96 puits ELISA microplaques. Chaque plaque contient 7 puits réservés aux salins tamponnée au Tris contrôles négatifs (SCT), un puits dédiés à un contrôle de la protéine positive (Pos Ctrl), 80 puits individuels réservés aux insectes recapturés (exemples 1 ... 80), et 8 puits réservés aux non marquées (négatifs) des contrôles d'insectes (Neg Ctrl 1 ... 8). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

2. Mark externe, de rétention, et de la procédure de détection

  1. Procédure de marquage externe
    1. Recueillir les insectes d'intérêt (n ≈ 100individus) à partir d'une colonie de laboratoire ou sur le terrain et le lieu dans deux récipients en matière plastique de 1,0 L avec un trou de 2,5 cm de diamètre percé de chaque côté du récipient.
    2. Vaporiser les insectes dans le premier récipient avec 1,0 ml de dH 2 O (traitement témoin négatif) en utilisant un nébuliseur médical. Vaporiser les insectes dans le second récipient avec 1,0 ml d'une solution à 5,0% de blancs d'oeuf de poule en utilisant un nébuliseur médical.
    3. Fixer le tuyau du nébuliseur à une prise d'air de laboratoire standard et insérez ensuite la bouche du nébuliseur dans le trou de 2,5 cm du conteneur. Ensuite, tournez sur la sortie d'air progressivement jusqu'à ce que le nébuliseur produit une vapeur.
    4. Continuer la pulvérisation (marquage) jusqu'à ce que la solution de blancs d'oeufs a été distribuée (env. 2-5 min).
    5. Retirer le nébuliseur et placer un bouchon dans l'orifice du récipient en plastique. Permettre aux insectes de se tenir à la température ambiante jusqu'à ce que la solution ait complètement séché.
  2. Marque extérieure rétention procédure
    1. Placez chaque traitement des insectes sec dans un récipient d'élevage propre et séparée pour éviter toute exposition à la marque.
    2. Ajouter nourriture et d'eau pour les récipients propres pour soutenir les insectes sur la durée de l'étude.
    3. Recueillir une cohorte (n = 20) des insectes de chaque traitement quotidien et congeler immédiatement à -20 ° C.
  3. Procédure ELISA indirect
    1. Placez les insectes congelés individuellement dans 1,6 ml microtubes et ajouter 1,0 ml de TBS.
    2. Faire tremper les échantillons pendant 1 heure sur un ensemble de agitation à 120 rpm.
    3. Ajouter témoins négatifs et positifs comme décrit dans l'étape 1.3.5.
    4. Après le trempage, la pipette une partie aliquote de 100 pi de chaque échantillon dans l'un des 80 puits d'échantillons désignés sur un nouveau puits plaque de 96 ELISA comme le montre la figure 1 Laisser les échantillons incuber pendant 1 heure à température ambiante (note:. Les microplaques peut aussi être O incubé / N à 4 ° C).
    5. Laver les puits trois fois avecPBS-Tween, puis ajouter 300 ul de solution saline tamponnée au phosphate contenant 1% d'albumine de sérum bovin (PBS-BSA) dans chaque puits.
    6. Après 30 min à température ambiante laver deux fois avec du PBS-Tween.
    7. Ajouter 50 ul d'anticorps de lapin anti-albumine d'oeuf anticorps primaire dilué 1: 8000 dans du PBS-BSA-Silwet (0,05%) dans chaque puits et incuber pendant 1 heure à température ambiante.
    8. Laver chaque puits trois fois avec du PBS-Tween, puis ajouter 50 ul d'anticorps de chèvre anti-IgG de lapin conjugué à la peroxydase de raifort dilué à 1: 2000 dans du PBS-BSA-Silwet (0,05%) pendant 1 heure à température ambiante.
    9. Laver chaque puits trois fois avec du PBS-Tween et ajouter 50 ul de substrat TMB à chaque puits.
    10. Après 10 minutes, lire les puits avec un spectrophotomètre de microplaque réglé à une longueur d'onde de 650 nm.

Analyse des données 3.

  1. Calculer la valeur moyenne de l'absorbance des 8 insectes de contrôle négatif sur chaque plaque ELISA puis calculer l'écart type sur la base des contrôles négatifs communs from toutes les plaques ELISA d'une étude donnée 12.
  2. Ajouter six fois l'écart-type commun à la moyenne obtenue pour chaque plaque ELISA pour obtenir une valeur de seuil positif ELISA. Tout échantillon insectes produisant une valeur d'absorbance égale ou supérieure à cette valeur est considérée comme positive pour la présence de la marque en protéines.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Marquage interne:

Les résultats de l'essai marque de rétention interne sont présentés dans la figure 2A. La valeur de seuil critique calculée ELISA était de 0,054. Dans l'ensemble (tous les quatre dates d'échantillons combinés), les insectes traités sans protéines ont donné des valeurs uniformément faibles ELISA (x = 0,038 ± 0,002, n = 80). Inversement, tous les insectes n...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

La procédure d'immuno-marquage des protéines arthropode a été décrite pour la première près d'un quart de siècle 9. Depuis lors, la procédure a été adaptée pour étudier les modes de dispersion d'une grande variété d'arthropodes en utilisant IgG / IgY fois interne et externe administrés. Ces protéines se sont avérées marqueurs fermes pour la grande variété d'espèces d'insectes testées jusqu'à présent. Cependant, comme mentionné ci-dessus, la principale limitation à l'utilisation...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

La mention de marques de commerce ou de produits commerciaux dans la présente publication est uniquement dans le but de fournir des informations spécifiques et ne signifie pas qu'ils sont approuvés par le ministère américain de l'Agriculture. L'USDA est un fournisseur de l'égalité des chances et de l'employeur.

Remerciements

Le financement a été fourni par l'USDA CRIS 5347-22620-021-00D et, en partie, par l'Agriculture and Food Research Initiative concurrentiel Subvention pas. 2011-67009-30141 de l'Institut national de l'alimentation et de l'agriculture USDA. Nous sommes reconnaissants de l'appui technique de Johanna Nassif. Nous remercions également Paul Baker, David Horton, Diego Nieto, et Frances Sivakoff pour fournir certains des images utilisées dans la figure 3.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Conteneur de stockage de nourriture (pour l’élevage d’insectes)Rubbermaid/TupperwareDifférentes taillesDivers fabricants et fournisseurs. Le tissu en maille est collé dans une fenêtre
Nébuliseur de petit volume (Micro Mist)Teleflex-Hudson RCI1881Disponible en ligne et dans les magasins de fournitures médicales. D’autres marques fonctionneront également.
Tubes de microcentrifugation, 1,6 ml avec capuchonContinental Lab Products4445.XN’importe quel type similaire fera l’affaire. Nous préférons les marques qui ont des couvercles faciles à ouvrir.
Boîte de rangement en polystyrène pour tubes de microcentrifugation (grille 5x20)RPI Corp.145746Ce design est agréable car il n’encombre pas les tubes.
Distributeur, répétiteurEppendorf4982000322Tout ce qui est similaire aidera à accélérer la distribution.
Pilons, broyeurs de mouchoirs jetables en plastique, 1,5 mlKimble Chase749521-1500Disponible auprès de divers fournisseurs. Les pilons peuvent être nettoyés et autoclavés pour être réutilisés.
Plaques ELISA BD Falcon, 96 puits (fond plat)Pipette BD351172
Ovation, manuelle (20-200 & micro ; l)VistaLab1057-0200 ou 1070-0200Tout type similaire fonctionnera. Ce modèle est ergonomique.
Réservoirs, réactif stérileVistaLab4054-1000Tout ce qui est similaire fonctionnera.
Pipette électronique, 8 canaux (50-1 200 & micro ; l) (Biohit eLine)Sartorius730391Si vous deviez choisir un modèle électronique, cette taille est la plus utile.
Pipette électronique, 8 canaux (10-300 & micro ; l) (Biohit eLine)Sartorius730361Tout ce qui est similaire fonctionnera.
Collecteur, laveuse de plaques multipuits (8 positions, droite)Sigma-AldrichZ369802  ;Tout ce qui est similaire fonctionnera pour le lavage manuel des plaques.
Lecteur de microplaques avec détection d’absorbanceMolecular DevicesSpectraMax 250Tout ce qui est similaire fonctionnera.
Poulet IgG/IgYÉtats-Unis BiologiqueI1903-15RÉgalement disponible d’autres sources
Blancs d’œufsÉpicerie" Tous les Blancs », » Batteurs à œufs", etc.Mix 5 ml avec 95 ml dH2O pour solution à 5 %
Tris (base Trizma)Sigma-AldrichT15032,42 g/L pour faire TBS
Chlorure de sodium (NaCl)Sigma-AldrichS988829,22 g/L pour faire TBS et 8,0  ; g⁠ ;/⁠ ; L pour PBS
Phosphate de sodium dibasique (Na2HPO4)Sigma-AldrichS08761,14 g/L pour PBS
Phosphate de potassium monobasique (KH2PO4)Sigma-AldrichP56550,2 g/L pour PBS
Chlorure de potassium (KCl)Sigma-AldrichP95410,2 g/L pour PBS
Tween 20, Sigma-AldrichP1379Ajouter 0,5 ml par L au PBS après dissolution des sels.
PBS avec 1 % BSASigma-AldrichP3688Mix 1 sachet dans 1 L dH2O
Anticorps anti-IgY (molécule entière) de poulet produit chez le lapin (1:500)Sigma-AldrichC6409Mix 100 µ ; l dans 50 ml de
lait en poudre, en poudre ou frais TBS (1 %)EpicerieMix 10 g avec 1 L dH2O pour solution à 1 %
Anticorps anti-IgY de poulet (IgG) (molécule entière)-Peroxydase produit chez le lapin (1:10 000)Sigma-AldrichA9046Mix 100 µ ; l dans 1 L de lait 1 %
Anticorps anti-albumine d’œuf de poule produit chez le lapin (1:8 000)Sigma-AldrichC6534Dilué 125 µ ; l dans 1 L PBS-BSA
Conjugué IgG Peroxydase Chèvre Anti-Lapin (1:2 000)Sigma-AldrichA6154Diluer 0,5 ml dans 1 L PBS-BSA, puis ajouter 1,3  ; ml Silwet
Vac-In-Stuff (Silwet L-77) copolymère silicium-polyétherLehle SeedsVIS-01Ajouter comme dernier ingrédient
TMB Microwell Substrat de peroxydase à un composantSurModicsTMBW-1000-01
de qualité EIA

Références

  1. Hagler, J. R., Jackson, C. G. Methods for marking insects: Current techniques and future prospects. Annu. Rev. Entomol. 46, 511-543 (2001).
  2. Lavandero, B. I., Wratten, S. E., Hagler, J. R., Jervis, M. A. The need for effective marking and tracking techniques for monitoring the movements of insect predators and parasitoids. Int. J. Pest Manage. 50 (3), 147-151 (2004).
  3. Hagler, J. R., Jackson, C. G., Henneberry, T. J., Gould, J. Parasitoid mark-release-recapture techniques: II. Development and application of a protein marking technique for Eretmocerus spp., parasitoids of Bemisia argentifolii. Biocontrol Sci. Techn. 12 (6), 661-675 (2002).
  4. Blackmer, J. L., Hagler, J. R., Simmons, G. S., Henneberry, T. J. Dispersal of Homalodisca vitripennis (Homoptera: Cicadellidae) from a point release site in citrus. Environ. Entomol. 35 (6), 1617-1625 (2006).
  5. Swezey, S. L., Nieto, D. J., Hagler, J. R., Pickett, C. H., Bryer, J. A., Machtley, S. A. Dispersion, distribution and movement of Lygus.spp. (Hemiptera: Miridae) in trap-cropped strawberries. Environ. Entomol. 42 (4), 770-778 (2013).
  6. Hagler, J. R., Baker, P. B., Marchosky, R., Machtley, S. A., Bellamy, D. E. Methods to mark termites with protein for mark-release-recapture and mark-capture studies. Insect. Soc. 56 (2), 213-220 (2009).
  7. Baker, P. B., et al. Utilizing rabbit immunoglobulin G protein for mark-capture studies on the desert subterranean termite, Heterotermes aureus (Synder). Insect. Soc. 57 (2), 147-155 (2010).
  8. Hagler, J. R., Mueller, S., Teuber, L. R., Machtley, S. A., Van Deynze, A. Foraging range of honey bees, Apis mellifera, in alfalfa seed production fields. J. Insect Sci. 11 (1), 1-12 (2011).
  9. Hagler, J. R., Cohen, A. C., Bradley-Dunlop, D., Enriquez, F. J. A new approach to mark insects for feeding and dispersal studies. Environ. Entomol. 21 (1), 20-25 (1992).
  10. Hagler, J. R. Field retention of a novel mark-release-recapture method. Environ. Entomol. 26 (5), 1079-1086 (1997).
  11. Jones, V. P., Hagler, J. R., Brunner, J., Baker, C., Wilburn, T. An inexpensive immunomarking technique for studying movement patterns of naturally occurring insect populations. Environ. Entomol. 35 (4), 827-836 (2006).
  12. Sivakoff, F. S., Rosenheim, J. A., Hagler, J. R. Threshold choice and the analysis of protein marking data in long-distance dispersal studies. Methods Ecol. Evol. 2 (1), 77-85 (2011).
  13. Hagler, J. R., Jackson, C. G. An immunomarking technique for labeling minute parasitoids. Environ. Entomol. 27 (4), 1010-1016 (1998).
  14. Janke, J., et al. Serological marking of Pnigalio agraules (Hymenoptera: Eulophidae) for field dispersal studies. J. Pest Sci. 82 (1), 47-53 (2009).
  15. DeGrandi-Hoffman, G., Hagler, J. R. The flow of incoming nectar through a honey bee (Apis mellifera L.) colony as revealed by a protein marker. Insect. Soc. 47 (4), 302-306 (2000).
  16. Peck, S. L., McQuate, G. T. Ecological aspects of Bactrocera latifrons (Diptera: Tephritidae) on Maui, Hawaii: Movement and host preference. Environ. Entomol. 33 (6), 1722-1731 (2004).
  17. Hagler, J. R., Durand, C. M. A new method for immunologically marking prey and its use in predation studies. Entomophaga. 39 (3), 257-265 (1994).
  18. Hagler, J. R. An immunological approach to quantify consumption of protein-tagged Lygus hesperus by the entire cotton predator assemblage. Biol. Control. 58 (3), 337-345 (2011).
  19. Fournier, V., Hagler, J. R., Daane, K., de Leòn, J., Groves, R. Identifying the predator complex of Homalodisca vitripennis (Hemiptera: Cicadellidae): A comparative study of the efficacy of an ELISA and PCR gut content assay. Oecologia. 157 (4), 629-640 (2008).
  20. Hagler, J. R. Development of an immunological technique for identifying multiple predator--prey interactions in a complex arthropod assemblage. Ann. Appl. Biol. 149 (2), 153-165 (2006).
  21. Mansfield, S., Hagler, J. R., Whitehouse, M. A comparative study of the efficiency of a pest-specific and prey-marking ELISA for detection of predation. Entomol. Exp. Appl. 127 (3), 199-206 (2008).
  22. Buczkowski, G., Wang, C., Bennett, G. Immunomarking reveals food flow and feeding relationships in the eastern subterranean termite, Reticulitermes flavipes (Kollar). Environ. Entomol. 36 (1), 173-182 (2007).
  23. Lundgren, J. G., Saska, P., Honĕk, A. Molecular approach to describing a seed-based food web: The post-dispersal granivore community of an invasive plant. Ecol. Evol. 3 (6), 1642-1652 (2013).
  24. Kelly, J. L., Hagler, J. R., Kaplan, I. Semiochemical lures reduce emigration and enhance pest control services in open-field augmentation. Biol. Control. 71, 70-77 (2014).
  25. Zilnik, G., Hagler, J. R. An immunological approach to distinguish arthropod viviphagy from necrophagy. BioControl. 58 (6), 807-814 (2013).
  26. Irvin, N. A., Hagler, J. R., Hoddle, M. S. Laboratory investigation of triple marking the parasitoid, Gonatocerus ashmeadi (Hymenoptera: Mymaridae) with a fluorescent dye and two animal proteins. Entomol. Exp. App. 143 (1), 1-12 (2011).
  27. Hagler, J. R., Mueller, S., Teuber, L. R., Van Deynze, A., Martin, J. A method for distinctly marking honey bees, Apis mellifera, originating from multiple apiary locations. J. Insect Sci. 11 (143), 1-14 (2011).
  28. Peck, G. W., Ferguson, H. J., Jones, V. P., O'Neal, S. D., Walsh, D. B. Use of a highly sensitive immunomarking system to characterize face fly (Diptera: Muscidae) dispersal from cow pats. Environ. Entomol. 43 (1), 116-122 (2014).
  29. Boina, D. R., Meyer, W. L., Onagbola, E. O., Stelinski, L. L. Quantifying dispersal of Diaphorina citri (Hemiptera: Psyllidae) by immunomarking and potential impact of unmanaged groves on commercial citrus management. Environ. Entomol. 38 (4), 1250-1258 (2009).
  30. Lewis-Rosenblum, H., Tawari, X. M. S., Stelinski, L. L. Seasonal movement patterns and long-range dispersal of Asian citrus phyllid in Florida citrus. J. Econ. Entomol. 108 (1), 3-10 (2015).
  31. Krugner, R., Hagler, J. R., Groves, R. L., Sisterson, M. S., Morse, J. G., Johnson, M. W. Plant water stress effects on the net dispersal rate of the insect vector, Homalodisca vitripennis (Germar) (Hemiptera: Cicadellidae), and movement of its egg parasitoid, Gonatocerus ashmeadi Girault (Hymenoptera: Mymaridae). Environ. Entomol. 41 (6), 1279-1289 (2012).
  32. Klick, J., et al. Distribution and activity of Drosophila suzukii in cultivated raspberry and surrounding vegetation. Entomol. Exp. App. , (2015).
  33. Basoalto, K., Miranda, M., Knight, A. L., Fuentes-Contreras, E. Landscape analysis of adult codling moth (Lepidoptera: Tortricidae) distribution and dispersal within typical agroecosystems dominated by apple production in Central Chile. Environ. Entomol. 39 (5), 1399-1408 (2010).
  34. Horton, D. R., Jones, V. P., Unruh, T. R. Use of a new immunomarking method to assess movement by generalist predators between a cover crop and tree canopy in a pear orchard. Amer. Entomol. 55 (1), 49-56 (2009).
  35. Swezey, S. L., Nieto, D. J., Pickett, C. H., Hagler, J. R., Bryer, J. A., Machtley, S. A. Spatial density and movement of the Lygus spp. parasitoid Peristenus relictus (Hymenoptera: Braconidae) in organic strawberries with alfalfa trap crops. Environ. Entomol. 43 (2), 363-369 (2014).
  36. Sivakoff, F. S., Rosenheim, J. A., Hagler, J. R. Relative dispersal ability of a key agricultural pest and its predators in an annual agroecosystem. Biol. Control. 63 (3), 296-303 (2012).
  37. Slosky, L. M., Hoffmann, E. J., Hagler, J. R. A comparative study of the retention and lethality of the first and second generation arthropod protein markers. Entomol. Exp. App. 144 (2), 165-171 (2012).
  38. Hagler, J. R., Machtley, S. A., Blackmer, F. A potential contamination error associated with insect protein mark-capture data. Entomol. Exp. App. 154 (1), 28-34 (2015).
  39. Hagler, J. R., Jones, V. P. A protein-based approach to mark arthropods for mark-capture type research. Entomol. Exp. App. 135 (2), 177-192 (2010).
  40. Hagler, J. R., Naranjo, S. E., Machtley, S. A., Blackmer, F. Development of a standardized protein immunomarking protocol for insect mark-capture dispersal research. J. Appl. Entomol. 138 (10), 772-782 (2014).
  41. Hagler, J. R. Variation in the efficacy of several predator gut content immunoassays. Biol. Control. 12 (1), 25-32 (1998).
  42. Clark, M. F., Adams, A. N. Characteristics of microplate method of enzyme-linked immunosorbent assay for the detection of plant viruses. J. Gen. Virol. 34 (3), 475-483 (1977).
  43. Crowther, J. R. The ELISA guidebook. , Humana Press. Totowa, NJ. (2001).
  44. Stimmann, M. W. Marking insects with rubidium: Imported cabbageworm marked in the field. Environ. Entomol. 3 (2), 327-328 (1974).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Mots-clés

Marquage prot iquedispersion des insectesd tection par ELISAmarquage internemarquage externeIgY de pouletblanc d ufELISA en sandwichELISA indirectn buliseur m dical
Administrer et détecter des marques de protéines sur les arthropodes pour la dispersion de la recherche
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.