Method Article

Enregistrement simultané de Électrorétinographie et potentiels évoqués visuels chez des rats anesthésiés

DOI:

10.3791/54158

⸱

July 1st, 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Optometry and Vision Sciences, University of Melbourne

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole décrit la mesure simultanée de l’électrorétinogramme et des potentiels évoqués visuels chez des rats anesthésiés.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’électrorétinogramme (ERG) et le potentiel évoqué visuel (VEP) sont couramment utilisés pour évaluer l’intégrité de la voie visuelle. L’ERG mesure les réponses électriques de la rétine à la stimulation lumineuse, tandis que le VEP mesure l’intégrité fonctionnelle correspondante des voies visuelles de la rétine au cortex visuel primaire après le même événement lumineux. La forme d’onde ERG peut être décomposée en composants qui reflètent les réponses de différentes classes de cellules neuronales et gliales rétiniennes. Les premiers composants de la forme d’onde VEP représentent l’intégrité du nerf optique et des centres corticaux supérieurs. Ces enregistrements peuvent être réalisés de manière isolée ou collective, selon l’application. La méthodologie décrite dans cet article permet l’évaluation simultanée de l’électrophysiologie visuelle évoquée rétinienne et corticale des deux yeux et des deux hémisphères. Il s’agit d’un moyen utile d’évaluer de manière plus complète la fonction rétinienne et les effets en amont que les modifications de la fonction rétinienne peuvent avoir sur la fonction corticale visuelle évoquée.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mesure de l'électrorétinogramme (ERG) et potentiel évoqué visuel (VEP) fournir des évaluations quantitatives utiles de l'intégrité de la voie visuelle. L'ERG mesure les réponses électriques de la rétine à une stimulation lumineuse, tandis que la VEP mesure l'intégrité fonctionnelle correspondante des voies visuelles de la rétine au cortex visuel primaire suivant le même événement lumière. Ce manuscrit décrit un protocole pour l'enregistrement et l'analyse des réponses ERG et VEP dans un modèle de laboratoire couramment utilisé, le rat.

L'ERG fournit un indice de l'intégrité fonctionnelle d'un certain nombre de classes clés de cellules rétiniennes en quantifiant réponse électrique brute de la rétine à un flash de lumière. Une série coordonnée des flux ioniques initiée par l'apparition de lumière et de décalage, produire des changements détectables dans la tension qui peut être mesurée en utilisant des électrodes de surface placées à l'extérieur de l'œil. La forme d'onde résultante représente la combinaison d'un soiries de composants bien définis, différents en amplitude, le calendrier et la fréquence. Un important corpus de recherche a montré que ces composants sont relativement bien conservés dans de nombreux rétines vertébrés et que les composants peuvent être séparés les uns des autres. En choisissant judicieusement le stimulus (flash stimulus, fond, intervalle interstimulus) conditions et en choisissant des caractéristiques spécifiques de la forme d' onde composite à analyser , on peut être sûr de retourner une mesure d'un groupe spécifique de cellules rétiniennes 1,2. Ces caractéristiques sous-tendent l'utilité et donc les applications répandues de l'ERG en tant que mesure non-invasive de la fonction de la rétine. Ce manuscrit se concentre sur la méthodologie de mesure de l'ERG et l'analyse de ses caractéristiques pour renvoyer des informations sur certaines des principales classes de cellules de la rétine, à savoir photorécepteurs (la composante PIII), les cellules bipolaires (la composante PII) et les cellules ganglionnaires de la rétine (le positif seuil de réponse scotopique ou pstr).

Le VEP fournit une analyse de la réponse corticale à la lumière; la première provenant de la rétine et par la suite transmis en série par l' intermédiaire du nerf optique, l' appareil optique, le thalamus (noyau genouillé latéral, LGN) et le rayonnement optique à la zone V1 du cortex 3. Chez les rongeurs, la majorité (90 - 95%) des fibres du nerf optique de chaque decussate oculaire 4 et innervent le mésencéphale controlatéral. Contrairement à l'ERG, il est encore impossible d'attribuer les différentes composantes de la VEP à des classes de cellules spécifiques, 5 change donc partout le long de la voie visuelle pourrait affecter la forme d' onde VEP. Néanmoins, le VEP est une mesure non-invasive utile de la performance visuelle et de l'intégrité de la voie visuelle. Le VEP, lorsqu'il est utilisé en conjonction avec l'ERG, peut fournir une évaluation plus complète du système visuel (ie, la rétine / voie visuelle).

ERG et VEP enregistrements peuvent être effectuées de manière isolée ou en combinaison, en fonction de l'application. La méthodologie décrite dans ce document permet une évaluation simultanée de la rétine et du cortex électrophysiologie visuelle évoqué des deux yeux et les deux hémisphères chez les rats anesthésiés. Ceci est un moyen utile d'évaluer de façon plus complète la fonction rétinienne et les effets en amont que les changements dans la fonction rétinienne peuvent avoir sur la fonction corticale évoquée visuelle.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Toutes les procédures expérimentales ont été réalisées selon le Code australien de pratiques pour le soin et l'utilisation des animaux à des fins scientifiques, établi par le Conseil de recherches médicales Santé nationale et en Australie. clairance éthique a été obtenue à partir de l'Université de Melbourne, Faculté des Sciences, Comité d'éthique des animaux (numéro d'homologation 0911322,1).

1. Pré-implantation chronique VEP Electrodes

Remarque: Si des signaux ERG et VEP simultanées doivent être collectés animaux doivent être implantés chirurgicalement avec VEP les électrodes au moins 1 semaine avant pour signaler la collecte.

  1. Stériliser le banc chirurgical avant l'expérimentation d'un nettoyage avec la chlorhexidine (0,5% dans 70% d'éthanol). Autoclave tout le matériel chirurgical avant utilisation. Couvrir l'animal avec un drap chirurgical stérilisé. Vérifiez que tous les expérimentateurs portent des masques chirurgicaux, des blouses et des gants stérilisés.
  2. Provoquer l' anesthésie avec de 3 à 3,5% d' isoflurane avec O 2 à un taux de 3 L / min. Maintenir anesthesia à 1,5% et de 2 L / min tout au long de l'intervention chirurgicale. Veiller à une profondeur suffisante de l'anesthésie par l'absence de patte de pincement réflexe.
  3. Appliquer 1% de carboxyméthylcellulose sodique sur la cornée pour éviter le dessèchement des yeux.
  4. Rasez 30 mm Surface x 30 mm sur le front, postérieure aux yeux et antérieure aux oreilles.
  5. Placez l'animal sur un coussin chauffant (37 ° C) pour maintenir la température du corps et de stabiliser la tête d'animaux avec un cadre stéréotaxique.
  6. Désinfecter la zone rasée avec 10% de povidone-iode à trois reprises. Évitez l'utilisation d'antiseptiques à base d'alcool pour la zone près de l'œil, étant compatible avec la norme de pratique énoncées par l'Association des technologues chirurgicaux.
  7. Faire une incision médiane-sagittale sur la tête avec un scalpel et de cette accise un cercle de diamètre ~ 20 mm de tissu dermique pour exposer l'os crânien.
  8. Retirer périoste sous-jacent par le grattage et le séchage avec de la gaze pour exposer les sutures crâniennes coronales et sagittales.
  9. Nousing une fraise dentaire fixée à une perceuse, trépaner deux trous (0,7 mm de diamètre, profondeur ~ 1 mm) à travers le crâne sur les deux hémisphères, les coordonnées stéréotaxiques: 7 mm caudale à bregma, 3 mm latéralement à la ligne médiane.
  10. Visser les vis en acier inoxydable (diamètre 0,7 mm, longueur 3 mm, stérilisé avec de la chlorhexidine) dans les deux trous pré-faites jusqu'à une profondeur de ~ 1 mm (2 mm de vis exposée) pour permettre l'ancrage ferme. Ce contact avec la dure-mère, sans endommager le tissu cortical sous-jacent.
  11. Préparer zone chirurgicale pour l'amalgame dentaire en séchant l'os crânien avec de la gaze, et rétracter la peau lâche avec deux 3-0 sutures à ~ 4 et 8 heures.
  12. Étaler l'amalgame dentaire sur le crâne exposé à fixer les électrodes à vis (des vis en acier inoxydable décrites à l'étape 1.10) en place. Veiller à ~ 1,5 mm des vis restent exposées pour l'enregistrement.
  13. Retirer les sutures de rétraction.
  14. Injecter 0,5% par voie sous cutanée carprofène (5 mg / kg) pour l'analgésie et une solution saline (chlorure de sodium à 0,9%, 10,5 ml), sous-cutanée pour le remplacement du fluide.
  15. Laisser l'animal à récupérer dans des cages séparées. Ne pas laisser l'animal sans surveillance jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale.
  16. Ne pas retourner animal à la compagnie d'autres animaux jusqu'à ce qu'il ait complètement récupéré de la chirurgie (minimum 5 jours).
  17. Continuer d'administrer 0,5% sous-cutanée carprofène pour l'analgésie (5 mg / kg) une fois par jour pendant 4 jours.
  18. Enregistrez ERG et VEP 1 semaine après la chirurgie.

2. ERG et VEP Enregistrement

  1. préparation de la collecte des données
    1. Utilisez un logiciel informatique pour déclencher simultanément stimulus et acquérir des données 2 selon les paramètres recommandés ci - dessous.
      1. Amplifier les signaux 3 (ERG: × 1000, VEP: x10,000) avec le gain réglé en interne par un pré-amplificateur et amplificateur isolé, et avec les deux yeux appariés pour l' impédance.
      2. taux d'échantillonnage défini pour l'ERG à 4 kHz sur une 650fenêtre d'enregistrement msec (2560 points), Pour ce faire, cliquez sur l'onglet pour "base de temps" dans le logiciel d'acquisition de données (pour le nom et la version du logiciel, voir le tableau des matériaux), sélectionnez "2560" pour les échantillons, et "500 ms" pour le temps qui sera de retour d'une fenêtre d'enregistrement de 650 msec.
        1. Utilisez la même méthode pour définir la fréquence d'échantillonnage pour le VEP à 10 kHz sur une époque msec 250. Autoriser 10 msec de base pré-stimulus pour les deux enregistrements ERG et VEP. Pour ce faire, cliquez sur l'onglet "Configuration"; sélectionnez "Stimulateur" pour faire apparaître une nouvelle fenêtre de dialogue; dans cette fenêtre sélectionner "impulsion" dans la liste déroulante "Mode" vers le bas; et définir la valeur de "retard" à "10 ms".
      3. passe-bande ERG Set filtrage à 0,3 - 1000 Hz (- 3 dB). Cela se fait en cliquant sur "Bio Amplifier» dans le logiciel d'acquisition de données. Définissez ensuite la valeur pour "High Pass" à "0,3 Hz", et la valeur de "passe-bas" à "1 kHz».
      4. En utilisant la méthode indiquée ci - dessus dans 2.1.1.3, définissez VEP paramètres passe-bande à 0,1 - 100 Hz (- 3 dB) tel que recommandé par la Société internationale pour électrophysiologie clinique de Vision (ISCEV) pour les enregistrements VEP humain 6.
  2. Préparation de l'électrode
    1. Custom-faire les électrodes inactives ERG actifs / inactifs et VEP actifs / en attachant un fil d'argent ou d' une pince crocodile à un conducteur d'électrode, respectivement 2. obtenir commercialement électrode de masse.
    2. Pour les électrodes sur mesure 4, couper l'extrémité mâle de l'extension d'électrode. Enlever 1 cm du revêtement isolant de polytétrafluoroéthylène externe avec une lame de scalpel assurant le fil interne ne soit pas endommagé.
    3. Pré-fashion les ERG électrodes inactives en coupant une longueur de 70 mm de fil d'argent (épaisseur 0,3 mm) et formant une boucle ~ 8 mm de diamètre pour encercler l'œil de rat. Préparer un cercle uniforme en formant la boucle sur une pointe de pipette 1 ml.
    4. VEP Pre-fashion électrodes inactives en coupant une longueur de 70 mm d'argent et formant une ellipse ~ 8 mm de diamètre de longueur sage d'accrocher sur les incisives de rat.
    5. Pré-fashion les ERG électrodes actives en coupant une longueur de 30 mm de fil d'argent et formant une petite boucle à contacter doucement la cornée de rat (~ 1-2 mm de diamètre)
    6. Fixer solidement les électrodes (2 ERG actif, 2 ERG inactive, 1 VEP inactif) à la tête de l'électrode par enlaçant l'argent avec le fil interne exposée.
    7. Isoler métal exposé en excès avec du ruban de masquage pour réduire les artefacts photovoltaïques.
    8. Sur les électrodes inactives ERG coller un petit morceau de crochet et boucle de fixation (~ 5 mm x 20 mm) pour le ruban de masquage pour permettre la fixation stable à la courroie de cou de rongeur.
    9. Fixez la pince crocodile sur le fil interne de l'électrode conduit à rendre les électrodes actives VEP.
    10. Avant enregistrements, galvanoplastie les surfaces exposées des fils d'argent ( par exemple, la bague inactive et active pointe) avec du chlorure en utilisant une source de courant continu 9 V pendant 20 s pour améliorer la conduction du signal.
      1. Pour ce faire, plongez la pointe d'argent du fil électrode ERG (agissant comme anode d'une cellule primaire) dans une solution saline normale; l'autre extrémité de ce fil d'électrode à la borne positive d'une pile de 9 V.
      2. Branchez un autre fil (la cathode) à la borne négative de la batterie, et plongez l'autre extrémité dans une solution saline ainsi. Déconnecter après 20 secondes et observer la pointe de ruban du fil d'électrode ERG à revêtir uniformément dans la couleur blanche.
        Remarque: préparer de nouvelles électrodes ERG pour chaque session expérimentale (~ jusqu'à 8 heures) afin d'assurer la perméabilité du revêtement de chlorure.
  3. préparation des animaux
    1. Dark-adapter les animaux pendant la nuit (≥ 8 h) avant les enregistrements dans une chambre étanche à la lumière. Assurer adaptation à l'obscurité maximale en éteignant les lumières de la pièce, la fermeture de toutes les portes et stores. Minimiser les fuites de lumière en plaçant des matériaux légers à l'épreuve autourjonctions de portes / fenêtres et les écrans d'ordinateur de placement à l'extérieur épais rideaux noirs.
    2. Procéder à la préparation des animaux dans une pièce sombre à l'aide de la diode faible émission de lumière rouge (LED; 17,4 cd.m -2, λ max = 600 nm) pour maintenir la sensibilité de la tige.
    3. Anesthésier le rat par injection de kétamine / xylazine (60: 5 mg / kg) par voie intramusculaire. Confirmer une profondeur suffisante de l'anesthésie par l'absence d'un réflexe patte de pincement.
    4. Pour maintenir la sédation, administrer une autre dose d'anesthésie (50% de la dose initiale) après 50 min si nécessaire.
    5. Pour anesthésie topique supplémentaire appliquer une baisse de 0,5% proximétacaïne à chaque oeil, et clignotera hors excès de liquide.
    6. Pour la dilatation des pupilles appliquer une baisse de 0,5% tropicamide à chaque œil, puis sécher l'excès de liquide.
  4. ERG et VEP électrode positionnement
    1. Placer l'animal sur la plate-ERG en face de la cuvette Ganzfeld située dans la cage de Faraday. Évitez d'utiliser un coussin chauffant électrique, comme cune introduction du bruit électrique dans les enregistrements électrophysiologiques. Remarque: La plate-forme est fixée à une plate-forme de l'eau chauffée en circulation pour maintenir la température corporelle.
    2. animale sécurisé à la plate-forme avec une bande de crochet et boucle de fixation placé fermement mais pas serré autour de la nuque.
    3. Accrocher l'électrode VEP inactive autour incisives inférieures du rat anesthésié.
    4. Placer les électrodes inactives ERG en encerclant l'anneau scléral non effractive autour de l'équateur de l'œil. Stabiliser ce en attachant des électrodes à l'attache bande crochet et boucle autour de la nuque. Répétez l'opération pour l'oeil controlatéral.
    5. Fixer VEP Les électrodes actives en attachant des pinces crocodile à vis en acier inoxydable pré-implantés sur le crâne.
    6. Placer une petite goutte de 1% de sodium carboxyméthylcellulose sur la cornée avant le placement de l'électrode active ERG pour améliorer la qualité du signal. Remarque: Le fluide de viscose contribue également à maintenir l'hydratation de la cornée à travers l'expérimentation à des miniMize la formation de type dessiccation cataracte chez les rongeurs 7.
    7. Placer une petite goutte de 1% de carboxyméthylcellulose sodium sur les incisives inférieures pour améliorer le contact de l'électrode inactive VEP et donc la qualité du signal.
    8. Placer les électrodes actives ERG toucher légèrement la surface cornéenne centrale en utilisant un micromanipulateur attaché à un bras stéréotaxique sur mesure.
    9. Insérer 2 - 5 mm de l'aiguille électrode de masse (en acier inoxydable) sous-cutanée dans la queue.
    10. Si nécessaire sécher tout excès de liquide de la paupière inférieure avant l'enregistrement pour améliorer la qualité du signal.
    11. plate-forme de diapositives plus proche de la cuvette Ganzfeld assurant que les yeux de l'animal aligner avec l'ouverture de la cuvette pour permettre un éclairage uniforme des deux rétines (voir étape 2.4.1).
    12. Fermez la cage de Faraday pour réduire les bruits parasites.
  5. Collecte de données
    1. Utilisez un flash de test faible (- 0,52 log cd.sm -2) pour déterminer si l' électrode placement est satisfaisant 2. Dans des conditions de contrôle cela se traduirait par une amplitude de l'ERG ~ 800 mV et une variabilité inter-oculaire ne dépassant pas 10%. Si les électrodes de repositionnement requis.
    2. Après le test-flash permettent aux animaux à foncé adapter pendant 10 min dans l'obscurité totale avant l'enregistrement.
    3. clignote Présenter des stimuli lumineux en utilisant un bol Ganzfeld tout collecte ERG et VEP signaux simultanément sur une msec fenêtre temporelle ~ 500. Les progrès de gradateur pour plus lumineux niveaux de lumière afin de maintenir adaptation à l'obscurité suffisante pour des formes d'onde particulières.
    4. Recueillir des signaux sur une gamme d'énergies lumineuses pour obtenir des STR, b-ondes et a / b des formes d'onde à ondes de l'ERG. plusieurs signaux moyens aux niveaux de gradation de lumière (20 répétitions) et moins aux énergies plus lumineux lumineuses (1 répétition). Peu à peu, d'allonger l'intervalle inter-stimulus 1-180 sec de dimmest au niveau de lumière la plus brillante. Voir le tableau 1 pour un exemple de protocole.
    5. Pour isofin les réponses de bâtonnets et des cônes ERG, utiliser un paradigme appariées flash 8. Initier quatre clignote à 1,52 log cd.sm -2 avec un intervalle de 2 500 msec inter-stimulus entre les deux. Soustraire numériquement la forme d' onde de cône (3 e ou 4 e flash) à partir de la forme d' onde mixte (1 er flash) pour obtenir la réponse de la tige putative.
    6. Pour enregistrer des signaux VEP, moyenne 20 répétitions aux énergies plus lumineux lumineuses (c. -à - 0,52 à 1,52 log cd.sm -2, 5 sec d' intervalle inter-stimulus). Notez que le premier flash dans cette séquence renvoie la réponse adaptée à l'obscurité conventionnelle ERG.
    7. Comptez 1 - 3 min pour re-adaptation après balaie (20) VEP avant la brillante prochaine ERG étape, en fonction de l'énergie lumineuse.
    8. Après l'achèvement de la collecte des données, l'euthanasie des animaux anesthésiés par injection intracardiaque de pentobarbital sodique (325 mg / ml, 3 ml).
Waveform L' énergie de la lumière de stimulation (log cd.sm -2) Le nombre de répétitions intervalle interstimulus (sec)
STR -6,24 20 2
STR -5.93 20 2
STR -5.6 20 2
STR -5,33 20 2
Rod b-ondes -4,99 dix 2
Rod b-ondes -4.55 dix 2
Rod b-ondes -4.06 5 5
Rod b-ondes -3.51 5 5
Rod b-ondes -3.03 1 15
Rod b-ondes -2.6 1 15
Rod b-ondes -1.98 1 15
a- mixte / b-ondes -1.38 1 30
a- mixte / b-ondes -0.94 1 30
Flash 1: mixte moyenne a- / b-vague de 20: VEP -0.52 20 5
(90 secondes avant le prochain)
Flash 1: mixte moyenne a- / b-vague de 20: VEP 0,04 20 5
(120 secondes avant la prochaine)
Flash 1: mixte moyenne a- / b-vague de 20: VEP 0,58 20 5
(180 secondes avant la prochaine)
Flash 1: mixte moyenne a- / b-vague de 20: VEP 1.2 20 5
(180 secondes avant la prochaine)
Flash 1: mixte moyenne a- / b-vague de 20: VEP 1.52 20 5
(180 secondes avant la prochaine)
Cone a- / b-ondes 1.52 4 0,5

Tableau 1. ERG et protocole d' enregistrement VEP utilisant une gamme d'énergie de stimulation. Progrès des présentations de stimulation de faible ( en haut) à vif ( en bas) clignote, avec suffisamment d' intervalle inter-stimulus pour assurer adaptation à l' obscurité. A la fin du protocole, la répétition de quatre flashes avec court intervalle est présenté pour déclencher la réponse du cône médiation.

3. Analyse de l'ERG Waveforms

Note: ERG et VEP analyse a été décrite en détail précédemment 3,9,10 La.sections suivantes donnent un bref aperçu.

  1. signaux d'exportation au format numérique tension-temps à un logiciel de tableur pour l'analyse des données.
  2. Rod fonction photoreceptoral
    1. Modéliser le bord d' attaque de l'onde-PIII avec un gaussien retardé (Equation 1) 11.
      PIII (i, t) = Rm PIII ∙ [1 - exp (- i ∙ S (t - t d) 2)] pour t> t d (équation 1)
    2. Optimiser l'ajustement sur ​​un ensemble de deux énergies plus brillants lumineux 12,13 (ie, 1,22 et 1,52 log cd.sm -2).
    3. Modèle jusqu'à 90% de l'amplitude d' une onde pour éviter les intrusions post-receptoral 14.
      Remarque: Le modèle renvoie l'amplitude saturée (Rm PIII, uV), la sensibilité (S, m 2 .cd -1 .s -3) et le retard (t d, msec) de la réponse photoreceptoral.
  3. Rod bipolaire fonct cellulaireion
    1. soustraire numériquement le modèle PIII (voir ci-dessus) à partir des formes d'onde mixtes pour renvoyer le PII mixte avec des potentiels oscillatoires sus-jacentes.
    2. Pour extraire le PII de la tige du PII mixte, soustraire numériquement la réponse du cône (3 e ou 4 e éclair à 1,52 log cd.sm -2) à partir du mélange PII (1 er éclair à 1,52 log cd.sm -2).
    3. Ensuite, appliquer un filtre passe-bas à la forme d'onde (46,9 Hz, -3 dB, fenêtre Blackman) pour éliminer les potentiels oscillatoires. La forme d' onde restante est la réponse de la PII de tige 10.
    4. Extraire la tige PII amplitude crête et tracer contre toutes les intensités de stimulation (inférieure à -2 PII log cd.sm -2 et tige-isolé à 1,52 log cd.sm -2) 10.
    5. Modèle ces données à l'aide d'une fonction hyperbolique (équation 2), qui fournit une mesure de l'intégrité intérieure des cellules rétiniennes.
      V (i) = Vmax (i n / (n iK + n)) (équation 2)
      Note: Cette équation retourne réponse maximale PII (V max, uV), 1 / sensibilité (k, log cd.sm-2) et la pente de la fonction (n) 15.
  4. fonction de cellule bipolaire Cone
    Remarque: Comme la réponse du cône est prise à une seule intensité (1,52 log cd.sm -2) l'amplitude et le timing sont resyntonisés à ce niveau de lumière.
    1. Extrait cône maximal réponse PII 2,16.
    2. Extraire le temps implicite à laquelle cette réponse maximale correspond 2,16.
  5. la fonction des cellules ganglionnaires
    1. Comme le STR est un petit signal, appliquer un filtre passe-bas avec 50 Hz cran à la forme d'onde pour éliminer haute fréquence et le bruit de ligne (46,9 Hz, -3 dB, fenêtre Blackman).
    2. Extrait réponse pstr maximale 3,17.
    3. Extraire le temps implicite à laquelle cette réponse maximale correspond 3,17.

4. Analyse des VEP Waveforms

  1. Extraire les composantes maximales et minimales de la VEP (P1, N1 et P2). Pour plus de détails voir les références 3,6.
  2. Amplitudes express que auge à crête amplitudes de leur pic précédent ou creux (P1N1 et N1P2). 3,6-
  3. Extraire le temps implicite (it) à laquelle cette réponse correspond maximale (P1 il, N1 il, P2 il) 3,6.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L'ERG a-wave (> -1.38 log cd.sm -2), b-ondes (> - 4,99 log cd.sm -2) DOD (<- 4,99 log cd.sm -2) et les VEPs (> - 0,52 log cd.sm -2) ont été enregistrés simultanément (Figure 1 et 3). A clignote très faibles, un STR positif (pstr) est observée à environ 110 ms après le flash, et ​​un STR négatif (NSTR) , à environ 220 msec (figures 1 et 2). Un ERG avec un grand b-ondes, des pics entre 50 à 100 msec a...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L'ERG et VEP sont des mesures objectives de la fonction visuelle de la rétine et du cortex, respectivement. L'avantage de l'enregistrement simultané est qu'une vision plus globale de l'ensemble de la voie visuelle est assurée. Plus précisément, les informations complémentaires de leur évaluation simultanée pourrait fournir une délimitation plus claire du site de la lésion dans la voie visuelle (par exemple, pour les troubles qui se chevauchent encore ERG distincte VEP manifestations 18,...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont aucune divulgation pertinente pour ce travail.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le financement de ce projet a été fourni par le Conseil national de la santé et de la recherche médicale (NHMRC) 1046203 (BVB, AJV) et le Melbourne Neuroscience Institute Fellowship (CTN).

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Pince crocodilemarque génériqueHM3022Clip en acier inoxydable 26 mm pour connecter des électrodes à vis VEP à des câbles
BioamplificateurADInstrumentsML 135Pour amplifier les signaux ERG et VEP
Carboxyméthylcellulose sodique 1,0AllerganCAS 0009000-11-7Fluide visqueux pour améliorer la qualité du signal de l’électrode active ERG
Carprofène 0,5 %Groupe Santé animale de PfizerCAS 53716-49-7Nom exclusif : Rimadyl injectable (50 mg/ml). Pour l’analgésie post-opératoire, diluée à 0,5 % (5 mg/ml) dans une solution saline normale
Chlorhexadine 0,5 %Orion Laboratories27411, 80085Pour désinfecter les instruments chirurgicaux
Bain-marie circulantLauda-Kö ; nigshoffenMGW LaudaPour le maintien de la température corporelle de l’animal anesthésié pendant l’opération et les enregistrements électrophysiologiques
Amalgame dentaireDeguDent GmbH64020024Pour envelopper l’ensemble électrode-crâne afin de le rendre plus robuste
Fraise dentaireStorz Instruments, Bausch and Lomb#E0824AUne tête de forage miniature de ~ 0,7 mm de diamètre pour faire un petit trou dans le crâne sur chaque hémisphère afin d’implanter des vis VEP
Perceuse BoschDremel série 300Une perceuse automatique pour trépaner
Électrode en plombGazon Téléfacteur  ;F-E2-30Câbles en platine pour connecter les électrodes en fil d’argent à l’amplificateur
Cage de FaradaysurAssure l’étanchéité à la lumière pour maintenir l’adaptation à l’obscurité. Intègre la configuration Ganzfeld pour améliorer le rapport signal/bruit
Écouvillons de gazeMultigate Medical Products Pty Ltd57-100BPour le séchage de l’incision chirurgicale et de la surface exposée du crâne pendant l’intervention chirurgicale
Sphère d’intégration GanzfeldPhotometric Solutions InternationalStimulateur de lumière conçu sur mesure : 36 mm de diamètre, 13 cm d’ouverture
Taille VelcroVELCRO Australia Pty LtdVELCRO Marque Réutilisable EnveloppeFermeture auto-agrippante pour fixer les électrodes et l’animal sur la plate-forme d’enregistrement
Isoflurane 99,9 %Abbott Australasia Pty LtdCAS 26675-46-7Nom exclusif : Isoflo(TM) Anathésique par inhalation. Anesthésique par inhalation de qualité pharmaceutique mélangé à de l’oxygène gazeux pour la chirurgie d’implant d’électrodes VEP
Kétamine  ;Troy LaboratoriesIlium KetamilNom exclusif : Ketamil Injection, Marque : Ilium. Anesthésique de qualité pharmaceutique pour l’enregistrement électrophysiologique
Luxeon LEDsPhillips Lighting Co.Pour la stimulation lumineuse, vingt LED de 5 W et une LED de 1 W.
MicromanipulateurHarvard ApparatusBS4 50-2625Maintient l’électrode active ERG pendant les enregistrements
Électrode à aiguilleTéléfacteur d’herbe  ;F-E2-30sous-cutanée dans la queue pour servir d’électrode de masse pour l’ERG et le VEP
Phényléphrine 2,5 % minimums  ;Bausch and LombCAS 61-76-7Instillé avec Tropicamide pour obtenir une dilatation maximale pour l’enregistrement ERG
Povidone iode 10 %Sanofi-AventisCAS 25655-41-8Nom propriétaire : Bétadine, Antiseptique pour préparer la peau rasée à la chirurgie 10 %, 500 ml
Système d’acquisition de données PowerlabADInstrumentsML 785Contrôle les LED
Proxymetacaine 0,5Alcon Laboratories& nbsp ;CAS 5875-06-9Pour l’anesthésie cornéenne lors d’enregistrements ERG
Solution salineGelflexNon injectable, pour la galvanoplastie des électrodes en fil d’argent
Scope SoftwareADInstrumentsversion 3.7.6Déclenche simultanément le stimulus via le système Powerlab et collecte les données
Silver (fil rond fin)A& E métal0,3 mmUtilisé pour fabriquer des électrodes ERG actives et inactives, et l’électrode VEP inactive
Vis en acier inoxydable  ;MicroFasterners Diamètre dela tige de 0,7 mm, 3 mm de longueur à implanter sur le cortex visuel primaire et servir d’électrodes VEP actives
Cadre stéréotaxiqueDavid KopfModèle 900Un instrument stéréotaxique pour petits animaux permettant de localiser les cortex visuels primaires selon Paxinos & L’atlas du cerveau de rat de Watson de 2007 coordonne
la lame chirurgicaleSwann-Morton Ltd.0206Pour l’incision de la zone de la peau recouvrant le cortex visuel primaire pour implanter les électrodes VEP
SutureShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd3-0 suture tressée en soie non résorbable, pour la rétraction cutanée pendant la chirurgie d’implantation d’électrodes VEP
Tobramycine pommade oculaire 0,3Laboratoires Alcon  ;CAS 32986-56-4Nom de marque : Tobrex. Pommade antibiotique prophylactique appliquée autour de la plaie cutanée après l’intervention
Tropicamide 0,5Laboratoires Alcon  ;CAS 1508-75-4Nom de marque : 0,5 % de collyre mydriacyle, instillé pour obtenir une mydriase pour l’enregistrement ERG
XylazineTroy LaboratoriesIlium Xylazil-100Anesthésique de qualité pharmaceutique pour l’enregistrement électrophysiologique
Pointe de pipette EppendorfPty Ltd0030 073.169Eppendorf epTIPS 100 - 5 000 ml, pour électrodes sur mesure
Microsoft Office ExcelMicrosoftversion 2010tableur logiciel pour l’analyse des données
Lethabarb Euthanazia InjectionVirbac (Australia) Pty LtdLETHA450325 mg/ml de pentobarbital sodique pour l’euthanasie rapide
 % mesure Inséré par voie  %  %  %

References

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