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Hétérotopique rénale Autotransplantation dans un modèle porcin: Un protocole Step-by-Step

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DOI :

10.3791/53765

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21 février 2016

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1Multi Organ Transplant Program, Department of Surgery, Toronto General Hospital, 2Division of Nephrology, The Hospital for Sick Children, 3Programa de Doctorat en Medicina, La Universitat Autónoma de Barcelona, 4Laboratory Medicine and Pathobiology, Toronto General Hospital, 5Department of Medicine, Toronto General Hospital, 6Departments of Surgery (Urology) & Physiology, Developmental & Stem Cell Biology, The Hospital for Sick Children

Dans cet article

Résumé

Les modèles porcins de transplantation d’organes fournissent une plate-forme importante pour étudier les mécanismes de conservation des organes. Cet article décrit un modèle hétérotopique d’autotransplantation rénale porcine, qui permet d’étudier de nouvelles approches pour améliorer le résultat de la transplantation à l’aide de greffes de rein marginales.

Résumé

La transplantation rénale est le traitement de choix pour les patients atteints d’insuffisance rénale terminale. Il offre une meilleure espérance de vie et une meilleure qualité de vie par rapport à la dialyse. Bien que les dernières décennies aient vu des améliorations majeures dans les résultats des patients après une transplantation rénale, la pénurie croissante d’organes disponibles représente un grave problème dans le monde entier. Afin d’élargir le bassin de donneurs, les greffes de rein marginales prélevées sur des donneurs à critères étendus (ECD) ou données après une mort circulatoire (DCD) sont désormais acceptées pour la transplantation. Pour améliorer encore le pronostic postopératoire de ces greffons marginaux, la recherche doit se concentrer sur de nouvelles approches thérapeutiques telles que les techniques de conservation alternatives, l’immunomodulation, le transfert de gènes et l’administration de cellules souches.

Les études expérimentales sur des modèles animaux constituent la dernière étape avant que les techniques nouvellement développées puissent être traduites en pratique clinique. La transplantation rénale porcine est un excellent modèle de transplantation humaine et permet d’étudier de nouvelles approches. Le principal avantage du modèle porcin est sa similitude anatomique et physiologique avec le corps humain, ce qui facilite l’application rapide des nouvelles découvertes aux essais cliniques. Cet article propose un protocole chirurgical étape par étape pour un modèle d’autotransplantation et met en évidence les facteurs clés pour assurer le succès expérimental. Un logement pré et postopératoire adéquat, une anesthésie attentive et des techniques chirurgicales cohérentes entraînent des résultats postopératoires favorables. La résection du rein natif controlatéral offre la possibilité d’évaluer la fonction du greffon après la greffe. La mise en place de cathéters veineux et urinaires et l’utilisation de cages métaboliques permettent une évaluation plus détaillée. Pour les études de suivi à long terme et l’étude d’autres techniques de conservation du greffon, les modèles d’autotransplantation sont supérieurs aux modèles d’allotransplantation, car ils évitent le biais de confusion posé par le rejet et les médicaments immunosuppresseurs.

Introduction

La transplantation rénale est le traitement de choix pour les patients atteints d’insuffisance rénale terminale, en raison des taux de morbidité et de mortalité plus faibles associés par rapport à la dialyse 1-3. Malgré des améliorations majeures des résultats pour les patients après une transplantation rénale, la pénurie de greffons reste un défi majeur dans le monde entier. Le nombre de patients en attente d’une greffe de rein dépasse de loin le nombre d’organes disponibles 4 à 6. Afin d’augmenter le nombre de reins disponibles pour la transplantation et de réduire les temps d’attente des patients, d’autres sources de greffes rénales sont nécessaires.

Généralement, on utilise des greffons de rein de donneur à critères standard (SCD) et de donneur à critères étendus (ECD) issus d’un don après mort cérébrale (DBD) ainsi que des reins récupérés à partir de donneurs vivants (LDKT). Depuis les années 1990, un nombre croissant de greffons rénaux ont été récupérés dans le cadre d’un scénario de don après mort circulatoire (DCD), afin d’élargir encore le bassin de donneurs 7,8. Cependant, les greffes de rein DCD et ECD présentent des résultats acceptables mais moins probables après la transplantation, en fonction de différents facteurs, tels que l’âge du donneur, les temps d’ischémie chaude et froide et la technique de conservation utilisée 9-11. Ainsi, des recherches supplémentaires sont nécessaires pour améliorer les résultats des patients recevant des greffes rénales marginales et pour augmenter encore le nombre de donneurs.

Le modèle porcin de transplantation rénale est bien établi et fournit un scénario clinique important pour étudier des approches innovantes pour l’amélioration des résultats marginaux de la greffe de rein. Contrairement aux reins de rongeurs et de chiens, qui sont unilobulaires, les reins porcins et humains sont multilobulaires et anatomiquement similaires, en particulier en ce qui concerne les systèmes de collecte artérielle, veineuse et urinaire 12,13. De plus, les reins porcins et humains présentent des similitudes dans la physiopathologie des lésions d’ischémie-reperfusion (IRI), la biochimie et les paramètres immunologiques 14. Ainsi, la transplantation rénale porcine est bien adaptée pour étudier de nouvelles méthodes de préservation d’organes pour les greffes rénales marginales 15-17, modéliser l’IRI humain 18, étudier les voies immunologiques et la tolérance aux allogreffes 19, fournir une formation chirurgicale 20-22, tester de nouvelles thérapies pharmacologiques 23, mettre en œuvre de nouveaux dispositifs médicaux et étudier de nouveaux mécanismes immunologiques dans la xénotransplantation 24-26.

Les contextes de transplantation rénale, porcine et humaine ne sont pas complètement analogues. Cet article se concentre sur les détails techniques importants qui faciliteront la mise en place réussie d’un modèle d’autotransplantation rénale. L’hébergement pré et postopératoire adapté à l’espèce, l’administration d’une anesthésie avec surveillance étroite et les techniques chirurgicales appariées sont décrits dans le protocole et démontrés dans la vidéo. La résection du rein natif controlatéral offre la possibilité d’évaluer la fonction du rein transplanté. La mise en place de cathéters veineux et urinaires et l’utilisation de cages métaboliques permettent une évaluation plus approfondie. Pour les études visant à étudier les méthodes alternatives de conservation du greffon et les mécanismes de l’IRI, les modèles d’autotransplantation sont supérieurs aux modèles d’allotransplantation, car ils évitent les complications et les biais confondants associés au rejet et à l’utilisation de médicaments immunosuppresseurs.

Protocole

Tous les animaux ont reçu des soins humains et de toutes les études que nous avons menées en conformité avec les politiques et les lignes directrices du Conseil canadien de protection des animaux. Toutes les procédures ont été réalisées dans l'utilisation des animaux protocoles qui ont été approuvés par le Réseau de santé Comité de protection des animaux dans les institutions de l'Université.

Remarque: Un aperçu schématique du protocole de l'étude est présentée dans la figure 1.

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Figure 1. protocole de l'étude. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

1. Les animaux

  1. Utilisez masculins porcs Yorkshire (30 kg) dans ce protocole.

2. rein greffé Retrieval

  1. procédure préopératoire
    1. Maison mâle Yorkshire porcs dans un centre de recherche pour au moins une semaine pour les acclimater. Utilisez injection intramusculaire d'une céphalosporine de troisième génération, tels que ceftiofur, pendant 3 jours afin de réduire le risque potentiel d'infections par Streptococcus suis et Salmonella. Jeûner les porcs pendant au moins 6 heures avant l'induction de l'anesthésie pour éviter l'aspiration.
    2. Initier anesthésie du cochon par une injection intramusculaire de kétamine (20 mg / kg), l'atropine (0,04 mg / kg), et de midazolam (0,3 mg / kg). Par la suite, le transport de l'animal à partir de l'installation du logement à la salle d'opération (OR).
    3. Placer le porc dans une position couchée sur le dos sur la table d'opération. Laisser le cochon de respirer 2 L d'oxygène avec 5% d'isoflurane spontanément. Exposer les cordes vocales avec un laryngoscope et les pulvériser avec 2% de lidocaïne solution topique pour prévenir laryngospasme induite intubation. Après l'intubation avec un tube de 6,5 mm, bloquer le brassard avec 3-5 ml d'air.
      Remarque: Capnométrie confirme la bonne position du tube trachéal.
    4. Diminuer le gaz isoflurane à 2,5%. Régler le ventilateur de 14 à 16 respirations / min et le volume courant de 10 à 15 ml / kg de poids corporel. Suivre de près le cochon. La fréquence cardiaque et la saturation en oxygène sont enregistrées par oxymétrie de pouls. Confirmez anesthésie appropriée par la fréquence cardiaque réduite (en dessous de 150 battements / min) et la pression artérielle (systolique en dessous des valeurs de 100 mm Hg) ainsi que l'absence de mouvements de porcins (pas d'utilisation de relaxants musculaires).
    5. Dans des conditions stériles, introduire un 9,5 Fr. lumière unique cathéter permanent dans la veine jugulaire interne en utilisant la technique Seldinger 27. En bref, utiliser une aiguille pour percer la veine. Après l'introduction du guide-fil, remplacer l'aiguille avec l'introducteur pelable, suivie du remplacement du fil avec le cathéter vasculaire. Fixer le cathéter à la peau en utilisant une soie 3-0 ou non résorbable monofilament suture.
      1. Administrer 500 mg de métronidazole, 1 g de céfazoline et 20 mg de pantoprazole. Un dministre 200 ml d'une solution lactate de Ringer à 5% de dextrose (D5W) et 1 ml de citrate de fentanyl par voie intraveineuse heures pendant toute la chirurgie. Appliquer une pommade ophtalmique vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.
  2. Opération chirurgicale
    1. Après la désinfection stérile et la couverture du champ opératoire, effectuer une incision médiane de 25 cm de longueur. Insérez un enrouleur. Couvrir grandes et petites entrailles avec une serviette et placez-les sur le côté gauche pour un accès optimal au rein droit.
    2. Libérer l'uretère et le rein droit lui-même de tous les tissus adhérents utilisant le cautère.
    3. Disséquer la veine rénale droite et l'artère en utilisant le cautère jusqu'à leur origine de la veine cave inférieure et l'aorte, respectivement, sont libres. Pour éviter un vasospasme artériel, l'administration de 30-65 mg de papavérine doit être envisagée.
    4. Après dissection complète rénale, cravate (soie, 3-0) et couper l'uretère distal. Preparea bol de glace et un sac d'organes stérile.
    5. Tout d'abord, serrer l'artère rénale à proximité de l'aorte et d'autre part, serrer la veine rénale à proximité de la veine cave à l'aide des pinces de vaisseau. Ensuite, réséquer la greffe de rein et cathétériser immédiatement l'artère rénale avec une canule de l'artère rénale. Utiliser 500 ml d'histidine-tryptophane-cétoglutarate (HTK) solution glacée pour débusquer le sang. Stocker le rein sur la glace jusqu'à la transplantation.
    6. In situ, fermer l'artère rénale restante avec une ligature (soie, 2-0) et la veine rénale avec un surjet (de prolene, 6-0).
    7. Après avoir vérifié la zone disséquée de saignement, fermer la paroi abdominale par un surjet (monofil, 1) et la peau avec une soie 3-0 ou non absorbable suture monofilament ..
  3. procédure postopératoire
    1. Fixer la voie sous-cutanée d'un cathéter veineux avec une suture (soie, 3-0) et le tunnel pour le dos du porc pour éviter la manipulation indésirable. Après avoir placé le cochon sujettes, sAVENIR (soie, 3-0) du cathéter fermement à la peau.
    2. Sevrer le porc du ventilateur et le laisser récupérer dans sa zone d'habitation après l'extubation. Administrer le lactate de Ringer par voie intraveineuse pour l'expansion de volume et administrer 0,3 mg de buprénorphine pour l'analgésie. Ne pas laisser un animal sans surveillance jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale.

3. rein greffé Transplantation

  1. procédure préopératoire
    1. Anesthésier le porc en utilisant une injection intraveineuse de propofol (1-2 mg / kg de poids corporel) suivie d'une perfusion continue de propofol à une vitesse de 50 à 100 mg / h. Re-intuber le porc comme décrit dans l'étape 2.1.3 et 2.1.4 et mettre le gaz isoflurane à 3-4%.
    2. Administrer 1 g de céfazoline et 20 mg de pantoprazole iv Pendant l'opération, utiliser le même protocole anesthésique tel que décrit au point 2.1.4.
    3. Après la désinfection stérile, faire une coupe de 4 cm à côté de la trachée. Disséquer le tissu pour exposer l'artère carotide. Passez forceps sur-Holt et une cravate en soie (2-0) autour de l'artère. En utilisant la technique de Seldinger pour introduire un cathéter en plastique pour mesurer en continu la pression artérielle tout au long de l'opération. En variante, des techniques de mesure de pression artérielle non invasive peuvent être utilisés.
  2. Opération chirurgicale
    1. Après la désinfection stérile, rouvrir la cavité abdominale en coupant les points de sutures de la peau et le fascia, réintroduire l'écarteur chirurgical pour exposer la cavité abdominale, et repositionner l'intestin vers le côté gauche pour permettre un meilleur accès aux navires-rénale.
    2. Transplanter la greffe rénale préservée fin à l'autre à la veine cave et de l'aorte sous-rénale. Par conséquent, disséquer la veine cave et l'aorte sur 5-8 cm au-dessus de la bifurcation iliaque utilisant micros et cautérisation. Si possible, ne pas déranger les vaisseaux lymphatiques; si pas possible, fermez-les avec 5-0 sutures prolène.
    3. Après avoir terminé la dissection, consultez for hémorragie et retirer restant tissus par les vaisseaux. Faire en sorte que le serrage complet de la veine cave et l'aorte avec une pince Satinsky est réalisable.
    4. Ensuite, la résection de la controlatéral (à gauche) rein. Pour ce faire, placez l'intestin vers la droite; disséquer l'uretère, le rein lui-même, la veine rénale et l'artère rénale à partir de tissu adhérent. Attachez l'uretère et les vaisseaux sanguins et la résection du rein. Vérifiez les saignements.
    5. Repositionner l'intestin vers la gauche pour exposer l'aorte et la veine cave. Injecter de l'héparine (100 UI / kg de poids corporel) et attendre au moins 2 min.
    6. Anastomose veineuse:
      1. Utiliser un dispositif de serrage pour serrer Satinsky complètement la veine cave et de faire une incision en forme de fente qui correspond à la taille de l'ouverture de la veine rénale, en utilisant une lame 11. ciseaux Pott peuvent être utilisés pour étendre la fente.
      2. Après avoir enveloppé le rein dans un tissu contenant de la glace stérile, le retirer de la glace et le positionner dans le champ opératoire. Utilisez deux à deux bras 6-0prolene sutures pour effectuer un crâne et un point d'angle caudal.
      3. Rapprocher le rein, attacher le coin supérieur et effectuer un surjet en utilisant 6-0 prolene, en commençant par le mur du fond. Après avoir terminé 3.2, utiliser l'autre extrémité de l'attache pour effectuer la suture au niveau du côté avant. Après avoir attaché les points crâniens, lier les points de suture au coin caudale.
      4. Placez un collier de bouledogue sur la veine rénale et ouvrir la pince Satinsky. Vérifiez l'anastomose de saignement.
    7. Anastomose artérielle:
      1. Utilisez le Satinsky serrer à nouveau pour bloquer complètement l'aorte. Utilisez une lame 11 à faire une incision en forme de fente, correspondant à l'ouverture de l'artère rénale. Utilisez un poinçon rond 4.0 mm pour garantir une ouverture propre.
      2. Utilisez un 6-0 suture prolene pour effectuer l'anastomose artérielle, en commençant par le côté du destinataire. Faire en sorte que l'endothélium artériel est présent dans chaque fil de suture pour empêcher une dissection. Pendant ce temps, commencer une perfusion continue de 10 ml norepinephrine (16 mg / 250 ml) dilué dans 500 ml de Ringer lactate et titrer pour maintenir la pression systolique supérieure à 100 mmHg.
      3. Injecter le vérapamil intra-artérielle avant l'achèvement de l'anastomose artérielle et administrer par voie topique papaverine à l'extérieur de la cuve pour empêcher le vasospasme.
      4. Placez une pince bulldog sur l'artère rénale et ouvrir la pince Satinksy. Vérifiez les anastomoses de saignement.
      5. Déroulez le rein de la toile et enlever la glace. Ouvrez le bulldog veineuse pince en premier, suivi par la pince artérielle bulldog. Après la reperfusion, la production d'urine devrait commencer immédiatement.
      6. Utilisez un chiffon pour obtenir une position favorable pour le greffon transplanté et maintenir une reperfusion homogène.
    8. Urétéral anastomose:
      1. Pott utiliser des ciseaux pour ouvrir l'uretère du greffon et le receveur sur une longueur longitudinale de 0,5 cm.
      2. Utiliser deux 6,0 polyester, le poly (p-dioxanone) pour la suture ure côte à côteanastomose Teral. Effectuer un Stich coin de chaque côté, puis exécutez le mur arrière d'une manière continue en premier, suivi par la paroi avant.
      3. Après vérification des saignements, retirer le linge et envelopper une partie de l'intestin grêle dans le rein pour le maintenir en position. Fermer la paroi abdominale avec deux monofils 1 sutures. Fermez la peau avec 3-0 soie ou non résorbable monofilament suture.
      4. Maintenir la pression systolique supérieure à 100 mmHg en continu en titrant attentivement la perfusion noradrénaline jusqu'à ce que le porc a été placé en position couchée.
  3. procédure postopératoire
    1. Après la fermeture abdominale comme mentionné ci-dessus, garder le cochon chaud à l'aide d'un coussin chauffant et une couverture thermique à circulation. Retirer la ligne artérielle, fermer le trou de perforation dans l'artère avec un prolene Stich 6-0 et fermer le site d'incision.
    2. Tourner le cochon sur position couchée, arrêter la perfusion de noradrénaline et de sevrer le porc du ventilateur. albas le cochon de récupérer dans sa zone d'habitation et de surveiller de près pour assurer la reprise en douceur de la procédure. Prélever des échantillons de gaz de sang chaque heure via le cathéter jugulaire implanté. Fournir du lactate de Ringer au volume substitut et administrer 0,3 mg de buprénorphine pour l'analgésie.
    3. À la suite de l'extubation, surveiller étroitement le porc jusqu'à ce qu'il soit capable de boire spontanément. Ne pas laisser un animal sans surveillance jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale. Ne retournez pas un animal qui a subi une intervention chirurgicale à la compagnie d'autres animaux jusqu'à guérison complète.

4. Suivi postopératoire

  1. Administrer 0,3 mg de buprénorphine IV toutes les 8 heures pour la chirurgie de poste au moins 2 jours ou plus si nécessaire. Régulièrement administrer une dose prophylactique unique d'antibiotique pendant la chirurgie. En cas de signes d'infection, l'administration iv céfazoline 1 g deux fois par jour et le métronidazole iv fois par jour jusqu'à ce queamélioration clinique. Administrer le lactate de Ringer jusqu'à ce que le porc boit suffisamment d'eau. 1000 UI d'héparine peut être utilisée pour verrouiller le cathéter pour empêcher la coagulation.
  2. Prélever des échantillons de sang veineux via le cathéter jugulaire et des échantillons urinaires pour évaluer l'état clinique du porc et de la fonction rénale.
  3. Pour l'euthanasie, induire une anesthésie du porc avec du propofol iv (5-10 ml) et de le maintenir à l'isoflurane 5%. Intuber le porc comme décrit ci-dessus. Après relaparatomy et la collecte de l'échantillon de tissu rénal, de provoquer un arrêt cardiaque par injection intraveineuse de KCl 40 mval.

Résultats

Dans ce qui suit, les résultats des expériences de autotransplantation rénale (n = 4) sont mises en évidence. Après la récupération de greffage initial, les porcs récupérés dans leur zone de logement. Pendant ce temps, les greffes de rein ont été stockés sur de la glace pendant une durée moyenne de 7 h 35 min (± 18 min). Après réinduction de l'anesthésie et la laparotomie répétition, les reins controlatéraux ont été réséquées et les greffes froid stocké transplantées comme décrit hétérotopique. Après le sevrage de la ventilation, les porcs ont été récupérés de la chirurgie et suivis pendant 10 jours (voir la figure 1). Daily (1-4 journée post-opératoire; pod) ou tous les deux jours (6-10 pod) des échantillons de sang ont été prélevés pour effectuer des analyses des gaz du sang; d'évaluer la fonction rénale, de la créatinine sérique et de l'urée sanguine (BUN) les valeurs ont été estimées. A titre de comparaison, les résultats d'une greffe de rein une allogreffe sont présentés. Pour immunosuppression, ce cochon a reçu cyclosporine 100 mg par voie orale et cortisone 250 mg ivbid La technique chirurgicale utilisée était la même que dans le protocole d'autogreffe; pas le temps d'ischémie chaude a été appliquée.

Tous les porcs étaient en bon état clinique au cours de la période de suivi. Les créatinine et BUN valeurs sériques ont révélé la plus forte hausse au premier jour après la chirurgie (Crea 2,8 ± 0,7 mg / dl, BUN 25,3 ± 7 mg / dl) et une diminution jusqu'à ce pod 10 (Crea 1,7 ± 0,4 mg / dl, BUN 10,7 ± 4 mg / dl) proches des valeurs de référence initiales. La greffe de rein une allogreffe démontré des valeurs de créatinine et BUN plus élevés après une bonne fonction initiale du greffon, par rapport aux autogreffes, probablement due à un rejet (Figure 2 et 3). Hémostase acide-base (figure 4) et les niveaux d'électrolyte (figure 5) sont stables sans intervention. L'examen histologique a montré tubulo-interstitiel préservé dans le rein autotransplanted (Figure 6), et une inflammation interstitielle diffuse, tubulite et glomérulite une allogreffe du rein (figure 7).

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Figure 2. Les valeurs sériques de créatinine. Valeurs sériques de créatinine (moyenne et écart type) pour la ligne de base et 10 après la chirurgie. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Figure 3. Valeurs Sérum chignon. Valeurs Sérum BUN (moyenne et écart-type) pour la ligne de base et 10 jours après la chirurgie. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Figure 4. hémostase acido-basique. Hémostase acide-base (moyenne et écart type) pour la ligne de base et 10 jours après la chirurgie. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Figure 5. niveaux d'électrolytes. Les taux d'électrolytes (moyenne et écart-type) pour la ligne de base et 10 jours après la chirurgie. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Figure 6. histologie (H &# 38;.. E), 100X tubulo-interstitiel normal dans le rein autotransplanted 10 jours après la chirurgie S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Figure 7. histologie (H & E), 100X. Vaste interstitielle inflammation, tubulite et glomérulite, compatible avec le rejet, dans le rein une allogreffe 10 jours après la chirurgie. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Discussion

Le modèle de porc transplantation rénale offre une occasion unique pour faire avancer le domaine de la transplantation humaine en raison de similitudes dans les aspects chirurgicaux, la physiologie, la biochimie et l'immunologie 14.

Selon le but de l'étude expérimentale, le modèle d'auto-transplantation rénale a plusieurs avantages par rapport au modèle d'allotransplantation. Bien que plusieurs groupes indiquent une bonne fonction du greffon rénal après allotransplantation 28, immunosuppression chez les porcs est difficile, en particulier dans la transplantation rénale. Analyses d'échantillons de sang préopératoire pour assurer la compatibilité de l'antigène leucocytaire porcine (SLA) sont réalisables, mais cher et peu pratique 14. Après l'opération, les agents immunosuppresseurs proposés tels que le tacrolimus et la ciclosporine (inhibiteurs de la calcineurine, CNI) sont administrés par voie orale ou intraveineuse 28. L'administration orale est impossible, que les porcs refusent généralement à avaler medica oraletion. En outre, les obstructions intestinales pourraient éviter une absorption suffisante de médicaments immunosuppresseurs et le maintien des niveaux de médicaments thérapeutiques. La perfusion continue de l'iv de CNI chez les animaux actifs est techniquement exigeant. Iv administration en bolus conduit à des valeurs de crête élevés, qui provoquent une toxicité. Ainsi, pour la recherche de nouvelles techniques de conservation, le modèle de autotransplantation rénale présente plusieurs avantages. Dans les résultats représentatifs de la greffe rénale allotransplantated démontré ci-dessus, un pic retardé et augmenté de créatinine et BUN indiquer rejet, qui a été mise en évidence par une évaluation histologique.

Le modèle porcin de autotransplantation a déjà été utilisé pour étudier de nouvelles techniques de conservation 14,18,29. Cependant, les créatinine et BUN valeurs rapportées sérum post-opératoire de porcs autotransplanted dans un scénario de cœur arrêté varient considérablement selon le système expérimental 22,30 . Le protocole de donneur à cœur arrêté que nous présentons ici se traduit par une faible postopératoire pic de la créatinine sérique de 2,8 mg / dl (± 0,7) et BUN pic de 25,3 mg / dl (± 7,4). Ces résultats sont comparables aux faibles valeurs de pointe présentés par Hanto et collègues Snoeijs 28 et 31 et ses collègues.

Pour assurer le succès après la transplantation rénale dans un modèle de autotransplantation porcine, nous avons identifié plusieurs facteurs clés techniques qui réduisent au minimum le taux de certaines complications. L'utilisation d'une solution d'histidine-tryptophane-cétoglutarate (HTK) réduit le risque de vasospasme en raison de sa faible teneur en potassium par rapport à Université du Wisconsin (UW) solution. Pour diminuer encore le risque de vasospasme au moment de la reperfusion, le vérapamil peut être injecté dans l'artère rénale et la papaverine peut être administré par voie topique pendant la récupération et après la reperfusion. En outre, une perfusion continue de norepinephrine titré à maintenirla pression artérielle systolique supérieure à 100 mmHg assure une reperfusion homogène. Il est utile de maintenir cette pression dans le sang au moins jusqu'à ce que le racleur est disposé à plat ventre. En outre, le positionnement du greffon transplanté est important d'éviter le vrillage des vaisseaux sanguins nouvellement anastomosés. Par conséquent, il est utile de réséquer le rein controlatéral gauche avant de coudre les anastomoses du greffon afin d'éviter une manipulation mécanique très étendue. Après avoir terminé l'anastomose urétérale, enveloppant intestin grêle autour de la greffe transplantée sécurise sa position après la fermeture de la paroi abdominale. Les complications telles que des obstructions intestinales dues à vrillage de l'intestin sont rarement observés, mais peut entraîner des complications graves, y compris iléus, perforation de l'intestin, et la mort. Dans l'ensemble, la technique chirurgicale précise, l'anesthésie attentive et une surveillance étroite pendant le suivi d'assurer une bonne fonction des résultats et de la greffe clinique.

Artériel et veineux anastomoses peuvent être Performée en utilisant différentes techniques. orthotopique placement du greffon permet anastomose de l'artère rénale et la veine de bout en bout. Dans le cas de la transplantation hétérotopique, le greffon peut être placée dans la fosse du rein controlatéral pour anastomoses bout-en-bout, sur les vaisseaux iliaques, ou l'aorte distale directement. La transplantation hétérotopique avec anastomoses à l'aorte et cave directement dans la technique extrémité à l'autre sont préférés dans ce modèle car elle peut réduire le risque de thrombose et 32 vasospasme. variations anatomiques avec bifurcations veineux très précoces pourraient conduire à la nécessité de coudre deux anastomoses veineuses distinctes. Si l'artère ou une veine sont relativement courts, le greffon peut être tourné de 180 ° pour obtenir la longueur des vaisseaux. anastomose urétérale côté à l'autre peut obtenir de bons résultats expérimentaux sans compliquer les sténoses ou fuites urinaires.

En général, le modèle porcin de la transplantation rénale offre des avantages par rapport à d'autres modèles animaux. comme described ci-dessus, certaines similitudes existent entre le porc et le milieu humain, ce qui permet la traduction relativement rapide de nouvelles techniques dans la pratique clinique. La technique de transplantation est techniquement plus facile par rapport aux modèles de rongeurs. En outre, par le placement d'un cathéter veineux, des échantillons de sang périphérique peuvent être collectées et traitées facilement pour complément d'enquête. La collecte de l'urine permet une évaluation plus poussée de la blessure et de la fonction rénale. De prélever des échantillons d'urine, un cathéter percutané peut être insérée dans la vessie urinaire. Pour éviter la manipulation par le porc, l'extrémité distale doit être tunnel sous-cutanée à l'arrière de l'animal. Une autre option pour la collecte d'urine est l'utilisation de cages métaboliques, qui permettent des périodes prolongées de collecte pour estimer la clairance de la créatinine et de la concentration de biomarqueurs supplémentaires dans l'urine. Échographie, tomodensitométrie et d'IRM images sont possibles. Don après protocoles de mort circulatoires peut être imité par l'application de chaleurischémie avant la récupération. En outre, les porcs sont relativement faciles à gérer si castrés pour limiter leur comportement agressif.

Les inconvénients sont les coûts élevés de l'achat des animaux, le logement, l'équipement chirurgical et médical, et la main-d'oeuvre. Ces facteurs font qu'il est impossible de comprendre un grand nombre d'animaux dans chaque groupe d'étude. En outre, par rapport aux modèles de rongeurs, un nombre limité de références sont disponibles dans la littérature pour porcs données biologiques normatives. Comme une alternative pour l'évaluation des nouvelles techniques développés, tels que de nouvelles méthodes de conservation, d'autres groupes ont décrit la normothermique ex vivo reperfusion comme une alternative à la transplantation rénale 33,34. Cette technique est plus facile à réaliser et moins coûteux. Cependant, normalisé transplantation de greffe de rein fournit un modèle plus proche de la pratique clinique et permet de suivre plus haut périodes. Par conséquent, il sert pour une greffe plus réaliste d'évaluerment.

En conclusion, le modèle porcin de autotransplantation rénale hétérotopique fournit un scénario clinique important d'étudier de nouvelles approches innovantes pour l'amélioration des résultats de greffe de rein. En particulier, ce protocole présente des détails techniques importants qui faciliteront mise en place réussie d'un modèle de autotransplantation rénale et permet la traduction rapide des nouvelles découvertes à des essais cliniques.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Nous remercions le groupe Sorin (Milan, Italie), XVIVO Perfusion Inc. (Göteborg, Suède) et Braun AG (Melsungen, Allemagne) pour leur soutien. Nous apprécions grandement le soutien de la Fondation John David et Signy Eaton.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Appareil d’anesthésie
Appareil d’anesthésie,Équipement d’anesthésie Optimax ModuflexSN5180
Pompe à perfusion 3 000SIMS Graseby LTD.
Ligne de pompe à perfusionSmith Medical ASD Inc.21-0442-25
Cathéter permanent intraveineux (9.5 Fr)Cook Medical CompanyG01865
Vapeur d’isoflurane 19.1Draeger Medical Canada Inc.N/A
Mallinckrodt, Tube trachéal, 6,5 mmCovidien Canada86449
Coussin de thérapie thermiqueGaymar Industries IncTP26E
, AV 800DRE Équipement médical40800AVV
Warm Touch, Système de réchauffement du patientNellcor/ Covidien Canada5015300A
NomCompanyNuméro de catalogueComments
Surgical Equipment
Abdominal RetractorMedite GmbH07-0001-00
Poinçon aortale 4.0 mm, rondScanlan International Inc.1001-602
De Bakey, Périphérique atraumatique, ClampAesculap Inc.FB463R
De Bakey-Beck, Vena Cave atraumatique, ClampAesculap Inc.FB519R
De Bakey, Mini-bouledogue atraumatique, StraightAesculap Inc.FB422R
De Bakey, Mini-bouledogue atraumatique, CurvedAesculap Inc.FB423R
De Bakey, Pince de coarctation atraumatique, AngledAesculap Inc.FB453R
Lame de dissection #11Rasoir de sécurité en plumes Co.089165B
Connecteur (1/4") avec luer lock mâleSorin Group Inc.AB1452
Liver Admin Set (ligne de rinçage)CardioMed Supplies Inc17175
Maxon, 1Covidien Canada606173
Med-Rx Tube de raccordementd’aspiration Benlan Inc.70-8120
Sac d’organeCardioMed Supplies Inc2990
Potts &ndash ; De Martel, CiseauxAesculap Inc.BC648R
Canule de l’artère rénale, 1.6"Sorin Group Inc.VC-11000
Sofsilk, 2-0Covidien CanadaS405
Sofsilk, 3-0Covidien CanadaS404
Satinsky, Cave Clamp suprahépatiqueAesculap Inc.FB605R
Embout d’aspirationTyco Healthcare Group LP8888501023
Surgipro II, 6-0Covidien CanadaVP733X
Valleylab, Crayon CautériséCovidien CanadaE2515H
Valleylab, Force TxValleylab Inc.
Valleylab, Électrode de retourCovidien CanadaE7507
NameCompanyNuméro de catalogueComments
Médicament
Sulfate d’atropine 15 mg/30 mlRafter 8 Produits238481
Buprénorphine 0,3 mg/mlRB Pharmaceuticals LDT S.O.
Ceftiofur 3 mg/mlPfizer Canada Inc.11103
Céfazoline 1 gPartenaires pharmaceutiques du Canada Inc.
Citrate de fentanyl 0,25 mg/5 mlSandoz Canada Inc.
Héparine 10 000 iU/10 mlSandoz Canada Inc.10750
Solution d’histidine-tryptophane-cétoglutarate (HTK)MethapharmCU001LBG
Isoflurane 99,9 %, 250 mlPartenaires pharmaceutiques du Canada Inc.
Chlorhydrate de kétamine 5 000 mg/50 mlBimeda-MTC Santé animale inc.
Sonnerie lactée s + 5 % Dextrose 1 LBaxter CorporationJB1064
Sonnerie lactée' s 1 LBaxter CorporationJB2324
Métronidazole 500 mg/100 mlBaxter Corporation870420
Midazolam 50 mg/10 mlPartenaires pharmaceutiques du Canada Inc.
noradrénaline 16 mg/250 ml dextrose 5 %Baxter CorporationN/A
Pantoprazole 40 mgSandoz Canada Inc.
Papaverine 65 mg/2 mlSandoz Canada Inc.9881
Propofol 1 000 mg/100 mlPharmascience Inc.
solution saline 0,9 %, 1 LBaxter Corporation60208
Solu-Medrol 500 mgPfizer Canada Inc.
VerapamilSandoz Canada Inc.
Xylocaïne endotrachéale 10 mg/50 mlAstraZeneca2003767
SN300050447 Ventilateur 216151480 patient 22371382240434223192961231622429052306727224437923679632166739

Références

  1. Wolfe, R. A., Ashby, V. B., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. N Engl J Med. 341 (23), 1725-1730 (1999).
  2. Ingsathit, A., Kamanamool, N., Thakkinstian, A., Sumethkul, V. Survival advantage of kidney transplantation over dialysis in patients with hepatitis C: a systematic review and meta-analysis. Transplantation. 95 (7), 943-948 (2013).
  3. Tonelli, M., Wiebe, N., et al. Systematic review: kidney transplantation compared with dialysis in clinically relevant outcomes. Am J Transplant. 11 (10), 2093-2109 (2011).
  4. Global Observatory on Donation & Transplantation. , Available from: http://www.transplant-observatory.org/Pages/home.aspx (2014).
  5. Matas, A. J., et al. OPTN/SRTR Annual Data Report 2012: Kidney. Am J Transplant. 14, Suppl 1. (2014).
  6. Rahmel, A. Annual Report 2013 - Eurotransplant International Foundation. . , Available from: https://www.eurotransplant.org/cms/mediaobject.php?file=AR20135.pdf (2013).
  7. Morrissey, P. E., Monaco, A. P. Donation after circulatory death: current practices, ongoing challenges, and potential improvements. Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).
  8. Maggiore, U., Oberbauer, R., et al. Strategies to increase the donor pool and access to kidney transplantation: an international perspective. Nephrol Dial Transplant. 30 (2), 217-222 (2014).
  9. Summers, D. M., Johnson, R. J., Hudson, A., Collett, D., Watson, C. J., Bradley, J. A. Effect of donor age and cold storage time on outcome in recipients of kidneys donated after circulatory death in the UK: a cohort study. Lancet. 381 (9868), 727-734 (2013).
  10. Wadei, H. M., Heckman, M. G., et al. Comparison of kidney function between donation after cardiac death and donation after brain death kidney transplantation. Transplantation. 96 (3), 274-281 (2013).
  11. Moers, C., Smits, J. M., et al. Machine perfusion or cold storage in deceased-donor kidney transplantation. N Engl J Med. 360 (1), 7-19 (2009).
  12. Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the intrarenal arteries and the kidney collecting system. Applied study for urological research and surgical training. J Urol. 172 (5 Pt 1), 2077-2081 (2004).
  13. Bagetti Filho, H. J. S., Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the renal venous arrangement and the kidney collecting system. J Urol. 179 (4), 1627-1630 (2008).
  14. Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: the preclinical model. J Biomed Biotechnol. 2011 (21), 532127(2011).
  15. Gallinat, A., Paul, A., et al. Role of oxygenation in hypothermic machine perfusion of kidneys from heart beating donors. Transplantation. 94 (8), 809-813 (2012).
  16. Thuillier, R., Allain, G., et al. Benefits of active oxygenation during hypothermic machine perfusion of kidneys in a preclinical model of deceased after cardiac death donors. J Surg Res. 184 (2), 1174-1181 (2013).
  17. Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Yates, P. J., Snoeijs, M. G. J., van Heurn, E. L. W., Nicholson, M. L. A pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys. J Surg Res. 171 (1), 283-290 (2011).
  18. Delpech, P. O., Thuillier, R., et al. Effects of warm ischaemia combined with cold preservation on the hypoxia-inducible factor 1α pathway in an experimental renal autotransplantation model. Br J Surg. 101 (13), 1739-1750 (2014).
  19. Kirk, A. D. Crossing the bridge: large animal models in translational transplantation research. Immunol Rev. 196, 176-196 (2003).
  20. Golriz, M., Hafezi, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clin Transplant. 27, Suppl 25. 6-15 (2013).
  21. He, B., Musk, G. C., Mou, L., Waneck, G. L., Delriviere, L. Laparoscopic surgery for kidney orthotopic transplant in the pig model. JSLS. 17 (1), 126-131 (2013).
  22. Faure, A., Maurin, C., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplant Proc. 45 (2), 672-676 (2013).
  23. Hosgood, S. A., Yates, P. J., Nicholson, M. L. 1400W reduces ischemia reperfusion injury in an ex-vivo porcine model of the donation after circulatory death kidney donor. World J Transplant. 4 (4), 299-305 (2014).
  24. Ghanekar, A., Mendicino, M., et al. Endothelial induction of fgl2 contributes to thrombosis during acute vascular xenograft rejection. J Immunol. 172 (9), 5693-5701 (2004).
  25. Ghanekar, A., Lajoie, G., et al. Improvement in rejection of human decay accelerating factor transgenic pig-to-primate renal xenografts with administration of rabbit antithymocyte serum. Transplantation. 74 (1), 28-35 (2002).
  26. Cowan, P. J., Cooper, D. K. C., d'Apice, A. J. F. Kidney xenotransplantation. Kidney Int. 85 (2), 265-275 (2014).
  27. Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique. Acta radiol. 39 (5), 368-376 (1953).
  28. Hanto, D. W., Maki, T., et al. Intraoperative administration of inhaled carbon monoxide reduces delayed graft function in kidney allografts in Swine. Am J Transplant. 10 (11), 2421-2430 (2010).
  29. Maathuis, M. -H. J., Manekeller, S., et al. Improved kidney graft function after preservation using a novel hypothermic machine perfusion device. Ann Surg. 246 (6), 982-991 (2007).
  30. Gallinat, A., Paul, A., et al. Hypothermic reconditioning of porcine kidney grafts by short-term preimplantation machine perfusion. Transplantation. 93 (8), 787-793 (2012).
  31. Snoeijs, M. G., Matthijsen, R. A., et al. Autologous transplantation of ischemically injured kidneys in pigs. J Surg Res. 171 (2), 844-850 (2011).
  32. Golriz, M., Fonouni, H., Nickkholgh, A., Hafezi, M., Garoussi, C., Mehrabi, A. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. Eur Surg Res. 49 (3-4), 121-129 (2012).
  33. Hosgood, S. A., Bagul, A., Yang, B., Nicholson, M. L. The relative effects of warm and cold ischemic injury in an experimental model of nonheartbeating donor kidneys. Transplantation. 85 (1), 88-92 (2008).
  34. Hoyer, D. P., Gallinat, A., et al. Influence of oxygen concentration during hypothermic machine perfusion on porcine kidneys from donation after circulatory death. Transplantation. 98 (9), 944-950 (2014).

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