Summary

Cutaneous dénervation chirurgicale: une méthode pour tester l'exigence de nerfs dans les modèles murins de la maladie de la peau

Published: June 26, 2016
doi:

Summary

This article includes detailed protocols for genetic labeling of mouse skin, surgical denervation, skin biopsy and visualizing labeled epithelia by whole-mount β-galactosidase staining. These methods can be used to test the requirement for nerves in mouse models of normal and pathological skin.

Abstract

Cutaneous somatosensory nerves function to detect diverse stimuli that act upon the skin. In addition to their established sensory roles, recent studies have suggested that nerves may also modulate skin disorders including atopic dermatitis, psoriasis and cancer. Here, we describe protocols for testing the requirement for nerves in maintaining a cutaneous mechanosensory organ, the touch dome (TD). Specifically, we discuss methods for genetically labeling, harvesting and visualizing TDs by whole-mount staining, and for performing unilateral surgical denervation on mouse dorsal back skin. Together, these approaches can be used to directly compare TD morphology and gene expression in denervated as well as sham-operated skin from the same animal. These methods can also be readily adapted to examine the requirement for nerves in mouse models of skin pathology. Finally, the ability to repeatedly sample the skin provides an opportunity to monitor disease progression at different stages and times after initiation.

Introduction

Over the past few years, there has been a widening appreciation for the influence of nerves on diseases not typically regarded as classical neuropathies1-4. In the skin, recent experimental evidence has suggested that sensory nerves can modulate diverse pathologies ranging from psoriasis to cancer5-9. This has been demonstrated using techniques such as surgical denervation and pharmacological inhibition of neural function in rodents. In the case of psoriasis, these studies have provided a mechanistic framework for understanding why human psoriatic plaques regress following loss of neural function7,10-12.

Cutaneous nerves can also affect gene expression13,14 and are critical for mechanosensing in normal skin15. In particular, touch dome (TD) epithelia are comprised of a patch of columnar epidermal cells in juxtaposition with neuroendocrine Merkel cells innervated by slowly adapting type 1 (SA1) nerve fibers16-18. TDs mediate light touch sensation and have been shown to display Hedgehog pathway activity5,19. TD maintenance depends on innervation20,21, as nerves secrete Hedgehog ligands to sustain normal TDs and their associated Merkel cells19. In addition, innervation promotes Hedgehog-dependent tumor formation from TD epithelia5. Together, these studies reinforce the notion that intricate molecular interactions occurring between nerves and the surrounding cells in their niche are crucial for normal TD physiology as well as disease.

To interrogate the nature of these interactions, we describe here a series of in vivo techniques for manipulating gene expression in the TD, as well as for harvesting skin biopsies for TD visualization after lineage tracing. Finally, we describe procedures for performing unilateral surgical denervation, wherein nerves are removed from one side of the mouse dorsal skin, while leaving the contralateral side intact as a sham internal control. Several weeks after surgery, denervated and sham control skin are compared to assess changes that occur when nerves are ablated. Although these techniques are described in the context of normal TDs, the denervation procedure has been used to examine the requirement for nerves in mouse models of psoriasis6, wound healing13 and tumorigenesis5. Finally, since the skin is amenable to repeated biopsies, this provides an opportunity to monitor the long-term fates of labeled cells or to assess disease progression over multiple time points.

Protocol

Toutes les procédures décrites dans le présent protocole ont été effectués conformément aux règles établies par l'Université du Michigan Unité de médecine de laboratoire animal. 1. Provoquer Recombinaison génétique chez la souris Note: La Gli1 tm3 souche de souris Alj / J (/ ERT2 cre) (Gli1-CreERT2) 13 permet le ciblage de la recombinaison génétique tamoxifène induite par TD épithéliums. Traverser cette souche avec B6.129S4-Gt (ROSA) des souris rapporteurs 26Sor tm1Sor / J (LacZ) 22 pour générer Gli1; ​​animaux LacZ pour visualiser les cellules de TD par l' ensemble du montage coloration ci – dessous. Préparer une solution de tamoxifène à une concentration de 12,5 mg / ml dans de l'huile de maïs. Dans un tube de 1,5 ml, ajouter jusqu'à 20 mg de tamoxifène cristallins, puis on ajoute 1 ml d'huile de maïs. collez fermement le tube à un mélangeur à vortex, et le vortex en continu à la valeur la plus élevée à la température ambiante jusqu'à ce que le tamoxifène a complètement dissous (2-4 h), commeconfirmé par l'examen du tube sous un microscope à dissection pour l'absence de particules tamoxifène. Transférer la solution dans un tube de 15 ml et diluer le tamoxifène à une concentration finale de 12,5 mg / ml avec de l'huile de maïs supplémentaire. Mélanger par tourbillonnement la solution visqueuse pour un supplément de 30 sec. Conserver cette solution pendant 1 semaine à 4 ° C dans l'obscurité. Injecter la solution tamoxifène par voie intraperitoneale dans Gli1, les souris lacZ, à un volume de 200 pl par 20 g de poids corporel de la souris, pour une dose efficace de tamoxifène 2,5 mg par 20 g de poids de souris. 2. Les biopsies cutanées de récolte Remarque: En fonction de l'expérience, des biopsies de peau de récolte plusieurs jours à quelques semaines après l'induction du tamoxifène. Pour toutes les chirurgies, suivre les protocoles standards pour la chirurgie des rongeurs, y compris en utilisant des gants stériles, portant un masque ou filet de cheveux chirurgicale, et couvrant l'animal avec un champ opératoire stérile pendant la procédure. Préparer 10x solution mère anesthésique en mélangeant 90 mg / ml de kétamine et 6,5 mg / ml de xylazine dans l'eau. Diluer cette solution stock 1:10 dans du PBS stérile juste avant l'utilisation, et stocker à température ambiante dans l'obscurité pendant jusqu'à 8 mois. En variante, anesthésier les souris par inhalation d'isoflurane, en commençant avec une concentration de 4% de gaz avec de l'oxygène pour anesthésier complètement l'animal, puis abaissant ensuite ce à 1-2% pendant toute la durée de la procédure. Injecter la solution anesthésique par voie intraperitoneale à une dose de 200 pl par 20 g de poids corporel de la souris. Vérifiez que l'animal a atteint le bon plan de la sédation par dosage toe de pincement, et confirmer que le cœur et les taux respiratoires sont normaux (environ 600 battements et 160 respirations par minute, respectivement). Utilisez une tondeuse électrique pour enlever les poils à partir du site de la biopsie sur la peau dorsale en arrière, en faisant attention de ne pas entailler ou endommager la peau sous-jacente. Préparer le site chirurgical en essuyant le rasaged zone dans une direction antérieure à postérieure en utilisant bétadine et alcool lingettes. Assurer que toutes les coupures de cheveux sont retirés du site. Outline le site de biopsie à l'aide d'un marqueur noir, placez l'animal sur un coussin chauffant dans une zone chirurgicale aseptique, et couvrir avec un drap chirurgical stérile (à des fins de démonstration, champ stérile a été omis pour augmenter la visibilité). Remarque: Pour obtenir des sections longitudinales des follicules pileux, le bord plus de la biopsie (le bord d'être sectionnée pour l'histologie, ~ 1 cm) devrait fonctionner dans une direction antéro-postérieur (parallèle à la direction des follicules pileux), parasagital à la ligne médiane dorsale (figure 1A). Utilisez un stérile # 11 scalpel pour faire une excision de pleine épaisseur le long de la zone marquée sans endommager le fascia musculaire sous-jacent. Remarque: Le tissu excisé de la peau comprend l'épiderme, le derme, graisse sous-cutanée et pannicule carnosus. Bleeding est généralement minime. Aplatir til excisé échantillon de peau sur une serviette en papier, derme côté vers le bas, rogner la serviette en papier en excès, et de stocker l'échantillon dans du PBS froid jusqu'à 1 h si d'autres échantillons doivent être prélevés. Lorsque vous êtes prêt, passer aux étapes 3.1 ou 3.2 pour traiter des échantillons pour l'histologie, ou l'étape 4 pour β-galactosidase (LacZ) coloration toute monture. Suture fermer le site de biopsie en utilisant 6-0 sutures en nylon, dans un motif d'interruption simple, espacées d'environ 3 mm. Ne retournez pas les souris qui ont subi une chirurgie dans la même cage que d'autres animaux jusqu'à ce que la récupération complète. Surveillez les animaux immédiatement après la chirurgie jusqu'à ce qu'ils reprennent conscience, et aussi tous les jours jusqu'à ce que la zone chirurgicale a guéri, généralement à moins de 1 semaine. Utilisez des analgésiques en conformité avec le soin des animaux et de l'utilisation des lignes directrices institutionnelles désignées si les souris présentent des signes de douleur ou de détresse. Retirer les sutures dans les 7-10 jours après la chirurgie. Remarque: Si nécessaire, préparer une solution analgésique en diluant carprofène (50 mg / ml Stock solution) 1: 100 dans de l'eau stérile. Injecter la solution par voie sous- cutanée entre les omoplates à proximité de la peau du cou, à une dose de 200 pl par 20 g de poids corporel (5 mg / kg de poids corporel de souris). 3. Les échantillons de procédé pour histologie Remarque: Pour fixer et traiter le tissu excisé, utilisez la méthode ci-dessous en fonction de l'application. Pour générer des échantillons histologiques paraffine, fixer la peau dans 3,7% de formaline dans du PBS O / N à la température ambiante et de stocker dans 70% d'éthanol pendant 2 semaines. Retirer la serviette en papier avant de l'intégrer dans la paraffine. Pour générer des échantillons histologiques congelés, plonger le tissu dans le froid paraformaldéhyde 4% dans du PBS et agiter doucement pendant 1 h. Retirer la solution et laver l'échantillon avec 3 changements de PBS, environ 5 minutes chacun. Ensuite, plonger l'échantillon dans 30% de saccharose dans du PBS pour cryoprotect le tissu ( "naufrage saccharose"). Incuber avec douceur O secouant / N à 4 ° C. Le lendemain, retirez le câble de papierel et rogner l'excès de tissu adipeux du côté dermique de la peau. Intégrer le tissu directement dans OPO et stocker le bloc congelé à -80 ° C. Remarque: Après la coupe, soit la paraffine ou les échantillons congelés peuvent être colorés par immunohistochimie pour identifier TDs, les cellules de Merkel et les nerfs en utilisant des anticorps contre la kératine 17, kératine 8 et Neurofilament, respectivement, comme décrit précédemment 5,19. 4. Visualiser les échantillons par Whole-mount LacZ Coloration Préparer une solution de coloration X-gal. Combiner 0,94 g de phosphate monosodique et 2,6 g de phosphate dibasique de sodium dans 250 ml d'eau stérile. Ajuster le pH à 7,3. Pour ce faire, on ajoute 0,5 ml de 1 M de chlorure de magnésium, 0,528 g de ferrocyanure de potassium et 0,412 g de ferricyanure de potassium. Ajouter 250 ul de polyéthylène-glycol-octylphényle et de 125 mg de désoxycholate. La solution de base peut être stocké à 4 ° C pendant jusqu'à 6 mois à l'obscurité. Préparer 50x actions X-gal solutipar l'ajout de diméthylformamide à la X-gal bouteille de réserve pour générer un / ml, solution à 50 mg. Conserver cette solution à -20 ° C dans l'obscurité. Juste avant l'utilisation, une solution diluée stocks X-gal 1:50 dans la solution de base X-gal pour produire une solution de coloration. Pour de plus petites biopsies (<1 cm 2), aliquoter 1-2 ml de solution de coloration par échantillon. Fixer l'échantillon de peau recueillis à l'étape 2.7 dans une solution contenant 2% de paraformaldéhyde / 0,2% de glutaraldéhyde dans du PBS froid pendant 30 minutes, en secouant doucement sur la glace. Pour de plus petites biopsies (<1 cm 2), en utilisant 1 à 2 ml d' une solution de fixation par échantillon. Remarque: Vous pouvez également fixer des échantillons dans 2-4% paraformaldéhyde seulement, ou 0,5% de glutaraldéhyde seulement. conditions de fixation optimales dépendent du tissu, le degré d'expression et de l'application LacZ. Retirer la solution de fixateur, et rincer les échantillons avec 3 changements de PBS, 5 minutes chacun, sur un agitateur à température ambiante. Retirer la serviette en papier sous l'échantillon et couper excess le tissu adipeux du côté du derme de la peau en saisissant la graisse avec une pince de coupe émoussés et avec des ciseaux de dissection. Immerger l'échantillon dans une solution de coloration X-gal, et incuber à 37 ° CO / N. Expression LacZ sera visible comme une tache bleue sous un microscope à dissection (figure 1B). Remarque: Si l'intensité du signal est faible, remplacer la solution de coloration le jour suivant et répéter l'O / N incubation. Si la coloration de fond est trop intense, réduire le temps de coloration, ou incuber l'échantillon à température ambiante au lieu de 37 ° C. Retirer la solution de coloration et laver les échantillons en 3 changements de PBS contenant 3% de DMSO pendant environ 5 minutes, en secouant doucement à la température ambiante. Laver les échantillons à 2-3 changements de 70% d'éthanol pendant 5 minutes chacun. Conserver les échantillons dans 70% d'éthanol. 5. dénervation chirurgicale Anesthetize l'animal comme à l'étape 2.2 et de se raser la peau du dos entier. Préparer la zone chirurgicale of la peau du dos en utilisant Betadine et tampons imbibés d'alcool, et couvrir l'animal avec un champ opératoire stérile (à des fins de démonstration, champ stérile a été omis pour augmenter la visibilité). Gardez la chaleur animale au moyen d'un coussin chauffant tout en opérant dans une zone chirurgicale aseptique. Faire une incision en utilisant un scalpel stérile # 11 le long de la ligne médiane dorsale de la base du cou, à environ 0,5 cm au-dessus de la queue. En utilisant des pinces émoussées, reflètent la peau en douceur sur le côté gauche du flanc pour visualiser le tissu sous-jacent des coussinets adipeux scapulo près du cou juste au-dessus du membre postérieur. Remarque: les nerfs cutanés dorsaux apparaissent brins comme blancs qui voyagent caudale à travers le fascia translucide de la paroi du coffre avant de prendre les virages serrés et en entrant le tissu conjonctif lâche sous la peau (Figure 2). En utilisant des pinces ultra-fines sous un microscope à lumière dissection, enlever les nerfs exclusivement à partir du côté gauche de l'animal situés sur des sites anatomiques T3-12 par la plumaison d'où la courbure des segments à la paroi du coffre à leurs sites dans la peau d'entrée (Figure 2). Forceps Orient verticalement et enlever les nerfs en saisissant environ 0,5 cm en dessous de leurs sites de pliage et en tirant vers le haut, ce qui provoque le nerf à étirer et à séparer les tissus environnants (figure 2C – E). Soyez prudent pour éviter la rupture des vaisseaux sanguins adjacents. Continuez jusqu'à ce que tous les nerfs s'étendant à partir de la paroi du coffre à la peau sont enlevés. Ne pas perturber les nerfs dans le fascia dense de la paroi du coffre. Maintenir le tissu humide tout au long de la procédure en appliquant périodiquement des gouttes de solution saline stérile à 0,9%. Alternativement, enlever les nerfs en saisissant leurs extrémités proximales à proximité de la paroi du tronc avec une pince et coupant avec des ciseaux fins. Ensuite, couper les extrémités distales près de la peau (figures 2F – H). Enfin, retirez le intervening segments nerveux (Figure 2I). Retirez tous les nerfs du lambeau de peau exposée à l'étape 5.4. Ces fibres comprennent les branches distales des nerfs cutanés dorsaux et apparaissent sous forme de poils de ramification blancs situés de façon sporadique dans le tissu conjonctif sur le côté dermique du lambeau cutané (Figures 2J – K). Pour supprimer ces fines branches, positionner les pince fine à peu près parallèles à la surface cutanée, saisir les nerfs et cueillent vers le haut pour éviter de perturber les vaisseaux sanguins et la perforation de la peau. Continuez jusqu'à ce que tous les nerfs visibles ont été enlevés. Utilisation de dissection, refléter la peau sur le côté droit de la dorsale incision médiane, mais ne pas enlever les nerfs. Ce sera le contrôle de la pseudo-opérées controlatéral. Suturer le long de la ligne médiane dorsale selon un motif interrompu simple pour fermer l'incision. Surveiller l'animal lors de la récupération et de post-opertivement comme démontré précédemment (étapes 2,8-10). Retirer les sutures dans les 7-10 jours après la chirurgie. Pour évaluer fonctionnellement stable dénervation jusqu'à plusieurs semaines après la chirurgie, enlever les poils de la peau du dos en utilisant une tondeuse électrique. piquez délicatement la zone de peau dénervé utilisant une aiguille hypodermique, et notez si l'animal répond, généralement en frissonnant ou en tournant la tête. Si la zone de la peau a été stable dénervé, l'animal va présenter peu ou pas de réponse. L'utilisation d'un marqueur noir, délimiter la zone de non-réponse, ainsi que d'une zone de la taille et l'emplacement similaire sur le côté factice controlatéral. Collecter des biopsies de ces sites dans les étapes 2.1-2.9 pour l'analyse. Remarque: Vous pouvez également l'ensemble du dos dorsale la peau, y compris les régions dénervés et opérés de manière fictive, peut être retiré en une seule feuille pour toute monture coloration, semblable à la manière décrite à l'étape 4.

Representative Results

Par souris exprimant le tamoxifène générant inductible Gli1-CreERT2 et un allèle LacZ rapporteur, il est possible de visualiser les épithéliums de TD et de suivre les destins de ces cellules au cours du temps. La procédure de dénervation entière peut généralement être achevée dans 1 heure par souris et devrait causer de la détresse minimale à l'animal. Nos études antérieures ont montré q…

Discussion

Nerfs remplissent des fonctions cruciales non seulement dans la sensation, mais aussi dans le développement des organes de mammifères, la maintenance et la régénération 13,24-27. Comme les nerfs ont récemment été impliqués dans les troubles de la peau diverses, les techniques décrites ici peuvent être utilisées pour étudier la nécessité d'innervation dans une variété de modèles de maladies animales. En effet, la technique de dénervation unilatérale permet la comparaison directe de la p…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors would like to thank Autumn Peterson for assistance with mouse photography, Daniel Thoresen for assistance with mice, and Drs. Nicole Ward and Abdelmadjid Belkadi for assistance with surgical denervation. These studies were supported by funding from the National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases (grants R00AR059796 and R01AR065409); the University of Michigan Department of Dermatology; the Biological Sciences Scholars Program; the Center for Organogenesis; the University of Michigan Comprehensive Cancer Center; and the John S. and Suzanne C. Munn Cancer Fund. S.C.P. was supported by funding from the National Institute of General Medical Sciences (grant T32 GM007315). This work was also supported by the NIH Intramural Research Program, Center for Cancer Research, National Cancer Institute.

Materials

Alcohol prep pads PDI B339
AnaSed (Xylazine) Lloyd NADA 139-236
Antibody, anti-Keratin 8 Developmental Studies Hybridoma Bank TROMA-I rat antibody, use at 1:500 concentration
Antibody, anti-Keratin 17 Cell Signaling #4543 rabbit antibody, use at 1:1,000 concentration
Antibody, anti-Neurofilament Cell Signaling C28E10 rabbit antibody, use at 1:500 concentration
Betadine prep pads Medline MDS093917
Carprofen (Rimadyl) Zoetis
Cordless rechargable clipper Wahl trimmer model 8900
Corn Oil Sigma-Aldrich C8267
Cryostat Leica CM1860
DAPI ThermoFisher Scientific D1306 use at 1:1000 concentration
Deoxycholate Sigma-Aldrich D6750
Depilatory Cream Nair N/A
Dimethylforamide Sigma-Aldrich 319937
Dimethyl Sulfoxide (DMSO) Sigma-Aldrich D8418
Glutaraldehyde Sigma-Aldrich G5882
ImmEdge Pen Vector Laboratories H-4000
Ketamine HCl Hospira NDC 0409-2051-05
Magnesium chloride Sigma M8266
Micro cover glass VWR 48404-454
Micro Slides VWR 48311-703
10% Neutral Buffered Formalin VWR BDH0502-4LP
6-0 nylon sutures DemeTECH NL166012F4P
Octylphenyl-polyethylene glycol Sigma-Aldrich I8896
O.C.T. Compound Sakura Tissue-Tek 4583
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich 158127
Pottasium ferrocyanide Sigma-Aldrich P9387
Pottasium ferricyanide Sigma-Aldrich 702587
Sodium phosphate monobasic Sigma-Aldrich P9791
Sodium phosphate dibasic Sigma-Aldrich S5136
Sucrose Sigma-Aldrich 84097
Tamoxifen Sigma-Aldrich T5648-1G
Ultra fine forceps Dumont 0103-5-PO
Vectashield Vector Laboratories H1000
X-gal Roche 10 651 745 001 Disolve in dimethylforamide to create 50x stock prior to use

References

  1. Magnon, C., et al. Autonomic nerve development contributes to prostate cancer progression. Science. 341, 1236361 (2013).
  2. Zhao, C. M., et al. Denervation suppresses gastric tumorigenesis. Sci Transl Med. 6, 115 (2014).
  3. Chiu, I. M., von Hehn, C. A., Woolf, C. J. Neurogenic inflammation and the peripheral nervous system in host defense and immunopathology. Nat Neurosci. 15, 1063-1067 (2012).
  4. Gautron, L., Elmquist, J. K., Williams, K. W. Neural control of energy balance: translating circuits to therapies. Cell. 161, 133-145 (2015).
  5. Peterson, S. C., et al. Basal cell carcinoma preferentially arises from stem cells within the hair follicle and mechanosensory niches. Cell Stem Cell. 16, 400-412 (2015).
  6. Ostrowski, S. M., Belkadi, A., Loyd, C. M., Diaconu, D., Ward, N. L. Cutaneous denervation of psoriasiform mouse skin improves acanthosis and inflammation in a sensory neuropeptide-dependent manner. J Invest Dermatol. 131, 1530-1538 (2011).
  7. Ward, N. L., et al. Botulinum neurotoxin A decreases infiltrating cutaneous lymphocytes and improves acanthosis in the KC-Tie2 mouse model. J Invest Dermatol. 132, 1927-1930 (2012).
  8. Roggenkamp, D., et al. Epidermal nerve fibers modulate keratinocyte growth via neuropeptide signaling in an innervated skin model. J Invest Dermatol. 133, 1620-1628 (2013).
  9. Riol-Blanco, L., et al. Nociceptive sensory neurons drive interleukin-23-mediated psoriasiform skin inflammation. Nature. 510, 157-161 (2014).
  10. Zanchi, M., et al. Botulinum toxin type-A for the treatment of inverse psoriasis. J Eur Acad Dermatol Venereol. 22, 431-436 (2008).
  11. Farber, E. M., Lanigan, S. W., Rein, G. The role of psychoneuroimmunology in the pathogenesis of psoriasis. Cutis. 46, 314-316 (1990).
  12. Dewing, S. B. Remission of psoriasis associated with cutaneous nerve section. Arch Dermatol. 104, 220-221 (1971).
  13. Brownell, I., Guevara, E., Bai, C. B., Loomis, C. A., Joyner, A. L. Nerve-derived sonic hedgehog defines a niche for hair follicle stem cells capable of becoming epidermal stem cells. Cell Stem Cell. 8, 552-565 (2011).
  14. Liao, X. H., Nguyen, H. Epidermal expression of Lgr6 is dependent on nerve endings and Schwann cells. Exp Dermatol. 23, 195-198 (2014).
  15. Lumpkin, E. A., Marshall, K. L., Nelson, A. M. The cell biology of touch. J Cell Biol. 191, 237-248 (2010).
  16. Maricich, S. M., et al. Merkel cells are essential for light-touch responses. Science. 324, 1580-1582 (2009).
  17. Reinisch, C. M., Tschachler, E. The touch dome in human skin is supplied by different types of nerve fibers. Ann Neurol. 58, 88-95 (2005).
  18. Doucet, Y. S., Woo, S. H., Ruiz, M. E., Owens, D. M. The touch dome defines an epidermal niche specialized for mechanosensory signaling. Cell Reports. 3, 1759-1765 (2013).
  19. Xiao, Y., et al. Neural Hedgehog signaling maintains stem cell renewal in the sensory touch dome epithelium. Proc Natl Acad Sci USA. 112, 7195-7200 (2015).
  20. English, K. B., Van Norman, D. K. -. V., Horch, K. Effects of chronic denervation in type I cutaneous mechanoreceptors (Haarscheiben). Anat Rec. 207, 79-88 (1983).
  21. Burgess, P. R., English, K. B., Horch, K. W., Stensaas, L. J. Patterning in the regeneration of type I cutaneous receptors. J Physiol. 236, 57-82 (1974).
  22. Soriano, P. Generalized lacZ expression with the ROSA26 Cre reporter strain. Nat Genet. 21, 70-71 (1999).
  23. Wright, M. C., et al. Atoh1+ progenitors maintain the Merkel cell population in embryonic and adult mice. J Cell Biol. 208, 367-379 (2015).
  24. Kumar, A., Brockes, J. P. Nerve dependence in tissue, organ, and appendage regeneration. Trends Neurosci. 35, 691-699 (2012).
  25. Rinkevich, Y., et al. Clonal analysis reveals nerve-dependent and independent roles on mammalian hind limb tissue maintenance and regeneration. Proc Natl Acad Sci USA. 111, 9846-9851 (2014).
  26. Ueno, H., et al. Dependence of corneal stem/progenitor cells on ocular surface innervation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 867-872 (2012).
  27. Westphalen, C. B., et al. Long-lived intestinal tuft cells serve as colon cancer-initiating cells. J Clin Invest. 124, 1283-1295 (2014).
  28. Uhmann, A., et al. The Hedgehog receptor Patched controls lymphoid lineage commitment. Blood. 110, 1814-1823 (2007).
  29. Lau, J., et al. Temporal control of gene deletion in sensory ganglia using a tamoxifen-inducible Advillin-Cre-ERT2 recombinase mouse. Mol Pain. 7, 100 (2011).

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Citer Cet Article
Peterson, S. C., Brownell, I., Wong, S. Y. Cutaneous Surgical Denervation: A Method for Testing the Requirement for Nerves in Mouse Models of Skin Disease. J. Vis. Exp. (112), e54050, doi:10.3791/54050 (2016).

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