Ici, nous présentons un protocole permettant d’administrer plus sûrement et plus efficacement du gaz anesthésique à des souris à l’aide d’un système d’anesthésie numérique à faible débit utilisant un vaporisateur à injection directe entraîné par seringue.
Article de méthode
Utilisation d'un système d'anesthésie numérique à faible débit pour les souris et les rats
Dans cet article
Résumé
Résumé
Un vaporisateur traditionnel dépend du gaz en circulation et de la pression atmosphérique pour la vaporisation passive de l’anesthésique. Les vaporisateurs à injection directe nouvellement développés utilisent une pompe à seringue pour administrer directement des anesthésiques volatils dans un flux gazeux. Contrairement à un vaporisateur traditionnel, il peut être utilisé à des débits très faibles, ce qui le rend idéal pour une utilisation sur les souris et les rats.
La capacité de l’équipement à utiliser de faibles débits pourrait entraîner des économies substantielles en raison de la réduction du besoin d’agents anesthésiques, de gaz comprimés et de filtres de récupération du charbon de bois1. Un débit plus faible signifie moins de gaspillage de gaz anesthésique et réduit probablement le risque d’exposition à l’anesthésique pour le personnel de laboratoire. Ainsi, les hauts niveaux de précision et de sécurité associés aux vaporisateurs à injection directe, ainsi qu’un besoin réduit d’agents anesthésiques, de gaz comprimés et de filtres à charbon sont bénéfiques pour la recherche nécessitant une anesthésie pour petits animaux.
L’objectif de ce protocole est de démontrer l’utilisation d’un vaporisateur à injection directe entraîné par seringue dans le cadre d’un système d’anesthésie numérique à faible débit. Le vaporisateur à injection directe est capable d’administrer avec précision une anesthésie à des débits très faibles par rapport à un vaporisateur traditionnel, ce qui en fait une alternative prometteuse pour l’administration contrôlée d’anesthésique gazeux aux rongeurs.
Introduction
Il y a beaucoup de vaporisateurs disponibles pour un usage vétérinaire de précision qui opèrent entre les taux de 0,5-10 L / min 2 flux. Ces débits ne sont pas idéales pour les rongeurs, car la gamme est élevé par rapport à leur faible volume respiratoire par minute. Les taux élevés d'écoulement ne sont pas recommandés dans la pratique vétérinaire en raison de leur promotion de l' hypothermie et le séchage du 3,4 des voies respiratoires. En outre, de nombreux vétérinaires manuels du fabricant de vaporiseur communes avertissent que des débits élevés peuvent entraîner une augmentation de la fréquence des fluctuations de contre-pression. Il a également été montré que de nombreux vaporisateurs standards deviennent inexactes en dessous des taux de 500 ml / min débit, et ce taux est considéré comme un débit minimum dans le domaine vétérinaire 5-7.
Un animal peut être maintenu sur un circuit T-pièce ou modifié circuit de bain en utilisant un taux aussi bas que le volume minute de 1,5-2,2 fois l'animal 8-10 d'écoulement. Ces débits sont considérés comme suffisant pour empêcher réinhalation des gaz expirés et de prévenir une augmentation des concentrations de dioxyde de carbone dans le sang 8. Grâce à cette recommandation de débit, une souris de 30 g peut être maintenue à un taux aussi bas que 52 ml / min, près de dix fois moins que le accepté 500 ml / min minimum d'un vaporisateur traditionnel.
Alors qu'un vaporisateur traditionnel dépend du débit de gaz et la pression atmosphérique pour la vaporisation anesthésique passive, un vaporisateur d'injection directe mesure le débit total de gaz frais et injecte de la vapeur directement dans le flux de gaz 2. Certains vaporisateurs d'injection directe utilisent une pompe à seringue pour administrer un anesthésique dans le flux de gaz. commandes informatisées de ces systèmes permettent d'ajuster automatiquement la vitesse de la pompe à seringue pour injecter le volume de l'agent liquide nécessaire pour atteindre la concentration souhaitée d'anesthésique. Seringue entraîné vaporisateurs sont disponibles et approuvé pour une utilisation clinique et pédiatrique, et de nombreuses configurations similaires sont considérés comme unesthétique des dispositifs de conservation dans la pratique clinique 11-16. Peu de temps après leur approbation, les dispositifs d' anesthésie avec La conservation des vaporisateurs de la pompe à seringue ont été conçus pour être utilisés dans des études animales 8,17,18. Contrairement à un freezer traditionnel, un système d'injection directe en utilisant une pompe à seringue ne soit pas limitée par un débit minimum afin de maintenir la précision. Pour cette raison, cette technologie est idéale pour une utilisation dans les rongeurs anesthésie et d'autres cas où des débits faibles sont nécessaires. Les avantages et les économies potentielles associées à cette conception de vaporiseur ont inspiré le développement de nouveaux systèmes d'anesthésie conçus spécifiquement pour les rongeurs 1,19,20. Ce nouveau système intègre également un haut-pompe à air, permettant à l'utilisateur d'administrer l'anesthésie sans nécessiter une source de gaz comprimé. Comme un avantage supplémentaire, le système est pré-calibré pour une utilisation à la fois avec l'isoflurane et le sévoflurane. Avec l'introduction de cette technologie de vaporisation dans le domaine des animaux de laboratoire, it est maintenant possible d'anesthésier les petits animaux de laboratoire à des débits plus proches des niveaux recommandés sans nécessiter de gaz comprimé.
Protocole
Toutes les études ont été réalisées conformément aux directives réglementaires et institutionnelles. Les aspects des animaux de cette étude ont été évalués par le Programme d' utilisation des animaux Kent Scientific Corporation, approuvé par le Comité soin et l' utilisation Purdue animale (PACUC) et effectuées en conformité avec le Guide pour les soins et l' utilisation des animaux de laboratoire 22.
Remarque: Le système d'anesthésie numérique à faible débit utilisé dans ce protocole est équipé d'un oxymètre de pouls intégré.
1. Mettre en place le système d'anesthésie à faible débit avec oxymètre de pouls intégré
- Pour livraison isoflurane
- Sélectionnez une source de gaz porteur. Pour utiliser la pompe à air interne, dévissez Inlet Port sur le dos, permettant à la pompe interne à l'apport d'air de la chambre.
- Raccorder le charbon de bois bidon pour épuiser le port.
- Branchez l'adaptateur Y à l'avant du faible débit, système d'anesthésie numérique. Utilisez les clips de couleur pour relier les branches blanches à til cône du nez et bleu branches à la chambre d'induction.
- Fermer pinces clip blanc et ouvert clip bleu pinces pour diriger le flux d'air à la chambre.
- Sélectionnez seringue de 2 ml.
- Pour la surveillance physiologique, Utilisation de l'oxymètre de pouls intégré
- Connecter le capteur de patte oxymètre de pouls au port à l'arrière du système d'anesthésie à faible débit, étiqueté "AUX".
2. Configurez les paramètres
- Pour Anesthésie
- Mettez le système d'anesthésie, et accéder au menu Configuration. Appuyez sur SET UP pour accéder au menu principal> Anesthésie> Configuration en rouge.
- Choisissez l'agent anesthésique. Appuyez sur Set Up pour mettre en surbrillance Type de Anest en rouge. Utilisez les flèches haut et bas pour sélectionner isoflurane.
- Définissez la taille de la seringue. Appuyez sur Configurer pour mettre en surbrillance Syr Taille. Utilisez les flèches haut et bas pour sélectionner une seringue de 2 ml.
- Réglez la position vide. Appuyez sur Régler Jusqu'à highlight Set vide en rouge. Fixer vide, complètement enfoncé seringue en verre dans le bloc de rétention Seringue en plaçant la seringue de sorte que la Seringue Tenir Clamp est assis sur le collier métallique de la seringue. Appuyez sur les flèches vers le haut ou vers le bas pour déplacer le bloc Pusher de sorte que le Bloc Pusher rend léger contact avec la partie supérieure du piston de la seringue. Appuyez sur select pour définir la position vide.
- Appuyez sur Configurer pour mettre en surbrillance Supprimer en rouge. Retirer la seringue et remplir la seringue avec de l'isoflurane en utilisant l'adaptateur haut de la bouteille.
- Branchez le Seringue au système d'anesthésie.
- Premier tube de livraison anesthésique. Appuyez sur Configurer pour mettre en évidence Tube Premier en rouge. Appuyez sur Bas jusqu'à ce que l'anesthésie se déplace à travers la seringue et dans le raccord noir sur le bloc de vaporisateur.
- Activer l'anesthésie. Appuyez sur Configurer pour mettre en surbrillance Activer en rouge. Utilisez les flèches haut et bas pour sélectionner Oui. Appuyez sur Run / Retour pour revenir au menu principal.
- Sélectionnez l'unapprovisionnement en ir et le volume minute. Appuyez sur Set Up pour mettre en surbrillance Air Supply en rouge. Utilisez les flèches haut et bas pour sélectionner la pompe interne. Appuyez sur Configurer pour mettre en évidence Minute Vol en rouge. Régler le débit à 250 ml / min.
- Pour la surveillance physiologique
- Réglez la fréquence cardiaque minimale détectée à la souris (240). Appuyez sur Configurer pour accéder au menu principal> MouseStat. Utilisez flèches haut et bas pour régler la fréquence cardiaque minimum.
3. Commencez Livraison Anesthésie
- Provoquer la souris
- Appuyez sur Run / Retour deux fois pour entrer dans le mode de fonctionnement et de commencer le flux d'air.
- Placer la souris dans la chambre d'admission, fermant hermétiquement le couvercle. Réglez le bouton de concentration Agent Anesthetic à 3%.
- Surveiller jusqu'à ce que la souris ait atteint le plan désiré de l'anesthésie, déterminée par la perte du réflexe de redressement. Ajuster la concentration Agent anesthésique nécessaire.
- Une fois l'animal perd son réflexe de redressement d'unnd est suffisamment anesthésiés, tournez la molette de concentration Anesthésie à 0%. Les auteurs ont constaté précédemment que l'écoulement d' air permettant de vider la chambre d'induction de 30 à 60 secondes est suffisante pour purger la chambre sans inverser la profondeur de l' anesthésie 1.
- Ouvrir rapidement les pinces blanches pour diriger l'air vers le masque, et fermer les pinces bleues menant à la chambre d'induction.
- Ouvrez la chambre loin de chercheur, retirer la souris, et monter immédiatement le cône de nez.
- Centrer l'animal sur un coussin chauffant infrarouge, réglé pour maintenir la température du corps à 37 ° C par l'intermédiaire d'une sonde rectale sur une boucle de rétroaction.
- Lorsque la souris est stable sur le cône de nez, ajuster la concentration d'isoflurane à 1,5% ou au besoin pour l'entretien en tournant le bouton de concentration Agent anesthésique.
- Réduire le volume de minutes pour l'entretien. Le taux de débit minimum pour supporter l'animal est égal à 1,5-2,2 fois le volume minute de l'animal (pour une souris de 30 g,un minimum de 52 ml / min). Reportez-vous aux instructions du fabricant pour un débit recommandé réglage spécifique au style de cône de nez et ajuster si nécessaire. Appuyez sur Configurer pour accéder au menu principal, puis appuyez sur Régler Jusqu'à Vol Minute est surligné en rouge. Utilisez les flèches haut et bas pour régler le débit cible. Appuyez sur Run / Retour pour revenir à l'écran principal.
- Confirmer la profondeur de l'anesthésie tel que déterminé par un manque de réflexe de retrait lors d'une pincée interdigital. Appliquer une pommade ophtalmique pour les yeux pour prévenir la sécheresse pendant l'anesthésie.
4. Commencer la surveillance Physiological
- Placez le capteur sur pad de la patte arrière. Positionner le capteur de telle sorte que la lumière rouge est au-dessous de la patte et illumine la patte. Utilisez les flèches haut et bas sur l'écran pour afficher le oxiwave. L'animal est anesthésié maintenant en toute sécurité en utilisant un faible débit, à seringue, vaporisateur digital.
5. Retirez l'animal
- Éteins leLivraison Anesthésie.
- Pour arrêter l'exécution d'un anesthésique, tourner Agent Anesthetic Concentration bouton pour Min (ou 0%) et retirer l'animal du masque facial.
- Surveiller la souris lors de la récupération de l'anesthésie. Une fois que la souris est devenue entièrement ambulatoire, retourner à la cage.
Résultats
Animaux
3 adultes C57 / BL6NTac souris femelles (Taconic, âge 6-7 semaines; poids 15 +/- 1 g) ont été anesthésiés et maintenus avec 1,3-1,5% isoflurane alors la fréquence cardiaque, la saturation en oxygène et la fréquence respiratoire ont été surveillés. Toutes les souris ont été Murine Pathogen gratuit tel que déterminé par des tests de fournisseur de routine avant l'arrivée à l'établissement. Les animaux étaient en microisolation encagement et fournis gratuitement accès à de la nourriture standard pour rongeurs et de l'eau par bouteille logées en groupe.
Utilisation isoflurane
Le système d'anesthésie à faible débit mesure la quantité d'agent anesthésique restant dans la seringue pendant l'utilisation. Le volume dans la seringue, telle que mesurée par le système d'anesthésie, a été noté que l'animal a été transféré dans le cône de nez, et à nouveau à la fin de la période d'entretien. Le volume final wcomme soustrait du volume initial pour quantifier la quantité d'anesthésique consommée pendant la période d'entretien (figure 1).
Paramètres physiologiques
La fréquence cardiaque, SpO 2, et le taux de respiration ont été surveillés pendant la maintenance via l' oxymétrie de pouls (figures 2 - 4). La température corporelle a été maintenue à 37,5 ° C au moyen d'un coussin chauffant infrarouge. Chaque souris a été maintenue avec succès à de faibles débits de 100 ml / min d'air ambiant sous un plan chirurgical de l'anesthésie pendant 60 minutes, tel que déterminé par l'absence de réflexe de retrait d'un pincement interdigité. La souris n'a pas éveillé ou répondre à pincements interdigitaux appliquées par intermittence pendant la période de maintenance. Les fréquences cardiaques Les animaux de (figure 2), l' oxygène du sang (Figure 3), et la fréquence respiratoire (figure 4) sont restés relativement stable tout au long de l'étude. En raison du positionnement de l'animal et un capteur, le signal de fréquence respiratoire de la souris 1 et 3 souris a été intermittente, et la mesure a été interrompue. Lorsque le positionnement de l'animal a été ajusté, le signal amélioré et la fréquence respiratoire mesurée est comparable aux autres à des moments similaires. Le système d'anesthésie numérique à faible débit a utilisé une moyenne de 0,63 ml d'isoflurane pendant la période de 60 min d'entretien (figure 1).
Figure 1:.. Utilisation isoflurane La quantité de isoflurane utilisé en ml pour trois souris différentes en 1 heure de l' entretien de l' anesthésie à l' aide du système d'anesthésie à faible débit numérique S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2:.. Fréquence cardiaque La fréquence cardiaque de trois souris en battements par minute (bpm) 5-60 min après l' induction anesthésique initial avec le système d'anesthésie à faible débit numérique S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3:.. La saturation en oxygène Les niveaux de saturation en oxygène du sang (%) des trois souris 5-60 min après l' induction anesthésique initial avec le système d'anesthésie à faible débit numérique S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 4:.. Respiration Rate Le taux de respiration des trois souris en respirations par minute (bpm) 5-60 min après l' induction anesthésique initial avec le système d'anesthésie à faible débit numérique S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Discussion
Le système d'anesthésie à faible débit numérique permet à l'utilisateur de anesthésier efficacement des souris à des débits très faibles, sans l'utilisation d'un gaz comprimé. Cela diffère grandement de vaporisateurs passifs standards, dont la plupart ont besoin d'une source de gaz comprimé à des débits minimaux d'environ 500 ml / min. vaporisateurs standard utilisent des cadrans que la précision entre les gradations manquent, et ils doivent être entretenus annuellement pour maintenir la précision. Un système anesthésique de la seringue entraînée peut fournir une concentration spécifique d'anesthésique au débit de consigne pour calculer la vitesse nécessaire exacte de la pompe seringue. étalonnages de routine ne sont pas nécessaires, ce qui entraîne des économies supplémentaires de coûts et de temps.
Le débit minimum recommandé de maintenir un animal sur un circuit non-réinhalation est 1,5-2,2 fois le volume de l'animal de minute. Le débit de 100 ml / min utilisée dans cette étude de débit a dépassé ce minimum pour fournir un anesthésique suffisante pour les animaux. Le settin de débitgs sont critiques pour cette technique de livraison anesthésique, le débit est directement liée à la quantité de isoflurane utilisé pour une période donnée. Lorsqu'il est utilisé à des débits faibles, cette technique peut réduire considérablement la quantité d'isoflurane nécessaire lors de l' utilisation, alors que l'animal est encore anesthésiée efficacement 1,19-21.
Nouveaux coûts d'équipement entre les vaporisateurs traditionnels et vaporisateurs numériques à faible débit sont comparables. Cependant, le système d'anesthésie à faible débit numérique a la capacité de délivrer soit isoflurane ou sévoflurane. Ceci élimine le besoin pour l'isoflurane désigné et vaporisateurs de précision sévoflurane, ce qui réduit les coûts d'équipement initiaux pour les groupes à l'aide de deux agents anesthésiques. Comparaisons publiées récemment entre les technologies de vaporisateurs ont suggéré des économies de coûts au fil du temps lors de l' utilisation d' un faible débit de vaporisateur digital 1,19,20. Les résultats de ces comparaisons pourraient être utilisées pour rapprocher les économies potentielles au cours d'une année. CommeSuming paramètres typiques d'utilisation effectués par incréments de 2 h, 5 jours par semaine pendant 52 semaines, un vaporisateur isoflurane traditionnel consomme 3,8 L d'isoflurane, ou douze bouteilles de 250 ml. Un vaporisateur numérique à faible débit utilisé à la même fréquence consomme seulement 0,32 L, ou deux bouteilles de 250 ml. La consommation de cartouche à charbon est également réduite. En supposant que chaque cartouche contient 50 g de gaz résiduaires balayé, un vaporisateur traditionnel remplira environ 21 cartouches de charbon de bois au cours d'une année. En comparaison, un vaporisateur numérique à faible débit nécessitera 6 ou moins. Un vaporisateur traditionnel nécessite environ 5 grandes bouteilles de gaz par an, chacune d'une capacité de 9.500 L. La pompe à air interne, disponible sur certains modèles de vaporisateurs à faible débit numérique, élimine l'exigence de gaz comprimé. Si le gaz comprimé devait être utilisé, le système utilise seulement 1 cylindre par an 1.
La technique peut être modifiée en fonction des besoins. vaporiz numérique à faible débitteurs permettent à l'utilisateur d'ajuster la profondeur anesthésique rapidement et avec précision. Si la profondeur de l'anesthésie doit être augmentée ou diminuée, l'utilisateur peut augmenter la concentration en anesthésique incréments de 0,1% à l'aide de la molette sur la partie supérieure du système. Le débit peut être ajusté au besoin tout au long de la procédure. Ce protocole utilise une seringue de 2 ml, bien que de plus grandes tailles de seringues sont disponibles pour des procédures plus longues. La pompe à air interne offre aux utilisateurs la possibilité d'anesthésier les animaux sans avoir besoin d'une source de gaz comprimé. Pour les procédures nécessitant un gaz comprimé ou de l'oxygène supplémentaire, l'utilisateur a la possibilité de connecter une source de gaz au système à faible débit plutôt que d'utiliser l'air environnant. L'utilisateur peut continuer à fournir la source d'air sélectionnée pendant toute la procédure, ou peut basculer entre la pompe interne et une source de gaz comprimé au besoin. Par exemple, l'utilisateur peut configurer le système pour fournir de l'air ambiant par la pompe interne pendant l'induction et l'entretien, mais fournir oxy supplémentairegen lors de la récupération.
Bien qu'il existe de nombreux avantages à utiliser un vaporisateur numérique à faible débit, il y a des limites aussi bien. Parce qu'une valve de chasse ne sont pas inclus, rinçage manuellement la chambre avec de l'air propre avant ouverture est la seule façon de purger la chambre d'induction. Ce système est conçu pour fonctionner à des débits faibles seulement et ne fournit pas d'anesthésie au-dessus des taux de 800 ml / min, où les vaporisateurs traditionnels peuvent être utilisés avec des débits allant jusqu'à 10 L / min débit. Ce système particulier est donc uniquement pour les petites espèces animales. En outre, le système contient moins d'agent anesthésique par rapport à un évaporateur classique. Il peut y avoir des situations où la seringue doit être rempli au cours d'une procédure. Cependant, les retards lors du remplissage peuvent être réduits par un pré-remplissage d'une seconde seringue à proximité de remplacer la seringue vide. tailles de seringue jusqu'à 10 ml sont disponibles pour réduire la nécessité de remplir les seringues mi-procédure. Enfin, contrairement à un vaporisateur traditionnel, le bas-flvaporisateur digital ow nécessite de l'électricité. Les piles sont disponibles pour une utilisation dans les cas où l'alimentation électrique est indisponible ou en cas de panne de courant.
Des études antérieures ont montré que les systèmes numériques à faible débit consomment moins isoflurane, gaz porteur et bidons de charbon de bois par rapport à un système d'anesthésie traditionnelle 1,19,20. La réduction des gaz anesthésique balayé pourrait également identifier une réduction des gaz déchets anesthésique, bien que des travaux supplémentaires sont nécessaires dans ces domaines. La spectroscopie infrarouge à gaz peut être utilisé pour surveiller la production de isoflurane des déchets, et les badges dosimétriques peut être utilisé pour quantifier l'exposition isoflurane au personnel de laboratoire dans les comparaisons futures.
En résumé, cette technique pour la livraison d'anesthésie sera bénéfique pour les groupes de la scène rongeurs anesthésie due à l'amélioration de la sécurité, l'efficacité et la précision par rapport aux systèmes traditionnels.
Déclarations de divulgation
Ce projet a été soutenu avec l'équipement et le financement par Kent Scientific Corporation, l'American Heart Association à CJ Goergen (SDG18220010), et de l'Université de Purdue. Les auteurs Krista Bigiarelli et Irina Toore sont des employés de Kent Scientific Corporation qui produit les équipements utilisés dans cet article. Open publication d'accès de cet article est parrainé par Kent Scientific Corporation.
Remerciements
Les auteurs n’ont aucune reconnaissance.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Équipement d’anesthésie | |||
| SomnoSuite Système d’anesthésie numérique à faible débit | Kent Scientific Corporation | SOMNO | Comprend un adaptateur anti-déversement et anti-vapeur pour bouteille ; Tube adaptateur en Y ; filtre de récupération du charbon de bois |
| MouseSTAT Oxymètre de pouls & Moniteur de fréquence cardiaque | Kent Scientific Corporation | SS-MSTAT-Module | intégré à SomnoSuite |
| MouseCapteur de patte de souris STAT | Kent Scientific Corporation | MSTAT-MSE | |
| Seringue en verre de 2 ml | Kent Scientific Corporation | SOMNO-2ML | |
| Chambre d’induction à faible coût, 0,5 L | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0705 | |
| Masque facial à profil bas, x-small | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0304 | |
| Animal Warming | |||
| PhysioSuite Système de surveillance physiologique avec réchauffement homéothermique RightTemp | Kent Scientific Corporation | PS-RT | Comprend un coussin chauffant infrarouge, une sonde rectale et une sonde de température |
| Agents anesthésiques et Médicaments | |||
| Isoflurane (flacon de 250 ml) | Piramal Healthcare | ||
| Puralube Pommade Ophtalmique | Perrigo |
Références
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Réimpressions et autorisations
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