Article de méthode

Une approche simple à manipuler l'oxygène dissous pour Comportement animal Observations

9K vues

⸱

DOI :

10.3791/54430

⸱

28 juin 2016

 , 
1Department of Biology, Juniata College

Dans cet article

Résumé

Cet article décrit un protocole simple et reproductible pour manipuler des conditions d'oxygène dissous dans un environnement de laboratoire pour les études sur le comportement des animaux. Ce protocole peut être utilisé dans les milieux d'enseignement et de laboratoire de recherche pour évaluer la réponse de organismal des macroinvertébrés, poissons, amphibiens ou aux changements de concentration d'oxygène dissous.

Résumé

La capacité de manipuler l'oxygène dissous (DO) dans un environnement de laboratoire a une application importante pour enquêter sur un certain nombre de questions de comportement écologique et organismales. Le protocole décrit ici fournit une méthode simple, reproductible et contrôlée à manipuler DO pour étudier la réponse comportementale dans les organismes aquatiques résultant de conditions hypoxiques et anoxiques. Tout en effectuant un dégazage de l'eau avec de l'azote est couramment utilisé en laboratoire, aucune méthode explicite pour écologique application (aquatique) existe dans la littérature, et ce protocole est le premier à décrire un protocole pour dégazer l'eau pour observer la réponse de organismal. Cette technique et le protocole ont été développés pour une application directe pour les macroinvertébrés aquatiques; Cependant, les petits poissons, les amphibiens, et d'autres vertébrés aquatiques pourraient être facilement remplacés. Elle permet une manipulation aisée des niveaux d'OD allant de 2 mg / l à 11 mg / L, avec une stabilité pendant une période d'observation de l'animal 5 min.Au-delà d'une période d'observation de 5 min température de l'eau a commencé à augmenter, et à 10 min DO niveaux est devenu trop instable pour maintenir. Le protocole est extensible à l'organisme d'étude, reproductible et fiable, permettant une mise en œuvre rapide dans les laboratoires d'enseignement d'introduction et d'applications de recherche de haut niveau. Les résultats attendus de cette technique devraient se rapportent dissous changements d'oxygène à des réactions comportementales des organismes.

Introduction

L'oxygène dissous (DO) est un paramètre physicochimique clé importante dans la médiation d'un certain nombre de processus biologiques et écologiques dans les écosystèmes aquatiques. L' exposition à la sous-létale hypoxie aiguë et chronique de réduire les taux de croissance de certains insectes aquatiques et de réduire la survie des insectes exposés 1. Ce protocole a été développé pour fournir une méthode contrôlée pour manipuler les niveaux DO dans l'eau des cours d'eau pour observer les effets sur le comportement animal. Depuis la survie tous les organismes aquatiques aérobies dépend de la concentration en oxygène pour vivre et se reproduire, les changements dans la concentration de DO sont souvent pris en compte dans les changements de comportement par des organismes. Plus invertébrés aquatiques et les poissons mobiles ont été observés pour répondre aux faibles concentrations d'oxygène (hypoxiques) en cherchant des endroits avec DO plus 2,3. Pour moins les organismes aquatiques mobiles, des adaptations comportementales pour augmenter l'apport de DO peut être la seule option viable. L'ordre de macroinvertébrés aquatique de PlecOPTera (stonefly) a été noté pour effectuer des mouvements "push-up" pour augmenter le débit de l' eau, et l' absorption d'oxygène, à travers leurs branchies externes 4 - 6. Ces comportements adaptatifs ont été observés dans les milieux naturels et dans des expériences de laboratoire.

manipulation en laboratoire de DO dans l'eau ouvre des possibilités importantes pour les études sur le comportement des animaux, mais il existe des lacunes importantes dans le déploiement méthodologique. Par exemple, une étude a utilisé les grands aquariums pour évaluer le temps physiologique de réponse des graves Largemouth (Micropterus salmoides) aux environnements hypoxiques suivants gazage avec de l' azote, mais peu de détails est donnée pour la méthodologie 7. Une autre étude réalisée sur Zebra poissons (Danio rerio) décrit en utilisant de l' azote gazeux et une pierre poreuse de livrer du gaz à l' eau et réduire la DO de l'eau 8. Pour les applications basées sur la chimie, les méthodes de dégazage de solvants utilisent spécialisésappareil 9 - 11 pour éliminer l' oxygène de solvants, mais ne serait pas approprié pour les études sur le comportement des animaux. Bien que ces études utilisent des méthodes pour éliminer l'oxygène de l'eau, aucune méthode descriptive n'a pu être identifié qui permettrait à l'évaluation du comportement animal en réponse à des changements DO.

Ce procédé est décrit ci-après une tentative de décrire en détail un protocole de manipulation de DO de l'eau en utilisant de l'azote gazeux. En outre, cette méthode a été développée vers l'observation des relations entre le comportement de stonefly (tractions) et DO qui a été employé dans un laboratoire de biologie niveau de première année. L'un des principaux avantages de cette méthode est qu'elle peut facilement être effectuée dans un laboratoire avec verrerie et produits accessibles à la plupart des établissements d'enseignement secondaire et supérieur commun. Le protocole est également facilement adaptable, permettant aux individus à l'échelle de la procédure pour répondre aux objectifs fixés pour les applications de recherche ou d'enseignement.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Note: Cette expérience n'a pas utilisé les vertébrés et n'a donc pas besoin de l'approbation par l'Institut de Juniata College de protection des animaux et l'utilisation du Comité. Toutefois, pour les personnes en adaptant cette méthode pour une utilisation avec les vertébrés, l'approbation IACUC doit être recherchée.

1. Champ de prélèvement des échantillons

  1. Déterminer et évaluer les sites potentiels de terrain pour la capacité de recueillir, de stocker et de plécoptères de transport rapidement pour réduire au minimum le temps en transit avec un temps maximum recommandé en transit de 1 h.
  2. Effectuer un échantillonnage de kick-net sur ​​le site de champ sélectionné suivant les procédures kick-net standards suffisamment de fois pour recueillir au moins 35 plécoptères 12.
  3. Recueillir 50 L d'eau des cours d'eau et de roches avec un diamètre maximum de 2 cm à partir de flux.
  4. Placez les aquariums dans un réfrigérateur réglé à la température du site de flux. Distribuer des roches collectées sur le site de flux dans les aquariums et remplir avec 4 L d'eau des cours d'eau par aquarium. Placez 20-30 Plécoptères recueillies par aquarium et placer une pierre de barbotage attaché à un bulleur d'aquarium dans chaque réservoir et tourner sur barboteurs pour ajouter en permanence l'air ambiant à l'eau.
  5. Autoriser les plécoptères pour ajuster au nouvel environnement dans les aquariums pour une période de 48 heures.

figure-protocol-1
Figure 1. Mise en place pour la manipulation de l' oxygène dissous. (A) 1) Raccord pour tuyau de cuivre au mâle raccord cannelé 2) Emplacement du joint de bouchon pour examiner pour assurer le bien flacon d' étanchéité. (B) 1) 2 L bras latéral flacon rempli de 1,9 L d'eau 2) tube de gaz et d'un barboteur d'air (bleu) pour une utilisation dans un barbotage d'azote et de l' air ambiant bullage, respectivement 3) réservoir d'azote et les valeurs jaugés 4) 2 L flacon rempli de 0,4 L d'eau avec un tube à vide immergée 5) dissous oxymètre. S'il vous plaît cliquer ici pourvoir une version plus grande de cette figure.

2. Mise en place expérimentale

  1. Sur une paillasse, connectez un tube à vide à paroi standard pour le bras d'un côté 2 L bras latéral flacon comme le montre (1 dans la figure 1B).
  2. Remplissez le flacon avec 1,9 L d'eau des cours d'eau de 3 L récipients en plastique contenant de l'eau des cours d'eau recueillie dans un réfrigérateur réglé à 12 ° C.
  3. Placer le ballon et le tube sur un plateau assez grand pour contenir un bain de glace autour du ballon côté-bras sans obscurcir la vue de l'intérieur du flacon et remplir le bac avec de la glace.
  4. Percer deux trous de 3 mm de diamètre dans un bouchon en caoutchouc pour permettre le passage de 1) un tube de cuivre pour délivrer le gaz dans le récipient , et 2) la sonde d'un appareil à oxygène dans le 2 litres bras latéral flacon (1 sur la figure 1B) .
  5. Faire une incision latérale à partir du bord du bouchon à l'un des trous pour permettre aux sièges du fil de la sonde à oxygène dans le bouchon.
  6. Branchez un coupleur avec un tuyau mâle de 3 mmardillon à un morceau de tuyau en cuivre de 2 mm de diamètre (1 sur la figure 1A). Assurez-vous que ce tuyau est assez long pour atteindre à moins de 10 cm du fond du ballon tout en atteignant à travers le bouchon.
  7. Placer le tube avec raccord si le deuxième trou dans le bouchon jusqu'à ce que la longueur du fond du bouchon est suffisant pour atteindre au moins de 10 cm du fond du flacon.
  8. Connecter un 0,75 m de longueur, tube de gaz en polyéthylène à paroi mince avec un diamètre de 3 mm au coupleur sur le tuyau.
  9. Faites glisser la fois la sonde DO et le tuyau de cuivre dans le flacon et sceller le flacon avec le bouchon.
  10. Vérifier une parfaite étanchéité entre le bouchon et le flacon, ainsi qu'un ajustement serré entre le tube et le fil de sonde à l'intérieur du bouchon.
  11. Remplir un ballon de 1 L avec 0,4 L d'eau du robinet et placez à côté du plateau avec le bain de glace et fiole à vide.
  12. Immerger le tube en polyéthylène provenant du grand récipient sous vide dans l'eau du ballon de 1 litre. Fixer lele tube avec du ruban adhésif de telle sorte qu'elle reste submergée par l'expérience.
  13. Raccorder la conduite de gaz de 3 mm de diamètre de la fiole à vide dans une chambre à air de barbotage d'aquarium. Commencez à faire des bulles de l'eau dans le flacon de 2 litres en branchant le bulleur d'aquarium, qui introduit l'air ambiant et de l'oxygène à l'eau.
  14. Surveiller la concentration DO et de la température de l'eau avec le compteur DO pendant 5 minutes ou jusqu'à ce que l'équilibre de la DO est établi dans la chambre de sorte que peu de changement dans DO est en cours.

3. Test de la stabilité de l'ensemble expérimental

  1. Tester chaque configuration pour DO la stabilité avant l'addition de plécoptères.
  2. Ajouter trois ou quatre roches au flacon de 2 litres de telle sorte que les perles ont substrat propice à des tractions.
  3. Commencez une manipulation d'essai de DO en débranchant le tube de gaz à partir du barboteur et l'attacher à la ligne de l'azote gazeux.
  4. Lancer barboter de l'azote à 20 pieds cubes par heure (CFH) pour environ 40s à 1 min.
  5. Une fois que la DO a chuté à moins de 0,5 mg / L de la concentration cible, diminuer le débit à 15 CFH et permettre à la concentration de diminuer à la cible.
  6. Cesser flux d'azote immédiatement une fois que la concentration cible est atteinte.
  7. Utilisez la salle d'air barboteur d'aquarium pour retourner la concentration à la concentration cible si la DO diminue en dessous de la cible.
  8. Si la DO est instable au cours de l'essai d'un set-up, puis vérifier le volume d'eau est encore à 1,9 L et pas d'eau a barboter dehors, la température de l'eau est stable et ne change pas, et les joints sur tous les raccords semblent être serré et étanche.
  9. Une fois que trois essais ont été effectués et l'expérimentateur a confiance dans la capacité de contrôler DO, fixer la ligne de gaz dans le barboteur et la bulle à l'équilibre à nouveau.
  10. Bulles à l'équilibre en fixant la ligne de gaz de 3 mm de diamètre dans le barboteur d'aquarium et début de l'addition de l'air ambiant à l'eau jusqu'à ce que la concentration enl'oxygène dans l'eau n'a pas d'augmenter ou de changer pendant 3 min.
  11. Une fois à l'équilibre, arrêtez bouillonnant et desceller le ballon.

4. Stonefly Push-up Experiment

  1. Diviser le nombre total de plécoptères par le nombre d'observateurs pour déterminer le nombre d'essais à effectuer.
  2. Déterminer les différents niveaux d'OD entre 2 et 10 mg / L pour évaluer la réponse comportementale de plécoptères (nombre de tractions).
  3. Mettre en place un flacon par essai et ajouter un nombre égal de plécoptères comme il y a des observateurs du flacon (4 plécoptères dans cette conception), placer la sonde et le tuyau de retour dans le ballon, puis refermer le flacon avec le bouchon en caoutchouc.
    Note: Une première DO concentration de 10 mg / L a été choisi comme premier point d'observation, car il était la concentration DO du courant à partir duquel les plécoptères ont été échantillonnés.
  4. Une fois que l'eau est à 10 mg / L par barbotage suivant les étapes 2.10-2.11, enregistrer la température de l'eau de départ et permettre à laplécoptères à joindre au substrat rocheux dans le ballon.
  5. Attribuer un seul observateur à regarder un seul stonefly pour assurer un comptage précis du comportement de push-up, qui est le mouvement du corps vers le haut et vers le bas présenté par le stonefly.
  6. Compter et noter le nombre de push-ups observés au cours d'une période d'observation de 3 min.
  7. Manipuler DO au niveau suivant DO expérimental et répéter période d'observation de 3 min pour les niveaux expérimentaux supplémentaires.
    Remarque: Dans ce modèle expérimental, trois niveaux d'OD différents ont été évalués.

5. Analyse statistique

  1. Pour effectuer statistique nombre moyen d'utilisation de l'analyse des push-ups dans les quatre plécoptères dans un groupe pour un essai DO donné.
  2. Utilisez le logiciel de calcul libre R statistique 12 pour effectuer une analyse de variance (ANOVA) sur le nombre de push-ups et les concentrations d' OD en utilisant l'ordre de chaque essai expérimental (DO niveau) et la température covariates. Analysé DO que les niveaux discrets d'un seul facteur.
  3. Utilisez un test de normalité Anderson-Darling sur les résidus pour vérifier la normalité 13.
  4. Effectuer une régression linéaire sur les données en traçant le nombre moyen de push-ups contre des concentrations DO.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Six essais de la configuration décrite ont été réalisées par 24 étudiants de première année étudiants de premier cycle dans un environnement de laboratoire d'enseignement pour quantifier le nombre de push-ups plécoptères effectuer en réponse à la concentration DO différente dans l'eau. Le nombre moyen de push-ups effectuées au sein d' un niveau DO et dans chaque essai a été mis en commun pour tracer push-ups contre le niveau DO dans la figure 2. Une ANO...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Les étapes critiques
Cette procédure constitue un moyen simple et efficace pour manipuler DO dans un environnement de laboratoire pour effectuer des études comportementales sur les organismes aquatiques. Nous avons trouvé qu'il y ait plusieurs critiques étapes / articles à connaître lors de l'exécution de cette expérience qui directement liée aux résultats. À l'intérieur d'un essai, il est essentiel de maintenir la pression dans la chambre pour éviter les variations de la pression partielle des ga...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Remerciements

Les auteurs tiennent tout d’abord à remercier tous les étudiants du laboratoire de première année du module de biologie 121 - Écologie du Juniata College pour leur aide dans la génération des données utilisées dans cette étude. Nous tenons également à remercier le Dr Randy Bennett, Chris Walls, Sherry Isenberg et Taylor Cox pour leur aide dans l’acquisition des documents nécessaires à l’élaboration de cette méthodologie. De plus, nous tenons à remercier le Dr Norris Muth et le Dr John Unger pour leurs conseils sur le développement méthodologique, ainsi que la Dre Jill Keeney et le département de biologie pour leur soutien à cette entreprise. Nous tenons également à remercier les examinateurs anonymes qui ont contribué à façonner et à orienter ce manuscrit. Enfin, et ce n'est pas le moins important, j'aimerais remercier Hudson Grant pour son aide avec la collection initiale de mouches de pierre à utiliser dans le développement de cette technique

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Gourde filtrante 2 LPyrex5340
Bouchon en caoutchouc taille 6Sigma-AldrichZ164534
Nalgene 180 Tube en plastique transparentThermo Scienfitic8001-1216
Pompe à air Whisper 60Tetra
Standard flexible Tuyau de conduite d’airPenn PlaxST25
0,25 pouce Tube en cuivreLowes Home Improvement23050
Tuyau barbelémâle Grainger5LWH1
Connecteur femelleGrainger20YZ22
Compteur d’oxygène dissous à usage intensifExtech407510
Azote gazeuxMatheson TRIGAS
Radnor AF150-580 Régulateurd’airRAD64003036

Références

  1. Hoback, W., Stanley, D. Insects in hypoxia. J. Insect Physiol. 47 (6), 533-542 (2001).
  2. Craig, J., Crowder, L. Hypoxia-induced habitat shifts and energetic consequences in Atlantic croaker and brown shrimp on the Gulf of Mexico shelf. Mar Ecol-Prog Ser. 294, 79-94 (2005).
  3. Gaulke, G., Wolfe, J., Bradley, D., Moskus, P., Wahl, D., Suski, C. Behavioral and Physiological Responses of Largemouth Bass to Rain-Induced Reductions in Dissolved Oxygen in an Urban System. T Am Fish Soc. 144 (5), 927-941 (2015).
  4. Genkai-Kato, M., Nozaki, K., Mitsuhashi, H., Kohmatsu, Y., Miyasaka, H., Nakanishi, M. Push-up response of stonefly larvae in low-oxygen conditions. Ecol Res. 15 (2), 175-179 (2000).
  5. McCafferty, W. Aquatic Entomology: The Fishermen's and Ecologists' Illustrated Guide to Insects and Their Relatives. , Jones and Bartlett. (1983).
  6. Chapman, L., Schneider, K., Apodaca, C., Chapman, C. Respiratory ecology of macroinvertebrates in a swamp-river system of east Africa. Biotropica. 36 (4), 572-585 (2004).
  7. Suski, C., Killen, S., Kieffer, J., Tufts, B. The influence of environmental temperature and oxygen concentration on the recovery of largemouth bass from exercise implications for live - release angling tournaments. J Fish Biol. 68, 120-136 (2006).
  8. Abdallah, S., Thomas, B., Jonz, M. Aquatic surface respiration and swimming behaviour in adult and developing zebrafish exposed to hypoxia. J Exp Biol. 218 (11), 1777-1786 (2015).
  9. Ciba Geigy Ag. Method and apparatus for degassing viscous liquids and removing gas bubbles suspended therein. US patent. , 3,853,500 (1974).
  10. Hewlett-Packard Company. Apparatus for degassing liquids. US patent. , 6,258,154 (2001).
  11. Sims, C., Gerner, Y., Hamberg, K. Systec inc.,. Vacuum degassing. US patent. , 6494938 (2002).
  12. Barbour, M., Gerritsen, J., Snyder, B., Stribling, J. Report number EPA 841-B-99-002. Rapid bioassessment protocols for use in streams and wadeable rivers. , USEPA. Washington. (1999).
  13. Anderson, T., Darling, D. A Test of Goodness of Fit. J Am Stat Assoc. 49 (268), 765-769 (1954).
  14. Rounds, S., Wilde, F., Ritz, G. Chapter A6 Field Measurements. Section 6.2 DISSOLVED OXYGEN. National Field Manual for the Collection of Water-Quality Data. , U.S. Geological Survery. Virginia, U.S. (2013).
  15. Hem, J. Study and Interpretation of the Chemical Characteristics of Natural. , U.S. Geological Survery. (1985).
  16. Burggren, W. 34;Air Gulping" Improves Blood Oxygen Transport during Aquatic Hypoxia in the Goldfish Carassius auratus. Physiol Zool. 55 (4), 327-334 (2015).
  17. Frederic, H., Mathieu, J., Garlin, D., Freminet, A. Behavioral, Ventilatory, and Metabolic Responses to Severe Hypoxia and Subsequent Recovery of the Hypogean Niphargus rhenorhodanensis and the Epigean Gammarus fossarum (Crustacea: Amphipoda). Physiol Zool. 68 (2), 223-244 (2015).
  18. Ultsch, G., Duke, J. Gas Exchange and Habitat Selection in the Aquatic Salamanders Necturus maculosus and Cryptobranchus alleganiensis. Oecologia. 83 (2), 250-258 (1990).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Manipulation de l oxyg ne dissouscomportement des animaux aquatiquesd gazage de l azotepompes du stoneflysurveillance par sonde l oxyg ne dissousstabilit de la temp rature de l eauinstallation de bullateurs d aquariumtests de conditions hypoxiquesmesure de la r ponse comportementalecontr le de l oxyg ne en laboratoire

Articles connexes