Administration transartérielle de virus oncolytiques pour locorégionale thérapie de Orthotopique HCC chez le rat

Résumé

Des virothérapies oncolytiques sont en cours de développement en tant que nouvelles thérapies pour le traitement du carcinome hépatocellulaire (CHC). Nous décrivons ici une méthode de thérapie locorégionale du CHC par l’administration artérielle hépatique du virus oncolytique.

Résumé

Le carcinome hépatocellulaire (CHC) est une maladie dont les options de traitement sont limitées et dont le pronostic est sombre. Ces dernières années, les virothérapies oncolytiques se sont avérées être des outils potentiellement puissants pour lutter contre la malignité. En raison de la double irrigation sanguine unique dans le foie, il est possible d’appliquer des thérapies localement aux tumeurs hépatiques orthotopiques, qui sont principalement alimentées par le flux sanguin artériel. Nous avons précédemment démontré que l’administration artérielle hépatique de virus oncolytiques entraîne une efficacité de transduction sûre et efficace des lésions multifocales du CHC, entraînant une prolongation significative de la survie chez les rats immunocompétents. Cette procédure imite étroitement l’application de l’embolisation transartérielle chez les patients, qui est le soin palliatif standard fourni à de nombreux patients atteints de CHC. La capacité d’administrer des thérapies tumorales par l’artère hépatique chez le rat permet d’obtenir un modèle préclinique très sophistiqué pour évaluer de nouveaux vecteurs viraux en cours de développement. Nous décrivons ici le protocole détaillé de microdissection de l’artère hépatique pour la perfusion de vecteurs viraux oncolytiques pour traiter le CHC orthotopique.

Introduction

Le carcinome hépatocellulaire (HCC) est le cinquième cancer le plus répandu dans le monde entier, et la troisième principale cause de décès lié au cancer, ce qui en fait un problème de santé important ^1,2. Pour les patients qui ne sont pas admissibles pour la résection de la tumeur, ou ceux qui attendent une transplantation du foie, la thérapie locorégionale impliquant embolisation transarterial (TAE) ou chimioembolisation transarterial (TACE) sont appliquées en soins palliatifs norme ^3,4. Ces thérapies exploitent la caractéristique unique de double alimentation de sang dans le foie par lequel les tumeurs sont nourris presque exclusivement par débit sanguin hépatique artérielle, tandis que le foie environnante reçoit la majorité de son approvisionnement en sang de la veine ^5,6.

En raison des efficacités très limitées de thérapies établies pour HCC, les virus oncolytiques ont émergé comme thérapeutiques alternatives prometteuses. JX-594, récemment rebaptisé Pexa-Vec, est un vecteur de la vaccine kinase supprimé thymidine, armés de granulocytes-macrophage facteur de stimulation des colonies (GM-CSF), qui a terminé la phase II des essais cliniques pour le HCC ^7. Plus récemment, un vecteur recombinant vésiculaire virus de la stomatite (VSV) exprimant l'interféron-bêta humain est entré dans une phase I d'essai clinique pour sorafenib réfractaire HCC (NCT01628640). En tant que virus oncolytiques à se rapprocher d'obtenir l'approbation pour une application clinique pour le HCC chez les patients, la nécessité d'une voie d'administration efficace pour cibler la maladie multifocale est évidente. Bien que l'administration systémique est largement inefficace en raison de la transduction de la tumeur inefficace, applications intratumoral pourraient limiter l'efficacité de la thérapie à la tumeur injectée, laissant des lésions microscopiques uninjectable sensibles à la progression de la maladie.

Nous avons établi un procédé d'isolement de l'artère hépatique chez le rat pour administrer la thérapie de virus oncolytique de façon locorégionale de cibler HCC orthotopique. Nous avons démontré que cette voie d'administration des résultats dans sûr et efficave transduction des nodules de CHC multifocales, ce qui entraîne une prolongation significative de la survie chez les rats immunocompétents ^8-10. Ici, nous décrivons la méthode d'accès, à disséquer et à injecter dans l'artère hépatique chez le rat. Un schéma de la procédure est illustrée à la figure 1 (déjà publié ⁹⁾

Protocole

Remarque: Les étapes suivantes ont été réalisées en conformité avec les lignes directrices de notre institution et le gouvernement local de la Bavière, en Allemagne. Toutes les tentatives pour reproduire ce protocole doivent être faites dans le respect des directives locales concernant le traitement humain des animaux, comme dicté par les soins des animaux locaux et comité d'utilisation. Par exemple, de nombreux instituts exigent que des gants stériles sont portés pendant la chirurgie des rongeurs. En outre, le travail avec des virus doit être effectuée conformément aux réglementations locales, en prenant soin de la sécurité personnelle et environnementale. Des précautions doivent être prises pour éliminer correctement les déchets contaminés et nettoyer les instruments et espace de travail (c. -à- par autoclavage et le nettoyage avec un désinfectant antiviral approprié selon les instructions du fabricant).

1. Préparatifs avant la chirurgie Commençant

1. Stériliser les instruments chirurgicaux (ie, par autoclavage).
2. On dilue le virus à approprla concentration iate, qui variera en fonction de la toxicité du virus spécifique utilisé et de la sensibilité de la souche de rat.
   Note: Par exemple, quand on utilise le virus de la stomatite vésiculaire chez les rats Buffalo, on injecte généralement de 10 ⁷ pfu dans un volume de 1 ml, ce qui correspond à la dose maximale tolérée dans ce modèle.
   1. Préremplir le virus (en utilisant une technique aseptique) dans 1 ml de seringues, et joindre les 30 G aiguilles, en prenant soin d'éliminer l'air de la seringue et l'aiguille.
3. Préparer l'espace chirurgical avec tous les matériaux et l'équipement nécessaires, et pulvériser la zone avec de l'éthanol pour désinfecter. Remplir un petit récipient avec une solution saline stérile (NaCl à 0,9%) pour humidifier compresses de gaze et applicateurs de coton-tige.

2. Préparation du Rat

1. Administrer un analgésique (comme spécifié par le comité de protection des animaux et l'utilisation locale), à ​​la dose appropriée 30 min avant le début de l'intervention chirurgicale. Par exemple,administrer une dose élevée de metamizole (100-200 mg / kg).
2. Anesthésier le rat par inhalation (isoflurane) ou par injection ( par exemple, un mélange de médétomidine (0,15 mg / kg), midazolam (2 mg / kg) et de fentanyl (0,005 mg / kg), également connu sous le nom MMF) l' anesthésie. Administrer isolflurane à travers un vaporisateur à 1-3% et ajuster si nécessaire pour maintenir la respiration normale et la fréquence cardiaque.
   1. Avant de continuer, assurez-vous que le rat est complètement sous sédation et incapable de ressentir la douleur en pinçant le coussinet plantaire et en observant une réaction.
   2. Appliquer une pommade vétérinaire oculaire pour prévenir la sécheresse pendant l'anesthésie.
3. Rasez la zone abdominale du sternum vers le bas juste au-dessus des organes génitaux à l'aide d'une petite tondeuse à cheveux vétérinaire. Prenez soin de réaliser un rasage de près sans blesser la peau.
4. Fixer le rat au lit chirurgicale en utilisant du ruban sur le membres antérieurs et postérieurs, et, si vous utilisez l'anesthésie par inhalation, placer le museau dans un cône de nez de taille appropriée. Placez un coussin chauffantsous le rat pour maintenir la température corporelle. Désinfecter la zone abdominale à l'aide d'un désinfectant de qualité chirurgicale, suivie d'un rinçage à l'alcool et à l'application d'une peinture antiseptique.

3. laparotomie

1. En utilisant un petit scalpel courbe, par exemple # 15, une petite incision verticale dans la couche de peau directement le long de la ligne médiane. Prolongez l'incision jusqu'à le processus xiphoïde. Ensuite, inciser la couche musculaire en soulevant doucement avec une paire de pinces Adson pour faire une incision de scalpel, puis étendre l'incision jusqu'au processus xiphoïde avec des ciseaux chirurgicaux. Prenez soin de ne pas percer les organes de la cavité abdominale ou endommager les petits vaisseaux de chaque côté du processus xiphoïde.
2. Placer un écarteur sur l'abdomen pour répandre le muscle et la peau et d'exposer l'ensemble de la région abdominale.
3. Humidifiez deux 7,5 x 7,5 cm ² tampons de gaze avec du sérum physiologique stérile et répandre un à travers le haut de la chirurgieet une ouverture à travers le fond, comme représenté sur la figure 2A.

4. Isolement de l'artère hépatique

1. En utilisant deux tampons applicateurs de coton humidifiés humidifiés avec du sérum physiologique stérile, soulevez doucement les intestins et caecum hors de la cavité abdominale, et les placer sur le tampon de gaze inférieure. Pliez la gaze sur de garder les organes humide et de les tenir à l'écart.
2. En utilisant deux humidifiés tampons de coton applicateurs, soulevez doucement le lobe du foie latéral gauche, qui sera le lobe le plus prédominant en vue à ce stade. Retournez le lobe vers le haut, et, en utilisant une petite paire de ciseaux à ressort, couper à travers la membrane fibreuse sur la face inférieure du lobe, permettant le lobe d'être complètement basculé vers le haut et se reposer sur le dessus du tampon de gaze placé précédemment. Pliez le tampon de gaze sur le lobe de le maintenir en place.
3. Continuer avec le lobe suivant (le caudé antérieur), qui est maintenant le lobe plus antérieur en vue. Avec ee l'aide d'un microscope à dissection et une pince fine, disséquer la fine membrane entourant le lobe afin de le libérer et lui permettre d'être librement basculé vers le haut. Placez le lobe sous le tampon de gaze avec le lobe latéral gauche.
4. Observer le lobe caudé postérieur, qui va maintenant être visible. Répétez l'étape 4.3 de disséquer complètement le caudé lobe postérieur et retourner vers le haut et à l'intérieur de la gaze avec les lobes du foie placés précédemment.
5. Juste en dessous de la position d'origine du lobe caudé, trouver l'artère hépatique commune, qui va maintenant être visible et facilement reconnaissable par sa forte pulsation. Après l'artère vers la droite anatomique, observer la matière membraneuse épaisse obscurcit les artères hépatiques gastroduodénaux et appropriées de la vue. En utilisant une pince fine, soulever ce matériel et déchirer doucement, en prenant soin d'éviter les petits vaisseaux dans ce domaine. Utiliser des écouvillons de coton applicateurs pour arrêter tout saignement qui pourrait se produire.
   1. Localisez la unerterial branches, qui sont bien visibles à l'aide d'un microscope à dissection lorsque les membranes sont correctement disséqués.
6. L' utilisation de deux fines pinces atraumatiques, disséquer soigneusement l'artère hépatique commune, artère gastro - duodénale, et l'artère hépatique propre tels qu'ils sont libérés des membranes entourant (figure 2B).

5. Préparation de l'artère pour injection

1. Passez une Prolene suture 7-0 sous l'artère gastro - duodénale, et utiliser une aiguille porte micro-attacher une ligature permanente à l'extrémité distale, juste au- dessus de la bifurcation (voir la figure 1 pour un placement correct). Permettre à environ 2 pouces de matériau de suture restant sur ​​les extrémités et les serrer avec un porte-aiguille pour tirer l'artère enseignée, comme sur la figure 2C.
2. Placer une petite pince sur l'artère hépatique commune pour bloquer temporairement le flux sanguin (figure 2C).
   Note: Ceci est important pour prévenir une hémorragie massive, une fois que l'aiguille est retirée de l'artère. En outre, le blocage du flux sanguin artériel permettra une lente administration virale et une meilleure efficacité de transduction.
   1. Important: Travaillez rapidement pour limiter la quantité de temps que le flux sanguin est arrêté - effectuer l'injection et la ligature ultérieure de l'artère à 5 min de serrage de l'artère hépatique commune.
3. Si cela est possible, d'augmenter le grossissement du microscope à dissection, de telle sorte que l'artère gastroduodénale est mise au point précise et semble assez grand pour insérer avec précision l'aiguille G 30. Placer l'aiguille de la seringue d'injection dans la lumière de l'artère gastroduodénale et pousser doucement sur le piston.
   Remarque: Le positionnement correct de l'aiguille se traduira par la solution injectée coule directement dans l'artère hépatique propre et vers le foie.
   1. Effectuer l'injection très lentement pour maximiser l'efficacité de transduction.
4. Une fois que le volume d'injection entier a été administrée, se rétracte lentement l'aiguille de l'artère.
   Note: Il devrait y avoir aucun saignement à partir du site d'injection. Dans le cas où le saignement ne se produit, cela signifie que la pince ne sont pas correctement placé et doit être ajustée rapidement.

6. clôture

1. Passez une seconde 7-0 Prolene suture sous l'artère gastro-duodénale, et attacher une deuxième ligature permanente au-dessus du site d'injection.
2. Retirer la pince de l'artère hépatique commune. Assurez-vous que le flux sanguin dans l'artère hépatique propre vers le foie a été restauré.
   1. Couper les extrémités libres des ligatures.
3. Vérifiez qu'il n'y a pas de saignement avant de retourner les intestins et le foie dans la cavité abdominale. Veillez à ce que l'appendice est retourné dans son orientation d'origine.
4. Suturer le muscle et la peau dans des couches séparées à l'aide du matériel de suture 4-0 Vicryl avec une aiguille courbe. Lieu continuous sutures environ 1 mm de distance et tirez fermement.
   1. Pendant la phase de formation de sutures, d'administrer un analgésique tel que la buprénorphine (0,05 mg / kg).
5. Retirer le rat de l'anesthésie. Si isoflurane a été utilisé, le rat doit reprendre conscience en quelques minutes. Si le MMF a été utilisé comme une anesthésie injectable, antagoniser avec une injection sous-cutanée d'atipamézole (0,75 mg / kg), le flumazénil (0,2 mg / kg) et de la naloxone (9,12 mg / kg), ce qui inverse les effets de l'anesthésie et permettre aux animaux de retrouver la conscience dans les 20 min. Gardez rats chauds avec une lampe chauffante à infrarouge pendant la phase de réveil initiale.
   1. Ne pas laisser un animal sans surveillance jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale.
   2. Ne retournez pas un animal qui a subi une intervention chirurgicale à la compagnie d'autres animaux jusqu'à guérison complète.
6. Surveiller les rats post-opératoire pour les signes pathologiques de détresse, et le suiviavec des analgésiques comme l'exige le comité de protection des animaux et l'utilisation locale. Par exemple, la buprénorphine peut être administré à 0,05 mg / kg toutes les 12 heures.

Résultats

Avec l'expérience, un taux de réussite de près de 100% (ce qui signifie que l'artère a été disséqué avec succès et injecté, et l'animal a survécu à la chirurgie) peut être atteint. Cependant, l'état de santé du rat avant la chirurgie (degré de charge de la tumeur, la fonction hépatique sous - jacente, etc.) sera évidemment jouer un rôle dans le résultat de l'intervention chirurgicale. Après la chirurgie, les rats peuvent être attendus à une perte de poids tra...

Discussion

Bien que l’injection intratumorale directe soit sans aucun doute la méthode la plus simple pour obtenir une transduction tumorale efficace d’un seul nodule tumoral, la perfusion artérielle hépatique représente une voie d’administration idéale pour cibler le CHC orthotopique multifocal. Cette méthode s’est avérée à la fois sûre et efficace pour traiter le CHC chez les rats immunocompétents avec des virus oncolytiques. De plus, étant donné que les patients atteints de CHC sont systématiquement traités par application tra...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Tondeuse vétérinaire	Aesculap	GT415	Petite tondeuse sans fil idéale pour enlever la fourrure de la zone chirurgicale
Stéréomicroscope	Zeiss	Stemi SV6
30 G Aiguilles	Braun	4656300	30 G x ½ ; "
Seringues de 1 ml	Braun	9161406V	Seringue à tuberculine
Scalpel jetable	Feather	2975#15	15 lame
Ciseaux chirurgicaux standard	Fine Science Tools	14001-13  ;	Tranchant/émoussé, pour ouvrir la peau et les muscles
Pince Adson	Fine Science Tools	1101-12	Avec dents, pour saisir la peau et les muscles
Écarteur Alm Fine	Science Tools	17008-07	Avec dents émoussées, pour ouvrir la cavité abdominale pendant l’opération
Tampons de gaze	Lohmann & Rauscher	18504	7,5 cm x 7,5 cm, doit être autoclavé avant utilisation
Coton-tige	Lohmann & Rauscher	11970	Stérile
Foreceps à pointe fine	Outils de science	fine 11063-07	0,4 mm, pointe coudée, pour la dissection de l’artère hépatique
Ciseaux à ressort Vannas	Outils de science fine	91500-09	Pour la coupe délicate
Porte-aiguille	Fine Science Tools	12076-12	Pour la ligature de l’artère gastroduodénale
Porte-aiguille	Fine Science Tools	12005-15	Mâchoires en carbure de tungstène
7-0 Sutures en prolène	Ethicon	8648H	Suture en polypropylène avec aiguille incurvée, pour la ligature de l’artère gastroduodénale
4-0 Sutures en vicryl	Ethicon	V3040H	Avec aiguille incurvée Lampe
chauffante infrarouge	Beurer	IL11	Pour le maintien de la température corporelle en post-opératoire

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