Article de méthode

Génération et identification de GM-CSF dérivé alvéolaires comme Macrophages et cellules dendritiques à partir de moelle osseuse de souris

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DOI :

10.3791/54194

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25 juin 2016

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1Microbiology and Immunology, University of British Columbia

Dans cet article

Résumé

Les cellules de moelle osseuse cultivées avec le facteur de stimulation des colonies de macrophages granulocytes (GM-CSF) génèrent une culture hétérogène contenant des macrophages et des cellules dendritiques (DC). Cette méthode met en évidence l’utilisation de la liaison au MHCII et à l’hyaluronane (HA) pour différencier les macrophages des CD dans la culture GM-CSF. Les macrophages de cette culture présentent de nombreuses similitudes avec les macrophages alvéolaires.

Résumé

Macrophages et les cellules dendritiques (CD) sont des cellules immunitaires innées présentes dans les tissus et les organes lymphoïdes qui jouent un rôle clé dans la défense contre les pathogènes. Cependant, ils sont difficiles à isoler en nombre suffisant pour les étudier en détail, par conséquent, des modèles in vitro ont été développés. Dans les cultures in vitro de macrophages dérivés de la moelle osseuse et les cellules dendritiques sont des méthodes précieuses et bien établies pour les études immunologiques. Ici, un procédé de mise en culture et identifier à la fois les DC et les macrophages à partir d'une seule culture de cellules de moelle osseuse de souris en utilisant la première facteur stimulant les colonies de granulocytes-macrophages de cytokines (GM-CSF) est décrit. Ce protocole est basé sur la procédure établie d' abord développé par Lutz et al. en 1999 pour les PED dérivées de la moelle osseuse. La culture est hétérogène, et MHCII et hyaluronane fluorescéine (FL-HA) sont utilisés pour distinguer les macrophages de CD immatures et matures. Ces GM-CSF dérivé macrophages proVidé une source pratique d'in vitro des macrophages dérivés qui ressemblent étroitement à des macrophages alvéolaires dans les deux phénotype et la fonction.

Introduction

Plusieurs méthodes de culture in vitro ont été décrits pour générer des macrophages d'os dérivées de la moelle (BMDMs) et les CD dérivées de la moelle osseuse (BMDC) en utilisant un ou une combinaison de facteurs de croissance. BMDMs peut être produite en cultivant des cellules de moelle osseuse en utilisant soit le facteur de stimulation des colonies de macrophages (M-CSF) ou le GM-CSF 1,2. Pour BMDCs, l'addition d' un ligand de FLT3 dans la culture de moelle osseuse donne lieu à des DC plasmacytoïdes classiques et non-adhérentes (CD11c haut / MHCII haut et CD11c lo, B220 + , respectivement) après 9 jours de culture , 3,4. En revanche, les cellules non adhérentes générées après 7 à 10 jours de culture avec GM-CSF seul 5,6, GM-CSF et l' IL-4 7, ou le GM-CSF et FLT3 ligand 8,9 génèrent BMDCs ressemblant davantage les PED inflammatoires (CD11c haute, MHCII haute CD11b +) 10. Bien que ces cultures in vitro sont utilisées pour générer des macrophages ouDC, il est difficile de savoir si chaque culture donne lieu à des populations pures. Par exemple, bien que les cellules adhérentes dans les cultures GM-CSF sont décrits comme les macrophages 5, les cellules non-adhérentes de la même culture sont utilisés comme DC 6,11-13, avec la présomption qu'ils sont homogènes et toute variabilité observée est en raison de différents stades de développement 14,15. En outre, des études ont montré GM-CSF d'être un facteur de croissance essentiel pour le développement des macrophages alvéolaires in vivo 16,17, et peuvent être utilisés in vitro pour générer alvéolaires comme les macrophages 16,17,18.

Autre que l'adhésion, les procédures de génération des macrophages et des pays en développement à partir de cultures de moelle osseuse GM-CSF traités sont très similaires suggérant l'hétérogénéité peuvent exister au sein des cultures de moelle osseuse GM-CSF. Cela semble bien être le cas que deux documents font état de la présence de BMDMs dans la fraction non adhérente des cultures BMDC. Dans un papier, ils identified une population de cellules que CD11c +, CD11b +, MHCII mi, MerTK + et CD115 +, qui exprimait une signature d'expression génique qui ressemblait plus étroitement les macrophages alvéolaires et avait une capacité réduite à activer les cellules T 19. Le second papier utilisé MHCII et FL-HA pour identifier une population de type macrophage alvéolaire (CD11c +, MHCII mid / low, FL-HA élevé) qui était distincte de immature (CD11c +, MHCII mi, FL-HA bas) et mature DC (CD11c +, MHCII haute), à la fois phénotypiquement et fonctionnellement 18. Ces documents illustrent les deux que les cultures GM-CSF BMDC sont hétérogènes, contenant à la fois des macrophages et des populations DC indiquant que les soins doivent être prises lors de l'interprétation des données à partir de cultures BMDC.

Ce protocole décrit comment isoler la moelle osseuse, des cellules de moelle osseuse dans la culture de GM-CSF, et d'identifier les alvéoles macrophagepopulation à partir des CD immatures et matures dans la culture de la moelle osseuse par cytométrie en flux en utilisant la liaison et l'expression MHCII FL-HA. Cette procédure est basée sur la procédure établie de Lutz et al 6 et est capable de générer. 5 - 10 x 10 6 cellules non adhérentes au jour 7 de la culture de 10 ml. La culture est utilisable de jours 7 à 10 et on obtient une population hétérogène de macrophages, DCs immatures et matures, ainsi que des progéniteurs au jour 7. Ceci permet d' obtenir une méthode simple pour isoler et cultiver in vitro des macrophages alvéolaires analogues dans de grandes quantités.

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Protocole

Les souris ont été euthanasiés en conformité avec le Conseil canadien sur les lignes directrices de protection des animaux pour la recherche animale éthique par des procédures approuvées par l'Université de Columbia Animal Care Committee britannique.

1. L'acquisition d'une seule cellule de moelle osseuse Suspension de la souris et de Tibia Fémur

  1. Allumer une enceinte de sécurité biologique (BSC) 15 min avant le début de la procédure pour purger l'air de l'armoire et de permettre la stabilisation des flux d'air, puis nettoyer / pulvérisation surface BSC avec 70% d'éthanol. Gardez tout aussi stérile que possible pour l'ensemble du protocole. Ne pas couper les os dans des conditions non stériles.
  2. Préparer des outils de dissection par trempage dans 70% d'éthanol (1 paire de ciseaux de dissection, 2 paires de pinces), solution saline équilibrée de Hank avec 5% de sérum de veau foetal (HBSS-FCS), boîtes de Petri stériles (100 mm x 15 mm), 1 seringues ml, 26½ aiguilles de calibre, les tubes de prélèvement coniques (15 ml ou 50 ml), et des serviettes en papier dans le BSC.
  3. Euthanasier la souris à l'aideprotocoles approuvés par le comité d'éthique de la recherche sur les animaux de l'institution. Apportez dans le BSC, placer sur le dessus d'une ou deux serviettes en papier et vaporiser la souris avec 70% d'éthanol.
  4. Dans le BSC, ouvrir une boîte de Pétri stérile aseptique, aliquote de 10 ml de HBSS-FCS à la base et 1 - 2 ml au couvercle.
  5. Placez la souris sur le ventre avec le dos tourné vers le haut et soulever la peau autour des sections thoraciques avec les doigts de la main non dominante. Utilisez les ciseaux pour faire une incision où la peau est soulevée.
  6. Tenez aux deux extrémités de la coupe, une extrémité de chaque main et soigneusement séparer la peau autour de la souris de l'arrière vers l'estomac, continuez à tirer jusqu'à ce que deux extrémités de l'incision se rencontrent à l'estomac.
  7. Retournez la souris pour l'estomac vers le haut, et d'une main tirer la moitié inférieure de la peau vers le bas vers la jambe, gardez tirant la peau jusqu'à ce que les jambes sont exposés.
  8. Tenez le pied de la souris vers le haut et couper les tendons d'Achille au-dessus de l'articulation de la cheville etles ligaments qui relient les muscles à pied à l'extrémité inférieure du tibia avec des ciseaux. Cette desserre le pied des os de la jambe.
  9. Tout en maintenant la jambe vers le haut par le pied, couper les muscles et les ligaments avec des ciseaux autour de l'articulation du genou à l'extrémité inférieure du fémur pour séparer les muscles de la cuisse de la jambe inférieure. Utilisez une pince pour tirer doucement les muscles desserrées loin de la fibula et les surfaces fémorales. Prenez soin de ne pas couper l'artère fémorale pour éviter des saignements abondants.
  10. Avec une main tenant sur pied, presse ciseaux bas ouverts à l'extrémité supérieure du fémur à l'articulation de la hanche, tourner la jambe et tirez doucement pour séparer le fémur de l'articulation de la hanche tout en utilisant les ciseaux pour faire la coupe finale à la libre la jambe du corps.
  11. A partir de ce moment-là, seulement maintenir le tissu avec des pinces stériles. Accrochez-vous à la jambe à une extrémité et retirer le pied sur l'autre.
    NOTE: Ce ne devrait pas exiger beaucoup de force, que les ligaments de connexion sont coupés à l' étape1.9. Alternativement, couper le tibia juste au-dessus de la cheville où l'os est fusionné.
  12. Maintenir la jambe de l'extrémité distale du fémur, avec un ensemble de pince et l'extrémité proximale du tibia et du péroné avec l'autre, plier soigneusement le tibia et le péroné dans le sens opposé de l'articulation du genou pour les séparer du fémur et de la rotule.
  13. Utilisez une pince pour tirer vers le bas les ligaments et les muscles restants encore attachés aux os de la jambe. Ici, retirer le péroné avec les tissus conjonctifs avec une pince comme il est trop petit pour être rincée pour les cellules de la moelle osseuse. Placez le tibia nettoyé sur la boîte de Pétri inversé couvercle.
  14. Maintenir l'extrémité inférieure du fémur avec un ensemble de pinces et de la rotule à une autre, plier la rotule et les tissus environnants dans le sens opposé de l'articulation pour le retrait. Ensuite, nettoyer les tissus conjonctifs restants du fémur; les retirer avec une pince, et placez-le sur le plat inversé Petri couvercle. Jeter la rotule.
  15. Répétez 1.7- 1.13 avec l'autre jambe si nécessaire. Transférer les os à 1,6 ml microtubes contenant 1 ml stérile HBSS-FCS pour le transport si nécessaire.
  16. Placez les os sur la boîte de Pétri couvercle inversé, avec 1 - 2 ml de HBSS-FCS, utiliser des pinces pour nettoyer les tissus résiduels encore attaché au tibia et du fémur, puis transférer les os à la base de boîte de Pétri contenant 10 ml de HBSS FCS. Vous pouvez également nettoyer les os et retirer le tissu musculaire joint à l'aide d'un tissu imbibé d'éthanol à 70%.
  17. Couper chacun des os dans la moitié avec des ciseaux. protéger partiellement la boîte de Pétri avec un couvercle stérile pendant la coupe pour assurer les os restent dans le plat. Alternativement, couper l'extrémité de chaque os pour permettre le rinçage à l'étape suivante.
  18. Fixer le 26½ aiguille G à la seringue de 1 ml, et établit 1 ml de HBSS-FCS de la boîte de Pétri. Insérer la pointe de l'aiguille dans l'extrémité d'un morceau d'os et de débusquer les cellules de moelle osseuse (tissu rouge doux à l'intérieur des os). Insérez l'aiguille dans la têtede l'os et l'extrémité ouverte, jusqu'à ce que toute la moelle de couleur rouge est éliminée. Observer les os comme de couleur blanche.
  19. Passez les grumeaux visibles de la moelle osseuse à travers la seringue plusieurs fois pour former une suspension cellulaire unique.
  20. Jeter les os rougies. Utilisez 10 ml pipette pour mélanger la suspension cellulaire bien et transférer dans le tube de collecte. Rincer la boîte de Petri, une fois avec 5 ml de HBSS-FCS pour recueillir les cellules résiduelles dans la boîte. Placez les cellules sur la glace.
    NOTE: La suspension de cellules de moelle osseuse est encore viable si elle est conservée pour les 2 - 3 heures à 4 ° C.

2. Dépôt et culture des cellules de moelle osseuse (BMC)

  1. Préparer les réactifs et les fournitures suivantes.
    1. Préparer un tampon de lyse rouge globule (RBC) en faisant 0,84% de chlorure d'ammonium dans une solution finale de 2 mM de Tris, pH 7,2, puis stériliser par filtration à travers un filtre de 0,2 micron.
    2. Préparer des milieux BMC en ajoutant 10% de FCS, 20 mM d'HEPES, 1 x acides aminés non essentiels, 55 & #181; M 2-mercaptoéthanol, 50 U / ml de pénicilline et de la streptomycine, du pyruvate de sodium 1 mM et 2 mM de L-glutamine en milieu RPMI 1640.
    3. Obtenir disponibles dans le commerce GM-CSF recombinant ou en utilisant le GM-CSF contenant du surnageant de cellules de myélome Ag8.653 transfectées avec le gène du GM-CSF 20. Déterminer la concentration de GM-CSF dans le surnageant par ELISA et ajouter l'équivalent de 20 ng / ml pour les médias BMC.
  2. Centrifuger les cellules de la moelle osseuse à 314 g pendant 5 min. Le culot est rouge, en raison de globules rouges. Dans le BSC, aspirer le surnageant à l'aide d'une pipette Pasteur en verre stérile attaché à vide d'aspiration, desserrer le culot en tapotant, puis ajouter 10 ml de tampon de lyse RBC. Vortex pour remettre en suspension les cellules et incuber dans un tampon de lyse des globules rouges à la température ambiante pendant 5 min.
  3. Ajouter 10 ml de HBSS-FCS puis tourner les cellules à 314 xg pendant 5 min et aspirer le surnageant. Observer le culot cellulaire que la couleur blanche. Resuspendre les cellules dans le volume désiré des médias BMC.
  4. Comptez le resucellules spended utilisant un hémocytomètre après coloration des cellules mortes avec 0,4% de bleu trypan.
    NOTE: Si la moelle osseuse d'une jambe (tibia simple et fémur) est utilisé, remettre en suspension dans 5 ml de milieu BMC, prendre 10 pi de suspension cellulaire et le diluer avec 70 ul de 0,4% trypan bleu, bien mélanger et transférer 10 pi de la dilution 8/1 de la cellule à la chambre d'hémocytomètre. Compter les cellules viables dans quatre quadrants: la moyenne des quatre chefs d' accusation de quadrant x facteur de dilution x 10 4 = nombre de cellules par ml. Un fémur et un tibia d'une jambe généralement donné environ 2-4 x 10 7 cellules après lyse RBC.
  5. Estimer le nombre de 10 ml plats de cultures de moelle osseuse nécessaires pour des expériences en aval sur la base du nombre de cellules totales nécessaires pour les expériences à la fin de la culture.
    NOTE: Chaque plat nécessite 2 x 10 6 cellules de moelle osseuse à l' ensemencement initial et les rendements 5 - 10 x 10 6 cellules au jour 7.
    1. Aliquot le nombre total de cellules pour le placage dans un nouveau tube, centrifuger à 314 xg pendant 5 min, aspirer le surnageant et remettre en suspension les cellules à 4 x 10 6 cellules / ml dans les médias BMC.
  6. Préparer une nouvelle stérile 100 mm x 15 mm boîte de Pétri avec 9,5 ml de milieu BMC contenant 200 ng de GM-CSF (recombinant ou de GM-CSF contenant surnageant). Ajouter 500 ul de 4 x 10 6 cellules cellules de moelle osseuse / ml au centre de la boîte de Petri pour la concentration finale de 2 x 10 5 cellules / ml dans 10 ml.
    NOTE: Il est important d'utiliser une boîte de Pétri stérile et non une boîte de culture de tissu. En outre, lors de l'ajout des cellules, assurer les cellules restent concentrées au centre et de minimiser les perturbations pour les plats après le semis et lors des changements de médias. Incuber les cellules à 37 ° C et 5% de CO 2. Ceci est le jour 0 dans la culture.
  7. Le jour 3, ajouter 10 ml de milieu frais BMC contenant 200 ng de GM-CSF à chaque plat de cellules. Prenez soin de minimiser la perturbation of les cellules concentrées en suspension. Le volume total de la culture cellulaire est maintenant 20 ml.
  8. Observer les cellules au microscope optique à grossissement 100X. Observer de nombreuses cellules non-adhérentes (ronds) et quelques cellules adhérentes (plat). Les cellules en groupes de trois ou quatre pétales ressemblant d'une fleur peut être vu, ce qui indique la prolifération.
  9. Le jour 6 effectuer un changement de la moitié des médias. Retirez délicatement 10 ml de milieu dans un tube conique de 50 ml stérile, centrifuger à 314 xg pendant 5 min, aspirer et jeter le surnageant.
  10. Remettre en suspension le culot cellulaire dans 10 ml de milieu frais BMC contenant 20 ng / ml de GM-CSF, doucement vortex et ajouter à la boîte de culture cellulaire d'origine pour un volume total de 20 ml. Observer les cellules au microscope.
    NOTE: Jour 7 culture doit être à 70% ou plus en confluence avec des cellules plates adhérentes et des nuages ​​denses de cellules non adhérentes rondes.

3. Collecte et préparation BMDC et BMDMs pour cytométrie de flux

  1. Gardez tous les tampons à 4 ° C.
  2. Récolter les cellules du jour 7 au jour 10. Pour récolter les cellules, premier transfert 10 ml du surnageant de culture à un tube conique de collecte de 50 ml, puis inclinez le plat verticalement d'environ 30 degrés et laver le plat par pipetage les 10 ml restants la culture de la partie supérieure de la coupelle. Répéter ce lavage 5 fois, chaque fois tourner le plat d'un tiers.
  3. Transférer les 10 ml restants de cellules dans le même tube collecteur et jeter la plaque et les cellules adhérentes.
    REMARQUE: Les lavages seront éliminer les cellules non-adhérentes et faiblement adhérentes; les cellules adhérentes plates sont résistantes aux lavages. En règle générale, entre 5 - 10 x 10 6 cellules non adhérentes sont attendus d'une plaque à 7 jours et 2 - 5 x 10 6 cellules au jour 10, bien que Lutz et al. rapporté 10 x 10 6 cellules au jour 10. Les cellules adhérentes ne sont normalement pas prises. Cependant, si ces cellules doivent être comparées aux cellules non-adhérentes, Ils peuvent être éliminés de la manière suivante. Ajouter 5 ml d'EDTA 0,7 dans 1 x PBS, pH 7,4 à la boîte après que les cellules non adhérentes sont enlevées, incuber à 37 ° C pendant 5 min, la pipette vers le haut et vers le bas pour éliminer les cellules adhérentes et recueillir dans un tube séparé.
  4. Isoler les cellules recueillies à 314 xg pendant 5 min et aspirer le surnageant. Remettre en suspension dans 5 ml de milieu BMC stérile à 4 ° C, vortex doucement pour mélanger, et compter en utilisant du bleu trypan et hémocytomètre.
    NOTE: Chaque plat donnera 5 - 10 x 10 6 cellules non adhérentes d'une culture 7 jours. A partir de maintenant, effectuer toutes les étapes à 4 ° C.
  5. Pour l' analyse cytométrique d'écoulement, le transfert de 2 x 10 5 cellules pour chaque échantillon dans 5 ml polystyrène tubes à fond rond, ajouter 300 ul de tampon FACS à 4 ° C (1x solution saline tamponnée phosphate, 2 mM d' EDTA et 2% de sérum albumine bovine) à chaque échantillon.
  6. Spin cellules vers le bas à 314 xg pendant 5 min et aspirer le surnageant. Observer un blanc, pastille opaque visible aufond du tube.
  7. Resuspendre les cellules dans 100 ul de récepteur Fc non marqué Ab pour bloquer la liaison au récepteur Fc (1/10 Utiliser le surnageant de 2.4G2 produisant lignée cellulaire de myélome) et incuber pendant 20 min à 4 ° C. Puis ajouter 300 pi de tampon FACS à chaque échantillon, doucement vortex puis tourner les cellules vers le bas à 314 xg pendant 5 min et aspirer le surnageant.
  8. Resuspendre les cellules dans 100 pi de CD11c-PeCy7 à 0,2 pg / ml, Bleu Gr1-Pacifique à 0,25 pg / ml, MHCII-APC à 0,05 pg / ml, et FL-HA à environ 2 pg / ml pour identifier les macrophages et les PED.
    NOTE: FL-HA a été préparé dans la maison à l' aide de fluorescéine et de sel de sodium de l' acide hyaluronique de crête de coq comme décrit précédemment 21.
  9. Incuber pendant 20 min à 4 ° C pour permettre la liaison à la surface cellulaire. Ajouter 300 pi de tampon FACS à chaque échantillon, doucement vortex, puis tourner les cellules vers le bas à 314 xg pendant 5 minutes à 4 ° C et aspirer le surnageant . REMARQUE: Si bioanticorps tinylated sont utilisés dans 3,8, répéter 3,8 à 9 avec fluorescent-streptavidine.
  10. Laver les cellules avec un autre 300 pi de tampon FACS, doucement vortex pour mélanger et centrifuger les cellules à 314 xg pendant 5 min. Aspirer le surnageant et remettre en suspension les cellules dans 200 ul de tampon FACS contenant 0,1 à 0,2 pg par ml d'iodure de propidium ou du DAPI pour marquer les cellules non viables. Les cellules sont maintenant prêtes pour l' analyse cytométrique d'écoulement 22.
    REMARQUE: Voir les résultats et la figure 3 pour plus de détails sur les populations et comment les cellules ont été bloqués.

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Résultats

Un organigramme résumant les principales étapes de ce procédé est représenté sur la figure 1. La densité et la morphologie de la culture de moelle osseuse à différents moments de la culture sont représentés sur la figure 2. Au jour 1, les cellules sont petites et rares , mais par jour 3, il y a plus de cellules, certains sont plus grandes et que quelques-uns ont commencé à adhérer. Par jour 6 il y a une adhérence définitive et la fraction non adhérente <...

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Discussion

Dans ce manuscrit, nous fournissons un procédé pour générer les macrophages et les DC GM-CSF provenant d'une culture de moelle osseuse de souris unique qui est adapté de Lutz et coll. 6. Expression MHCII et FL-HA distingue les CD immatures et les macrophages de liaison dans cette culture (voir la figure 3C), qui a été difficile. Ceci, combiné avec un autre rapport de Helft et al. 19, montre l' hétérogénéité au sein de GM-CSF cultures BMDC induits qui étaie...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts financier.

Remerciements

Ce travail a été financé par les Instituts de recherche en santé du Canada (IRSC) (Grant MOP-119503) et les sciences et en génie du Conseil naturel du Canada (CRSNG) du Canada. Le CRSNG appuie également bourses d'été à YD et AA YD est pris en charge par l'Université de la Colombie-Britannique (UBC) avec une bourse de recherche de 4 ans, AA est pris en charge par les IRSC à l'attribution d'une maîtrise de l'étudiant diplômé (BESC-M). Nous remercions Calvin Roskelley d'assistance avec le microscope utilisé pour générer les images de la figure 2. Nous reconnaissons également le soutien des UBC animaux et de débit Installations cytométrie.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Cytomètre en fluxBD  ;LSR-II
  ;Leica  ;Centrifugeuse DMI4000 B
  ;Thermo FisherST-40R
Armoire de biosécuritéNuaireNU-425-600
Seringue 1 mlBD309659
Aiguille de calibre 26 1/2BD305111
50 ml Tube conique  ;Corning357070de marque Falcon
(1,5 ml)CorningMCT-150-C
5 ml tubes en polystyrène à fond rondCorning352052
Outils de dissectionOutils de science fine  ;*Divers  ;*Ciseaux de dissection, pince Dumont et pince standard  ;
Hémocytomètre  ;Reichert1490
Stérile 100 mm x 15 mm Boîte de PétriCorning351029*Falcon marque
2-MercaptoethanolThermo Fisher21985-023
Chlorure d’ammoniumBDHBDH0208-500G
Albumine sérique bovineFisher BioréactifsBP1600-1
Brefeldin ASigmaB7651-5MG
EDTASigmaE5134-1KGAcide éthylènediaminetétraacétique
Sérum de veau fœtalThermo Fisher16000-044
Solution saline équilibrée de Hank’sThermo Fisher14175-095  ;
HEPESThermo Fisher15630-0804-(2-hydroxyéthyl)-1-pipérazineacide éthananesulfonique
L-GlutamineSigmaG8540-100G
LPS UltrapureInvivogentlrl-3pelps
MEM Solution d’acides aminés non essentiels  ;Thermo Fisher11140-050
Pénicilline/Streptomycine 100xThermo Fisher15140-122
Phosphate de potassium monobasiqueBDHBDH0268-500G
Chlorure de potassiumBDHBDH9258-500G
Recombinant GM-CSFPeprotech315-03-A
Crête de coq Hyaluronate de sodium  ;SigmaH5388-1G*Utilisé pour fabriquer de l’acide hyaluronique fluorescéiné
RPMI-1640  ;Thermo Fisher21870-076Sans pyruvate de sodium, sans glutamine. Supports chauds à 37  ; ° ; C avant utilisation.
Chlorure de sodiumFisher  ;5271-10  ;   ;
Phosphate de sodium dibasiqueSigma50876-1Kg
Pyruvate de sodiumSigmaP5290-100G
Tris(hydroxyméthyl)aminométhaneFisher BioréactifsBP152-5
Trypan BlueSigmaT8154
Récepteur anti-Fc (non marqué), Supernageant de culture tissulaireN/A/AClone : 2.4G2
Anti-CD11c PeCy7eBioscience25-0114-82Clone : N418
Anti-Gr-1 efluor450eBioscience48-5931-82Clone : RB6-8C5
Anti-MHCII APCeBioscience17-5321-82Clone : M5/114.15.2
Biotinylé Anti-MerTKAbcamBAF591IgG polyclonale de chèvre
Streptavidine PEeBioscience12-4317-87
Iodure de propidiumSigmaP4170-25MG
DAPI (4',6-diamidino-2-phénylindole)SigmaD9542-5MG
Microscope inversé automatisé *Tubes Eppendorf N

Références

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Macrophages d riv s du GM CSFculture de moelle osseusediff renciation des cellules dendritiquesexpression du CMHIIliaison FL HAcellules CD11c positivesisolation de la moelle osseuseanalyse par cytom trie en fluxprotocole de culture cellulaire

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