Analyse de Brain mitochondries utilisant Serial Bloc-Face microscopie électronique à balayage

Summary

La visualisation et l’analyse mitochondriales à partir de tissus cérébraux de mammifères constituent une tâche difficile. Ici, nous décrivons comment l’analyse de reconstruction tridimensionnelle (3D) de la microscopie électronique à balayage en série (SBFSEM) peut être utilisée pour mieux comprendre l’analyse morphologique et volumétrique de cet organite générateur d’énergie critique.

Abstract

Le cerveau humain est un organe de consommation d'énergie élevée qui repose principalement sur le glucose comme source de carburant. Le glucose est catabolisme par les mitochondries du cerveau via la glycolyse, l' acide tri-carboxylique (TCA) et le cycle de la phosphorylation oxydative (OXPHOS) voies pour produire l' énergie cellulaire sous la forme d'adénosine triphosphate (ATP). Dépréciation de la production d'ATP mitochondrial provoque des troubles mitochondriaux, qui présentent cliniquement avec des symptômes neurologiques et myopathes importants. Défauts mitochondriaux sont également présents dans les troubles neurodéveloppementaux (par exemple l' autisme des troubles du spectre) et des troubles neurodégénératifs (par exemple , la sclérose latérale amyotrophique, la maladie d' Alzheimer et la maladie de Parkinson). Ainsi, il y a un intérêt croissant dans le domaine pour effectuer une analyse 3D de la morphologie mitochondriale, la structure et la distribution dans les deux états sains et les maladies. La morphologie du cerveau mitochondrial est extrêmement diversifié, avec quelques mitochondries en particulier ceuxla région synaptique étant dans la gamme de <200 nm de diamètre, ce qui est en dessous de la limite de résolution de la microscopie optique traditionnelle. Exprimant une protéine mitochondriale ciblée fluorescente verte (GFP) dans le cerveau améliore considérablement la détection des organites par microscopie confocale. Toutefois, il ne résout pas les contraintes pesant sur la sensibilité de détection de relativement petites dimensions, sans mitochondries sursaturer les images de grandes dimensions mitochondries. Alors que la microscopie de série électronique à transmission a été utilisée avec succès pour caractériser les mitochondries dans les synapses des neurones, cette technique est extrêmement chronophage en particulier lorsque l'on compare les échantillons multiples. La technique de la microscopie électronique à balayage d'îlot série (SBFSEM) implique un processus automatisé de sectionner, blocs d'imagerie d'acquisition des tissus et des données. Ici, nous fournissons un protocole pour effectuer SBFSEM d'une région définie du cerveau de rongeur pour reconstruire rapidement et de visualiser la morphologie mitochondriale. Cette technologienique peut également être utilisé pour fournir des informations précises sur le nombre mitochondriale, le volume, la taille et la distribution dans une région du cerveau définie. Depuis la résolution de l'image obtenue est élevée (typiquement de moins de 10 nm) des défauts morphologiques mitochondriales bruts peuvent également être détectées.

Introduction

Les mitochondries sont des organelles dynamiques qui changent leur forme et leur emplacement en fonction des besoins et des signaux cellulaires, en interaction étroite avec le cytosquelette cellulaire, et en réponse à des événements cellulaires tels que les courants de calcium dans les neurones ^1. Les mitochondries interagissent également avec d' autres organites cellulaires , par exemple réticulum endoplasmique, qui à son tour régule leur dynamique et leur métabolisme ^2. Morphologie mitochondriale montre une hétérogénéité dans différents types de cellules ie. la forme de l'organite varie d' un tube à celui constitué par des feuilles, des sacs et des ovales ^3. Il a été montré que les protéines du cycle de fusion et de fission mitochondriale peuvent réguler l'emplacement, la taille, la forme et la distribution des mitochondries ^4. De plus, les changements dans la forme mitochondriale sont associés à la neurodégénérescence, la plasticité neuronale, une atrophie musculaire, la signalisation du calcium, de l'oxygène production d'espèces réactives ainsi que la durée de vie et la mort cellulaire impliquant thala morphologie des mitochondries des cellules T spécifiques est essentielle pour le maintien de la fonction cellulaire normale ^11/05.

Une fonction majeure bioénergétique des mitochondries est de générer de l' adénosine triphosphate (ATP) en exécutant une série de réactions métaboliques qui impliquent ventilation complète des nutriments (c. -à- glucose, acides gras ou acides aminés) par l' intermédiaire du cycle de TCA et OXPHOS voies ^12. Le cerveau humain ne représente que 2% du poids du corps mais il consomme environ 20% de l' énergie totale produite qui en fait une énergie extrêmement exigeante organe ^13. Il est donc pas surprenant que le dysfonctionnement mitochondrial chez l' homme conduit à un grand nombre de manifestations neurologiques ^14-17. Les mutations génétiques dans les composants OXPHOS qui nuisent conduit ATP génération à des troubles mitochondriaux ^17,18, qui sont un groupe hétérogène de troubles cliniquement avec une prévalence de 1 ~: 5.000 personnes, et l' une des causes les plus communes de mtroubles etabolic chez les enfants et les adultes. Déficit de l' ATP des mitochondries dérivées affecte plusieurs organes et systèmes d'organes exigeants de haute énergie tels que le cerveau, le cœur et les muscles squelettiques étant principalement affectés chez ces patients ^14,17,18. Au cours des dernières années, plusieurs études ont fourni des preuves pour le dysfonctionnement mitochondrial dans les deux troubles neurodéveloppementaux et neurodégénératives ^15-17,19,20. Comme les mitochondries sont essentielles et critiques pour le développement et le fonctionnement du cerveau, il est impératif d'élaborer des protocoles qui peuvent analyser les changements dans le cerveau mitochondrial la morphologie, la structure, la taille, le nombre et la distribution au titre des deux états sains et malades. Des modèles de souris avec mitochondrie ciblée protéine fluorescente verte (GFP) ont été produits pour visualiser les mouvements mitochondriales et la localisation dans le cerveau ^21,22. Bien que ce soit un outil extrêmement utile pour examiner la motilité mitochondrial et la distribution générale, il y a quelques inconvénients qui INCLUDe résolution limitée et la sensibilité de la microscopie par fluorescence. Ces attributs font qu'il est difficile de suivre les relativement petites mitochondries de taille. De même, la microscopie de série électronique à transmission a été utilisé avec succès pour afficher les mitochondries synaptique ^23, mais cette méthode est très coûteuse en temps. Morphologie mitochondriale est connue pour être hautement dynamique car ils sont soumis à des cycles de fission et de fusion en continu, et dans la plupart des cellules mitochondries maintenir un réseau fortement connecté ^24-26. Les neurones sont des cellules fortement avec plusieurs dendrites et des axones étendus et les mitochondries qui forment un réseau réticulaire connecté dans le corps de la cellule polarisée peut avoir à séparer car elles se frayer un chemin à travers ces neurites (figure 1). Cela rend les mitochondries cérébrales extrêmement variées en taille et en forme. Par exemple, en utilisant la microscopie électronique à balayage d'îlot série (SBFSEM) technique, nous l'avons déjà fait remarquer que la différence dans le volume ou la taille de mitochondr extrasynaptiqueia aux mitochondries présentes dans les terminaisons nerveuses peut être jusqu'à seize replient ^27.

Il existe plusieurs approches pour réaliser le volume des analyses ^28, qui comprend de série section TEM ^29, bande automatisé collecte ultramicrotome SEM ^30, faisceaux d' ions focalisés SEM ^31, et SBFSEM ^32. L'analyse de SBFSEM présente des avantages en ce qu 'il a une résolution pour fournir des données quantitatives sur la forme morphologique, la taille, la distribution et le nombre d'organites tels que les mitochondries dans des zones allant jusqu'à 1 mm du cerveau. Le fonctionnement technique est aussi le moins exigeant, avec l'acquisition de données et d'analyse au sein des capacités de nombreux laboratoires biologiques qui manquent d'expérience EM précédente. L'avènement des instruments du commerce pour générer des images de section en forme de série a fait une analyse des tissus microscopie électronique 3D une technique de routine, ce qui permet en outre une analyse volumétrique non biaisé de façon rapide et reproductible ²⁸ . Le SBFSEM a d' abord été décrite et utilisée dans le domaine de la neurobiologie en 2004 ^32, basé sur une idée introduite par Leighton en 1981 ^33. De nombreuses études depuis ont mis en place cette technique comme un outil majeur dans l' analyse de la reconstruction des circuits neuronaux ^34. En outre, pour de nombreux projets à plus petite échelle, il fournit une analyse de la reconstruction pour identifier les organites cellulaires ^27,35-39. Depuis, les images acquises sont dérivées de basse tension des électrons de rétrodiffusion, de nouveaux protocoles de coloration qui combinent différentes techniques connues de coloration des métaux lourds ont été développés pour augmenter la résolution ^40.

Dans cet article, nous fournissons un protocole pour l' utilisation de la 3D imagerie par microscopie électronique et analyse volumétrique des mitochondries cérébrales basée sur les méthodes qui ont déjà été utilisées par nous et d' autres ^38,39,41. Les méthodes de tissus post-traitement ont été utilisées comme décrit précédemment par Deerinck et al40.

Protocol

Déclaration d'éthique: Les procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvés par le Comité institutionnel des animaux soin et l'utilisation (IACUC) à Virginia Tech.

Attention: les précautions extrêmes doivent être prises lors de la manipulation et de l'élimination de plusieurs composants utilisés dans ce protocole. Avant utilisation, la section locale des directives institutionnelles et pratiques de santé et de sécurité doivent être établies et suivies, en particulier pour le tétroxyde d'osmium, qui est volatile et extrêmement toxique, l'acétate d'uranyle, qui est à la fois un métal lourd et source de radioactivité, et le nitrate de plomb, ce qui est un poison de métal lourd. Thiocarbohydrazide (TCH) peut se décomposer pour produire des gaz explosifs et toxiques, si mal géré. De nombreux établissements seront dotés d'une installation de base EM dans lequel ces réactifs sont couramment utilisés et peuvent fournir de l'aide.

1. Préparation du tissu cérébral et SBFSEM Imaging

1. Anesthetize un jeune (~ 2 - 4 mois) C57 souris noire (C57BL / 6J de souche) en utilisant le 4 - 5% isoflurane suivant les directives institutionnelles. Confirmer anesthetization en surveillant la perte de tonus musculaire, le manque de mouvements volontaires et les réponses aux stimuli aversifs comme un pincement de la queue.
2. Pin de la souris sur un plateau de dissection et faire une incision sur la peau sur la ligne médiane ventrale. Faire d'autres incisions dans la peau pour exposer la cage thoracique de la souris. Inciser le diaphragme, et soigneusement disséquer la cavité thoracique le long de la périphérie pour exposer le cœur battant, puis faire une incision sur l'oreillette droite.
3. En utilisant une canule de papillon, cathétériser le ventricule gauche. Perfuser la souris à l'aide transcardiaque 10 - 20 ml de solution saline de tampon phosphate (PBS), pH 7,2, jusqu'à ce que l'exsanguination est confirmé par une modification de la couleur du foie.
   Remarque: Une modification de la couleur du foie est utilisé comme un guide pour déterminer l'étendue de l'exsanguination. Assurez-vous que la couleur du foie passe de brun rougeâtre à rose pâle.
4. Perfuser la souris à l'aide transcardiaque 10 - 20 ml de 2% glutaraldéhyde et 4% de paraformaldehyde faite 0,10 M de tampon cacodylate (pH 7,2), pour fixer le tissu cérébral rapidement à partir de l'intérieur. La fixation est contrôlée en observant la queue de raidissement.
   Note: Préparer le tampon cacodylate 0,10 M (pH 7,2) en dissolvant 2,14 g de cacodylate de sodium dans 80 ml d'eau, ajouter de l'acide chlorhydrique pour ajuster le pH, et de porter le volume à 100 ml avec de l'eau.
5. À la suite de la perfusion, décapitent la souris, disséquer le cerveau, suivie par la fixation dans 0,10 M de tampon cacodylate de sodium (pH 7,2) contenant 2% de glutaraldéhyde et de 4% de paraformaldehyde pendant 48 h à 4 ^° C
6. Après 48 h faire 400 um coupes coronales en utilisant un vibratome puis disséquer soigneusement la région d'intérêt dans le cerveau (par exemple, l'hippocampe) sous le microscope de dissection ^42. couper délicatement le tissu et prendre une photo pour préserver l'orientation.
   Remarque: Déposer les méthodes de coloration des tissus dans SBFSEM de traitement combine une variété de méthodes de coloration de métaux lourds dansafin d'améliorer la résolution et sont basées sur la méthode développée précédemment par Deerinck et al ^40.
7. Laver les tissus fixées au glutaraldéhyde 3 fois, 5 minutes à chaque fois dans 0,1 M de tampon cacodylate (pH 7,2).
8. Préparer une solution d'acide tannique à 0,1% par dissolution de l'acide tannique dans 0,1 M tampon cacodylate de sodium (pH 7,2). Agiter jusqu'à dissolution et filtrer à travers 0,45 um filtre, si nécessaire.
9. Postfix les tissus avec cacodylate tamponnée 0,1% d'acide tannique par incubation dans 1 ml de réactif pour 30 - 60 min à température ambiante.
   Remarque: Le temps d'incubation dépend de la taille des tissus, mais 30 min qui fonctionne le mieux pour la plupart des tissus.
10. Laver les tissus 3 fois, 5 minutes à chaque fois dans un tampon de cacodylate (pH 7,2).
11. Dissoudre 0,3 g de ferrocyanure de potassium et 0,86 g de cacodylate de sodium dans 10 ml d'eau distillée H ₂ O (dh ₂ O). Conserver la solution de ferrocyanure de potassium sur la glace. Juste avant utilisation, ajouter 10 ml de 4% de tétroxyde d' osmium (OSO _4).
12. Colorer les tissus avec 2% ossolution mium-ferrocyanure pendant 90 min, sur la glace. Laver 3 fois, 5 min chacune dans dH ₂ O.
13. Préparer 1% thiocarbohydrazide (TCH) solution en dissolvant 0,1 g TCH dans 10 ml dH ₂ O. Dissoudre à 60 ° C, en agitant toutes les 10 minutes jusqu'à dissolution complète. Respecter les consignes de sécurité lors de la manipulation TCH, en particulier prendre soin d'éviter l'utilisation de métaux, chauffage à haute température, ou de permettre à une solution à sécher.
14. Traiter les échantillons fraîchement préparés avec 1% TCH pendant 20 min à température ambiante. Laver 3 fois, 5 min chacune dans dH ₂ O.
15. Diluer 4% OsO ₄ à 2% avec _dH2Û, les tissus de teinture aqueux à 2% avec du tétroxyde d' osmium en incubant pendant 1 h. Laver les tissus 3 fois, 5 min chacun avec dH ₂ O.
16. Incuber les échantillons O / N à 1% d' acétate d'uranyle dans dH ₂ O à 4 ° C.
17. Préparer la solution de aspartate avance de Walton (comme décrit par Deerinck et al ^40).
    1. Dissoudre 0,998 g L-aspartate dans dH ₂ O de 250puis ajouter 10 l'hydroxyde de potassium (KOH) d'une manière goutte à goutte jusqu'à ce que le pH atteigne 5,5. Après ajustement du pH, ajouter 0,066 g de nitrate de plomb dans 10 ml aspartique stocks d'acide et de la chaleur à 60 ° C pendant 30 min.
18. Rincer les tissus dans _dH2Û et laisser incuber avec du plomb tache aspartate Walton pendant 30 min dans un four à 60 °. Laver 3 fois, 5 min chacune dans dH ₂ O.
19. Déshydrater les échantillons à travers une série graduée de l'alcool en utilisant des solutions congelées de 20%, 50%, 75%, 85% et 95% d'éthanol pendant 5 minutes à chaque fois, suivi de 100% d'éthanol, 3 fois 10 minutes à chaque fois.
    Remarque: Utilisez éthanol à 100% de la bouteille fraîchement ouvert, que l'éthanol ouvert absorbe l'eau de l'air et provoquer l'intégration à l'échec. incubations plus longues seront nécessaires avec des échantillons de tissus plus grands.
20. échantillons Laver 2 fois, 15 min chacun dans de l'oxyde de propylène.
21. Faire résine plastique d'enrobage en utilisant 25 ml de résine, 10,5 ml DDSA (anhydride dodécénylsuccinique), 15,5 ml NMA (Anhydride méthyl nadique) et 1 mlDMP-30 (2,4,6-Tris diméthylaminométhyl phénol). Mélanger la résine par agitation. Spin et laisser la résine reposer jusqu'à ce que des bulles détermination.
    Note: Ceci est la recette de dureté moyenne standard. D'autres types de microscopie (EM) en résine plastique d'électrons peuvent être utilisés, mais ils doivent être testés avec un échantillon témoin non essentiel à l'avance pas toutes les résines de travail pour SBFSEM.
22. Incuber les tissus O / N dans un 50 50 mélange de résine et de propylène oxyde d'enrobage, dans un flacon qui est coiffé d'abord, puis, après 2 h non écrêtée de sorte que l'oxyde de propylène évapore pendant la période d'environ 8 à 10 heures.
23. Transférer les tissus à 100% de résine d'enrobage frais dans des flacons propres pendant 2 heures.
24. échantillons Intégrer en résine d'enrobage frais, dans des moules plats contenant imprimées des étiquettes en papier, et soignez-les dans un four à 60 ° C pendant 48 heures. Après environ 1 heure, vérifier le placement des tissus et de l'alignement à nouveau, et ajuster si nécessaire.
25. Couper des échantillons vers la zone d'intérêt et de montage sur une broche d'aluminium en utilisant Gelling cyanoacrylate de colle ou d'une résine époxy conductrice, ensuite une couche d'argent colloïdal coller sur les côtés du bloc pour fournir un chemin conducteur à la broche d'aluminium.
26. Examiner les échantillons de tissus en utilisant un système de microscope électronique à balayage équipé d'un étage dans la chambre basse et ultramicrotome kV détecteur d'électrons rétrodiffusés ^32.
    Note: Obtenir instrument- et le site de formation en microscopie électronique à balayage (MEB) utiliser et devenir un utilisateur autorisé. Alternativement, la collaboration avec un centre de chercheur ou de base pour les petits projets peut être possible. la formation de rayonnement peut également être nécessaire que MEB génèrent des radiographies.
27. Pour l'image des échantillons, utilisez les paramètres suivants: 2,25 kV, de 5 - 10 nm / pixels de résolution, avec des tailles de champ entre 80-250 um en x, y (autre domaine tailles possible), et l'épaisseur de tranche de 50 - 100 nm, avec un total de 250 - 600 tranches dans un 16 - période de 20 h.
    Remarque: Les paramètres varient considérablement entre les différents microscopes, indiéchantillons individuels, et de la résolution souhaitée. Ces paramètres doivent produire des images qui sont facilement interprétables pour de nombreux échantillons.

2. Analyse de l'Dataset Imaging

Note: Le J / Fiji logiciel Image est utilisé pour analyser l'ensemble de données et repose sur le plugin TrakEM2. étapes de prétraitement peuvent être effectuées en utilisant une variété de logiciels, et peuvent être étendus ou mineur selon le niveau d'expérience et les piles obtenues. Les principales transformations en utilisant le logiciel open-source (ImageJ ver 1.50b, FIDJI télécharger 1 octobre 2015) sont décrites ici.

1. Convertir des images au format TIFF 8 bits à partir des propriétaires images originales 16 bits en ouvrant dans le logiciel et la sélection des éléments de menu image → Type → 8 bits.
   1. Si la conversion automatique de contraste / luminosité lors de cette étape est idéal pour les images, rouvrir les images 16 bits, et appuyez sur l'image → Régler → Luminosité / Contraste. Sélectionnez une plage qui fonctionne pour toutes les images, et appuyez sur Appliquer. Puis effectuer cCONVERSION. Remarque: Sur certains MEB, cette étape peut nécessiter un logiciel de fabricant de microscope.
   2. Si nécessaire, en raison du mouvement d'image inacceptable entre les tranches (par ex. La dérive due à la charge), enregistrer / aligner les piles d'images (éléments de menu Plugins → Enregistrement → StackAlignmentWithSIFT linéaire). Dans la plupart des logiciels d'enregistrement, défini pour le mode "traduction uniquement" plutôt que "corps rigide".
      Remarque: De nombreuses approches et logiciels peuvent travailler: les inscriptions EIPD plug-in fonctionne pour de nombreuses applications et il y a une version virtuelle de la pile.
      1. Si nécessaire, agrandir la taille de la toile avant l'enregistrement (image → Régler → taillecanevas) ou la réduire à une zone d'intérêt (image → Rogner).
         Remarque: Certaines dérive ou évasement peuvent se produire, et d'essayer d'autres plugins ou logiciel peut produire de meilleurs résultats. Options manuelles sont également disponibles (par ex. ImageJ / FIDJI, Plugins → Enregistrement → ManualLandmarkSelection).
   3. Si desired, images à l'échelle de taille plus petite, plus facile à gérer (par exemple. 25%) en utilisant ImageJ (image → Scale).
2. Lancez le logiciel, sélectionnez Fichier → Importer → séquence d'images, puis sélectionnez les fichiers TIFF.
3. Lancez le plugin en sélectionnant Fichier → Nouveau → TrakEM2 (Blank). Deux fenêtres seront ouvertes; on gère le projet et area_lists et l'autre gère le traçage, et est appelée la «toile».
4. Charger la pile d'images dans le plug-in en faisant un clic droit sur l'importation de la toile. Sélectionnez l'importation et cliquez sur la pile d'importation. Dans les options de pop-up, cochez la case pour les piles virtuelles.
   Note: Bien que les piles d'images sont déjà ouvertes dans le logiciel, ils doivent également être ouverts dans le plug-in. L'ordinateur peut fonctionner plus en douceur si la boîte de piles virtuelles est cochée.
5. Après les mipmaps sont créés et la pile est chargée, cliquez droit de nommer le projet sous la fenêtre du plugin. Clic droit sur «nouveau projet» dans le col de modèlelonne, et sélectionnez «Ajouter nouvel enfant» pour ce projet. Faites un clic droit à nouveau pour sélectionner 'area_list'.
6. Réglez l'échelle de l'axe Z du projet d'accord avec les paramètres d'un microscope électronique d'origine par un clic droit sur la toile, puis cliquez sur Affichage et sélectionnez l'étalonnage. Aussi, réglez le Z-échelle en sélectionnant toutes les couches dans la fenêtre du plug-in, cliquez à droite pour sélectionner l'échelle Z et de l'épaisseur.
7. Cliquez et faites glisser le «projet» et tous les «enfants» dans le projet Objets section pour créer les «listes de la zone» sous l'onglet 'Z de l'espace »dans la fenêtre de toile.
8. Sélectionnez la «liste de la zone» et cliquez à droite pour sélectionner et définir une couleur. Maintenant, utilisez l'outil pinceau pour tracer des objets tels que les mitochondries, dans les images d'un microscope électronique. Utilisez 'Maj + clic »pour remplir un cercle fermé,' Ctrl + défilement 'pour zoomer et dézoomer, et« Alt + clic pour faire tourner pinceau curseur dans une gomme à effacer.
9. Sélectionnez deux zones de ~ 10 à 15 umpar 10-15 um dans le coin gauche en haut et en bas à droite de l'image et d'identifier toutes les mitochondries dans ces domaines pour permettre un échantillonnage biaisé des mitochondries dans chaque jeu de données.
10. Sur la 'toile', observer et suivre les mitochondries dans les sections. Remarque: Les mitochondries sont des organites assez sombres / denses apparaissant, de taille similaire de diamètre et vaguement cylindriques. Le cristae unique, formé par la membrane interne sont faciles à distinguer à l'intérieur de cet organite.
11. Lorsque vous avez terminé avec le traçage, cliquez droit sur le area_list sous l'onglet de l'espace Z, sélectionnez «Afficher en 3D». Cela permet de lancer le visualiseur plug-in 3D pour afficher une reconstruction 3D de l'image tracée.
    1. Pour effectuer des mesures de volume mitochondriales, sélectionnez l'objet dans la visionneuse 3D, cliquez sur l'onglet «Modifier» et sélectionnez «Propriétés de l'objet». L'estimation du volume mitochondrial est répertorié avec plusieurs autres mesures.

Results

Nous démontrons que la morphologie du cerveau et la taille mitochondrial est hétérogène dans les différents sous-compartiments neuronaux. La microscopie confocale sur des cultures de neurones de faible densité transduction avec des lentivirus exprimant la protéine fluorescente verte mitochondrial ciblée a montré que les mitochondries résidant dans le soma des neurones forment un réseau réticulaire, alors que ceux qui résident dans distaux de neurites présentent une morphologie allongée d...

Discussion

La complexité du système nerveux représente un défi important dans la reconstruction de grands volumes de tissus et l'analyse de la morphologie et la distribution des organites tels que les mitochondries, avec une résolution suffisante. Plusieurs cellules , y compris les neurones, les oligodendrocytes et les astrocytes avec de nombreux processus étendus en trois dimensions interagissent dans le tissu cérébral ^43. Depuis mitochondries réside à la fois dans le soma des cellules et des processus distants, la...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
souris C57BL/6J Jackson	laboratoire  ;	664
Isoflurane	VETone, nom commercial Fluriso	501017
Plateau de dissection	Fisher scientific  ;	S65105  ;
Ciseaux de dissection	Ted Pella Inc.	1316
Canule papillon	Exel International	26704
Tampon phosphate salin	Sigma-Aldrich	P4417-100TAB
Filtre (0,45 micron)	EMD Millipore	NC0813356
Microscope de dissection	Olympus	SZ61
Système de sectionnement vibratome	Ted Pella Inc.	Vibratome 3000
Cacodylate de sodium	EMS	12300
Acide tannique	EMS	21700
Ferrocyanure de potassium	J.T. Baker	14459-95-1
Tétroxyde d’osmium 4 % Solution	EMS	19150
Thiocarbohydrazide	EMS	21900
Acide L-aspartique	Sigma-Aldrich	A93100
Hydroxyde de potassium	Acros Organics	43731000
Nitrate de plomb	EMS	17900
EMbed-812 KIT D’ENROBAGE	EMS	14120	Contient de la résine Embed 812, DDSA, NMA et DMP-30.
Glutaraldéhyde 25 % EM Grade	Polysciences Inc.	1909
Paraformaldéhyde	EMS	19202
Acétate d’uranyle	EMS	22400
Éthanol	EMS	15055
Oxyde de propylène	EMS	20400
Moule d’enrobage	EMS	70907
Goupille d’échantillon en aluminium	EMS	70446
Argent colloïdal Liquid	EMS	12630
Razor	EMS	72000
Super Glue (Loctite Gel Control)	Loctite	234790	Les magasins de quincaillerie/artisanat proposent cet article
Epoxy conducteur	Ted Pella Inc.	16043
Microscope électronique à balayage	Zeiss	Sigma VP
Ultramicrotome en chambre pour MEB	Gatan Inc.	3View2	Peut être conçu pour d’autres MEB
Microscope de coupe pour la préparation des broches	Gatan Inc.	fourni dans le cadre du système
Détecteur d’électrons rétrodiffusés à faible kV	Gatan Inc.	3V-BSED
ImageJ/ Package de traitement Fidji  ;	ImageJ ver 1.50b, FIJI download Oct 1, 2015	http://zoi.utia.cas.cz/files/imagej_api.pdf
http://rsb.info.nih.gov/ij/
http://www.icmr.ucsb.edu/programs/3DWorkshop/Uchic-2015_FIJI_Tutorial.pdf
http://fiji.sc/TrakEM2