Article de méthode

En profondeur Physiological Analyse des populations de cellules définies dans le tissu Tranches aiguë de l'Vomeronasal Organ Souris

DOI :

10.3791/54517

⸱

10 septembre 2016

 ,  , 
1Department of Chemosensation, Institute for Biology II, RWTH Aachen University, 2Mill Hill Laboratory, The Francis Crick Institute

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ici, nous décrivons une approche physiologique qui permet l’identification et l’analyse approfondie d’une population définie de neurones sensoriels dans des coupes aiguës de tissu coronal de l’organe voméronasal de souris à l’aide d’enregistrements patch-clamp de cellules entières.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chez la plupart des mammifères, l’organe voméronasal (VNO) est une structure chimiosensorielle qui détecte à la fois les signaux sociaux hétéro- et conspécifiques. Les neurones sensoriels voméronasaux (VSN) expriment un type spécifique de récepteur couplé aux protéines G (RCPG) à partir d’au moins trois familles de gènes chimiorécepteurs différentes, permettant une détection sensible et spécifique des signaux chimiosensoriels. Ces familles comprennent les familles de gènes V1r et V2r ainsi que la famille de gènes chimiorécepteurs présumés présumés de la séquence du récepteur du peptide formyle (FPR) (Fpr-rs). Afin de comprendre la physiologie des interactions récepteur-ligand voméronasal et la signalisation en aval, il est essentiel d’identifier les propriétés biophysiques inhérentes à chaque classe spécifique de VSN.

L’approche physiologique décrite ici permet l’identification et l’analyse approfondie d’une population définie de neurones sensoriels à l’aide d’une lignée de souris transgéniques (Fpr-rs3-i-Venus). L’utilisation de ce protocole, cependant, n’est pas limitée à cette lignée spécifique et peut donc facilement être étendue à d’autres lignées génétiquement modifiées ou à des animaux de type sauvage.

Introduction

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La plupart des animaux comptent beaucoup sur leurs sens chimiques pour interagir avec leur environnement. Le sens de l'odorat joue un rôle essentiel pour la recherche et l'évaluation des aliments, éviter les prédateurs et la recherche de partenaires d'accouplement appropriés. Dans la plupart des mammifères, le système olfactif est constitué d'au moins quatre sous - systèmes anatomiquement et fonctionnellement distincts périphériques: l'épithélium olfactif principal 1,2, 3,4 ganglion Grueneberg, l'organe septale Masera 5,6 et l'organe voméronasal. Le VNO comprend la structure sensorielle périphérique du système olfactif accessoire (AOS), qui joue un rôle majeur dans la détection des signaux chimiques qui transmettent des informations sur l' identité, le sexe, le rang social et de l' état ​​sexuel 7-10. Le VNO est situé à la base de la cloison nasale juste au-dessus du palais. Chez la souris, il est un tube borgne se terminant bilatéral enfermées dans une capsule cartilagineuse 13/11. L'organe se compose de deux un épithélium sensoriel médial en forme de croissantlium qui abrite les VSN et d'une partie non-sensorielle sur le côté latéral. Entre les deux épithéliums se trouve une lumière de mucus rempli qui est relié à la cavité nasale par l'intermédiaire du voméronasal canal étroit 14. Un grand vaisseau sanguin latéral dans le tissu non-sensorielle fournit un mécanisme de pompage vasculaire pour faciliter l' entrée des molécules relativement grandes, essentiellement non volatiles , tels que des peptides ou de petites protéines dans la lumière à travers VNO pression négative 15,16. Les composants structurels du VNO sont présents à la naissance et l'organe atteint la taille adulte , peu avant la puberté 17. Toutefois, si l'AOS de rongeur est déjà fonctionnelle chez les juvéniles est encore sujette à débat 18-20.

VSN se distinguent à la fois par leur localisation epitheliale et du type de récepteur qu'elles expriment. VSN présentent une morphologie bipolaire avec un axone non myélinisées et un seul dendrite apicale qui fait saillie vers la lumière et se termine par un bouton microvillositaire dendritique. VSN axons fasciculate pour former le nerf voméronasal qui laisse la capsule cartilagineuse à la fin dorso-caudale, monte le long du septum, passe la lame criblée et les projets vers le bulbe olfactif accessoire (AOB) 21,22. L'épithélium sensoriel voméronasal se compose de deux couches: la couche apicale est située plus près du côté luminal et les deux ports V1R- et tous sauf un type de FPR-rs-exprimant les neurones. Ces neurones coexpriment du G-protéine α-unité Gai2 et projet à la partie antérieure de l'AOB 23-25. Les neurones sensoriels situés dans les V2Rs express de la couche basale plus ou TFP-RS1 aux côtés G et ao envoient leurs axones dans la région postérieure de l'AOB 26-28.

Les neurones sont susceptibles voméronasal activés par plutôt petits (29-33 sémiochimiques V1Rs) ou les composés protéiniques (34-38 V2Rs) qui sont sécrétées dans divers fluides corporels tels que l' urine, la salive et le fluide se déchirent 37,39-41 . Dans les expériences in situ ont montré que VSN sont également activés par des peptides formylés et divers / inflammation liée à des composés antimicrobiens 25,42. En outre, hétérologue exprimé les protéines du FPR-rs partagent des spectres agonistes avec FPRS exprimés dans le système immunitaire, ce qui indique un rôle potentiel en tant que détecteurs pour la maladie dans leurs congénères ou sources alimentaires gâtés 25 (voir référence 43).

Fondamental pour la compréhension des relations de récepteur-ligand et des cascades de signalisation en aval des populations VSN spécifiques est une évaluation détaillée de leurs caractéristiques biophysiques de base dans un environnement natif. Dans le passé, l'analyse de la signalisation cellulaire a grandement bénéficié d'animaux génétiquement modifiés qui marquent une population définie de neurones par coexpression d' une protéine marqueur fluorescent 30,44-49. Dans ce protocole, une lignée de souris transgénique qui exprime FPR-RS3 conjointement avec un marqueur fluorescent (Fpr-RS3-i-Venus) est utilisé.Cette approche illustre comment utiliser une telle souche de souris génétiquement modifiées pour effectuer une analyse électrophysiologique d'une population de cellules optiquement identifiable à l'aide unique neurone patch-clamp enregistrements dans des tranches de tissu VNO coronales aiguës. Une pression axée sur l'air système de perfusion multi-corps pour des stimuli sensoriels et agents pharmacologiques permet la stimulation neuronale rapide, réversible et focale ou inhibition pendant les enregistrements. enregistrements de cellules entières dans des préparations de tranche permettent une analyse détaillée des propriétés intrinsèques, conductances de tension activé, ainsi que les modes de décharge potentiels d'action dans l'environnement natif de la cellule.

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Protocole

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Toutes les procédures animales étaient en conformité avec la législation locale et l'Union européenne sur la protection des animaux utilisés à des fins expérimentales (directive 86/609 / CEE) et des recommandations formulées par la Fédération des animaux de laboratoire Associations Européennes de Sciences (FELASA). Les deux souris C57BL / 6 et souris Fpr-RS3-i-Vénus ont été logés dans des groupes des deux sexes à la température ambiante sur un 12 h cycle lumière / obscurité avec de la nourriture et de l' eau ad libitum. Pour les expériences de jeunes adultes (6-20 semaines) des deux sexes ont été utilisés. Aucune différence entre les sexes dépendant évidentes ont été observées.

1. Préparation de la solution

  1. Préparer une solution extracellulaire S 1: 4- (2-hydroxy-éthyl) pipérazine-1-éthanesulfonique (HEPES) solution tampon contenant extracellulaire (en mM) 145 NaCl, 5 KCl, 1 CaCl2, 1 MgCl2, 10 HEPES; pH = 7,3 (ajusté avec NaOH); osmolarité = 300 mOsm (ajusté avec du glucose).
  2. Préparer extracellulaire solution S2: carbogène désoxygéné (95% O 2, 5% CO 2) contenant une solution extracellulaire (en mM) 125 NaCl, 25 NaHCO 3, 5 KCl, 1 CaCl2, 1 MgSO4, 5 BES; pH = 7,3; osmolarité = 300 mOsm (ajusté avec du glucose).
  3. Préparer une solution d'agarose à 4% de faible gélification (S 3) pour l' incorporation de tissu: 4% à faible température de gélification d' agarose. Dissoudre 2 g de faible gélification agarose dans 50 ml de S 1 dans un 100 ml laboratoire de bouteille en verre avec un agitateur magnétique. Pour faire fondre l'agarose, mettre la bouteille dans un bain d'eau (avec couvercle pas hermétiquement fermé) à 70 ° C pendant environ 20 min ou jusqu'à ce que la solution devient transparente tout en remuant. Refroidir et conserver agarose fondu dans un second bain d'eau à 42 ° C jusqu'à utilisation ultérieure.
  4. Préparer une solution intracellulaire S 4: Solution Pipette contenant (en mM) 143 KCl, KOH 2, 1 EGTA, 0,3 CaCl2 (Ca2 + libre = 110 nM), 10 HEPES, 2 MgATP, 1 NaGTP;pH = 7,1 (ajusté avec KOH); osmolarité = 290 mOsm.
  5. Modifier / adapter la composition du S 1, S 2 et S 4 en fonction de la conception expérimentale individuel (par exemple, les inhibiteurs pharmacologiques pour isoler certains types de courants de tension activés).

2. Espace de travail Préparation

  1. Remplissez oxygénant chambre de tranche stockage avec S 2 au moins 30 min avant la dissection, le lieu sur la glace pour le réglage de la température et de pH et de la solution oxygéné en permanence.
  2. Remplir le réservoir de tranche surfusion à la configuration d' enregistrement avec S 2 et oxygéner en continu.
  3. Avant la dissection, remplir vibratome chambre avec S 2 et arranger la glace pilée autour de la chambre. Vous pouvez également transférer la solution oxygénée de glace froide de secours de la chambre oxygénant dans vibratome chambre et garder oxygénant en continu.
  4. Disposer des outils chirurgicaux et consommables.
  5. Placer le sachet de gel de glace sous la dissectionmicroscope, couvrir avec une serviette en papier pour éviter que le tissu VNO du gel au fond du plat.
  6. Nettoyer la lame de rasoir par un bref rinçage à l'éthanol à 70% et de l'eau distillée et monter à vibratome. Remplacer pour chaque session de tranchage.

3. VNO Dissection and Embedding

  1. Sacrifiez animaux brève exposition au CO 2 et décapitent en utilisant des ciseaux chirurgicaux tranchants. Remarque: Comme le temps de sacrifier l'animal à mettre la capsule VNO sur la glace est critique, minimiser le temps à moins de 2 min. Pour maintenir la viabilité des tissus, incorporer à la fois complètement disséqué VNO dans de l'agarose en moins de 30 min.
  2. Retirer la mâchoire inférieure avec de grands ciseaux chirurgicaux. Entrez par la cavité buccale et de couper les os mandibule et les muscles de chaque côté séparément.
  3. Placez la partie restante de la tête à l'envers dans la grande boîte de Pétri.
  4. Tirez loin la peau de la mâchoire supérieure et autour de la pointe du nez avec une pince moyenne pour obtenir un meilleur accès à laincisives.
  5. Utilisez des ciseaux d'os pour couper la plus grande partie des incisives à un angle de 45 ° ~ dans le sens rostral (figure 1A). Cela facilitera le retrait de la capsule VNO de la cavité nasale.
    Note: Ne pas couper à la racine de la dent pour éviter d'endommager la pointe de la capsule VNO.
  6. Prenez le palais supérieur rigide à sa partie rostrale avec une pince à moyen et éplucher soigneusement en un seul morceau à un angle plat (figure 1B).
    Remarque: À plusieurs reprises rincer avec de la glace froide S 2.
  7. Utilisez micro ciseaux à ressort pour couper la fusion osseuse entre la pointe de l'os vomer et la mâchoire. Insérez les pointes de ciseaux avec la partie courbe de la pointe pointant vers l'extérieur loin de la VNO et soigneusement couper l'os en petites étapes à la fois sur la gauche et à droite de côté latéral de la capsule VNO.
  8. Pour retirer la capsule VNO, utiliser des micro ciseaux à ressort pour couper à travers l'os vomer à la partie caudale et soulevez délicatement l'os vomer de la ncavité asal en utilisant une pince moyenne. transférer immédiatement le VNO à une petite boîte de Pétri sous un microscope stéréo sur un pack de gel de glace où les étapes restantes de la dissection seront effectuées.
  9. Rincer le VNO dans une petite quantité de glace-froid S 2 pour empêcher le tissu de se dessécher.
  10. Séparer les capsules cartilagineuses qui contiennent les tissus mous VNO en saisissant l'arrière de l'os vomer avec une pince moyenne. Positionner la capsule pour une vue dorsale de sorte qu'une scission entre les deux VNO devient visible (figure 1D i).
  11. Utilisez la pointe d'une pince fine pour séparer les deux capsules de cartilage VNO de l'os central tout en gardant l'os vomer coincé dans la partie arrière.
    Remarque: Utilisez une pince seulement au bord de la capsule du cartilage et être très prudent de ne pas percer le cartilage comme l'épithélium sensoriel délicat est facilement endommagé.
  12. Une fois que les deux VNO sont séparés, commencer à enlever le cartilage encapsuler les sapinst VNO.
  13. Prenez le rebord supérieur de la capsule avec une pince fine et de diviser l'écart de la paroi du cartilage qui a été précédemment attaché à l'os vomer (côté médial).
  14. Pour enlever le cartilage restant tourner le VNO avec son côté latéral incurvé vers le bas du plat et solidement cerner le cartilage d'un côté à l'aide de pinces. Déplacez doucement la deuxième pince fine de la face arrière à un angle très plat entre le cartilage et VNO pour desserrer la connexion entre le tissu et le cartilage.
  15. Lentement peler le VNO loin du cartilage en le tenant à son extrémité caudale, pour éviter d'endommager l'épithélium sensoriel.
  16. Une fois que le VNO est levered de la capsule, assurez-vous d'enlever toutes les petites pièces de cartilage restants comme tous les morceaux de cartilage va détacher le tissu à partir entourant agarose pendant le processus de tranchage.
  17. Placer une petite goutte de glace-froid S 2 sur le premier VNO disséqué pour éviter des dommages aux tissus. Un gros vaisseau sanguin sur le côté latéral will deviennent visibles indiquant que l'organe est encore intact et n'a pas été gravement endommagé lors de la dissection (figure 2A ii). Dans le cas où le vaisseau sanguin a été endommagé, il sera toujours utile de poursuivre le tranchage du VNO aussi longtemps que la morphologie globale n'a pas été altérée clairement.
  18. disséquer immédiatement la deuxième VNO.
  19. Pour intégrer le VNO, remplissez les deux petites boîtes de Pétri à la jante avec S fondu 3 (stocké dans un bain d'eau à 42 ° C; voir 1.3).
  20. Tenez le VNO sur l'extrémité caudale plus large avec une pince fine pour éviter d'endommager l'épithélium sensoriel.
  21. Immerger le VNO dans l'agarose et le déplacer horizontalement d'avant en arrière plusieurs fois pour enlever le film de la solution extracellulaire, ainsi que les bulles d'air de sa surface.
  22. Positionner le VNO verticalement avec la pointe caudale tournée vers le fond du plat. Au lieu de pincer le VNO avec la pince directement, ajuster l'orientation en déplaçant la pointe de pince en étroite proximité du VNO.
    Note: Orientation lors de l'incorporation est cruciale car elle détermine plan de coupe et de l'accessibilité aux neurones sensoriels pendant l'expérience.
  23. Placez les plats sur la banquise de gel et d'attendre jusqu'à ce que l'agarose est solidifié.
    Note: Ne pas modifier l'orientation VNO une fois que l'agarose a commencé à solidifier car cela détacher le tissu de l'agarose environnant.

4. Coronal VNO Tissue Slicing

  1. Utiliser une petite spatule pour retirer le bloc d'agarose du petit plat dans le couvercle d'une grande boîte de Pétri, retourner l'agarose à l'envers en laissant sur la pointe caudale du VNO vers le haut.
  2. Couper le bloc en une forme pyramidale à l'aide d'un scalpel chirurgical (3-4 mm à la pointe, 8-10 mm en bas). Prenez soin de ne pas endommager le tissu enrobé.
  3. Utilisez super glue pour fixer le bloc en forme de pyramide au centre de la plaque d'échantillon vibratome et attendre ~ 1 min pour la colle sécher complètement.
  4. Transférer la plaque d'échantillon au tranchage chambre et de préparer la deuxième VNO, en conséquence. Maintenir la plaque avec le deuxième spécimen à 4 ° C jusqu'à utilisation.
  5. Utilisez un microtome à lame vibrante avec les paramètres suivants: épaisseur: 150-200 pm; Vitesse: 3,5 au = 0,15 mm / s; fréquence: 7,5 au = 75 Hz. Transférer les tranches à la chambre oxygénant jusqu'à utilisation après avoir inspecté brièvement tranche la morphologie sous le microscope de dissection. Les tranches peuvent être conservés pendant plusieurs heures.

5. unicellulaires électrophysiologiques Recordings

  1. Pour les enregistrements, utiliser un microscope de stade montant fixe équipé d'objectifs d'immersion en eau, Dodt ou infrarouge interférant différentiel contraste (IR-DIC) et epi-fluorescence ainsi qu'une caméra CCD refroidie. Pour l'acquisition des données, utiliser un amplificateur de patch-clamp, le stade de la tête, AD / DA carte d'interface et un PC (y compris les logiciels d'enregistrement).
  2. Préparer un stock de 10-20 pipettes de patch (4-7 mQ). pipettes Pull de capillaires en verre borosilicate (1,50 mm OD / 0,86 mm ID) USINga micropipette extracteur et le feu-polir avec un microforge.
    Remarque: Fire polissage des embouts de pipette est crucial quand patcher les plutôt petites VSN. Cela aidera à éviter la rupture de la membrane cellulaire lors de l'application de pression négative afin d'obtenir un joint haute résistance. Après le polissage de l'ouverture de la pipette doit être d'environ 1 pm.
  3. Maintenir les pipettes dans un récipient de stockage de la pipette pour éviter tout dommage et de l'accumulation de poussière jusqu'à son utilisation.
  4. Préparer le système de perfusion en remplissant les réservoirs de solution et de tubes selon la conception expérimentale.
    Remarque: Retirer les bulles d'air à partir de tubes car ils vont fortement interférer avec les enregistrements électrophysiologiques.
  5. Régler la pression pour atteindre ~ 3 ml / écoulement min.
    Remarque: Les hautes pressions vont provoquer un mouvement de la tranche de tissu, ainsi que la fin des enregistrements électrophysiologiques.
  6. Transfert VNO tranche à la chambre d'imagerie et fixer la position de tranche en utilisant l'ancre en acier inoxydable câblé avec 0,1 mm d'épaisseur syntfibres HETIC (Figure 2B - C).
    Remarque: Ne couvrez pas la tranche de tissu avec l'un des fils de fibre synthétique, mais plutôt l'agarose entourant la tranche.
  7. Chambre d'imagerie de transfert pour enregistrer la configuration et tranche en continu superfuse avec S oxygénée 2 à température ambiante par l' intermédiaire d' une application de bain.
  8. Ajuster le capillaire d'aspiration à la surface de la solution pour créer une aspiration constante lente pour un échange de solution de bain. Réglez le 8-en-1 multi-tonneau "crayon de perfusion» ci - dessus et à proximité de la partie non-sensorielle de la tranche VNO qui contient le vaisseau sanguin (figure 2C, 3A) 50. Il sera bénéfique pour organiser un crayon de perfusion et l'enregistrement pipette pour être en face de la tranche à partir des directions opposées.
  9. Connecter l'électrode de référence et la solution de bain à l'aide d'un pont d'agar en forme de L (rempli de 150 mM de KCl).
  10. Remplir la pipette en patch avec une solution de pipette S 4.
  11. Monter la pipette sur l'électrode de patch de chlorure revêtu d'argent relié à l'étage de la tête sans gratter le revêtement et fixer solidement.
  12. Appliquer une légère pression positive (environ 1 ml sur une seringue en plastique de 10 ml) à la pipette de patch avant d'entrer dans le bain.
  13. Abaisser la pipette dans le bain à l' aide assez loin manipulateurs micro pour pouvoir plonger l'objectif sans frapper (figure 2D).
  14. Surveiller la résistance de la pipette (R pip, entre 4-7 MQ) en utilisant le logiciel d'électrophysiologie connecté à l'étage de la tête.
    Remarque: Si R pip est <4 MQ la pointe de verre est cassé. Si R pip est> 10 MQ, la pointe est très probablement bouché et la pipette doit être remplacé.
  15. Visualisez la tranche VNO avec une caméra CCD en utilisant le contraste d'interférence différentiel infrarouge optimisé (DIC) et identifier FPR-RS3-i-Venus des cellules exprimant (ou similaire neurones marqués) en utilisant un éclairage à fluorescenceet un cube de filtre approprié.
  16. Focalisation et fluorescent cible ou des cellules non fluorescentes en fonction de la conception expérimentale.
  17. Pour approcher le corps cellulaire, utiliser des roues à main pour une sensibilité maximale. En raison de la pression positive, une petite brèche dans la membrane cellulaire soma devient visible une fois que la pointe de la pipette se trouve à proximité.
  18. Relâchez la pression positive et appliquer une légère pression négative pour aspirer dans la membrane cellulaire afin d'obtenir un joint de haute résistance (1-20 GQ). Appliquer courte et douce d'aspiration pour perturber la membrane cellulaire et à établir la configuration de cellule entière.
  19. Surveiller la résistance d'accès en permanence pendant l'expérience.
    Remarque: Inclure seulement les neurones présentant une résistance d'accès petite et stable (≤3% de l' entrée R; le changement <20% par rapport au cours de l'expérience) dans l' analyse.

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Résultats

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Pour mieux comprendre les propriétés biophysiques et physiologiques des populations cellulaires définies, nous effectuons des coupes de tissu coronales aiguës de la souris VNO (Figure 1 - 2). Après dissection, les tranches peuvent être conservés dans oxygénée solution extracellulaire glacée (S 2) pour plusieurs heures. A la configuration de l' enregistrement, un échange constant avec une solution oxygénée frais (figure 2D) ass...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le VNO est une structure chemosensory qui détecte écomones. A ce jour, la plupart des récepteurs de voméronasal reste à deorphanized car seules quelques paires récepteur-ligand ont été identifiés. Parmi ceux -ci , V1rb2 a été décrit pour être spécifiquement activé par la phéromone urinaire 2-heptanone mâle 30, V2rp5 à être activé par le mâle phéromone spécifique ESP1 57 ainsi que V2r1b et V2rf2 à être activés par les peptides du CMH SYFPEITHI 48 et SEIDLILGY 58, respectivement...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous remercions Ivan Rodriguez et Benoit von der Weid d’avoir généré la lignée de souris FPR-rs3-i-venus, leurs critiques constructives et leurs discussions fructueuses. Ce travail a été financé par des subventions de la Fondation Volkswagen (I/83533), de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (SP724/6-1) et de l’Initiative d’excellence des gouvernements fédéral et des Länder allemands. MS est professeur à Lichtenberg de la Fondation Volkswagen.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Produits chimiques
Agarose (basse température de gélification)PeqLab35-2030
ATP (Mg-ATP)Sigma-AldrichA9187
Bis(2-hydroxyéthyl)-2-aminoéthanesulfonique (BES)Sigma-AldrichB9879
Chlorure de calciumSigma-AldrichC1016
Acide éthylène glycol tétraacétique (EGTA)Sigma-AldrichE3889
GlucoseSigma-AldrichG8270
GTP (Na-GTP)Sigma-Aldrich51120
(2-hydroxyéthyl)-1-pipérazinééthanesulfonic (HEPES)Sigma-AldrichH3375
Chlorure de magnésiumSigma-AldrichM8266
Chlorurede potassium Sigma-AldrichP9333
Hydroxyde de potassiumSigma-Aldrich03564
Chlorure de sodiumSigma-AldrichS7653
Hydrogénocarbonate de sodiumSigma-AldrichS5761
Hydroxyde de sodiumSigma-AldrichS8045
NameCompanyNuméro de catalogueComments
Outils chirurgicaux et consommables
Large Boîte de PétriVWR90 mm, dissection de capsule VNO
Petite boîte de Pétri,VWRpour dissection VNO, boîte pour enrobage dans l’agarose
Grand ciseau chirurgical tranchantde science finedécapitation, ablation de la mâchoire inférieure
Ciseaux à os solidesOutils de science fine coupantles incisives
Pince moyenne, pince Dumont #2Outilspour enlever la peau et le palais
Ciseaux à micro-ressort, 8,5 cm, incurvés, lames de 7 mm  ;de science finepour découper VNO  ;
Deux paires de pinces fines, pince Dumont #5 Outils desciencedisséquant le VNO hors d’une capsule cartilagineuse
Petite spatule en acier inoxydableOutils descience fine manipulant un bloc d’agarose et des tranches de tissu
Scalpelcoupant le bloc d’agarose en forme pyramidale
NomEntrepriseNuméro de catalogueComments
Equipment
AmplifierHEKA ElektronikEPC-10
Capillaires en verre borosilicaté (1.50 mm OD/0.86 mm ID)Science Products-Caméra
CCDLeica MicrosystemsDFC360FX
Cube de filtre, excitation : BP 450-490, suppression : LP 515Leica MicrosystemsI3
Lampe à fluorescenceLeica MicrosystemsEL6000
Agitateur magnétique à plaque chauffanteSnijders34532
Microforge  ;NarishigeMF-830
Luigs & NeumannSM-5
Extracteur de micropipettes, vertical à deux étagesNarishigePC-10  ;
MicroscopeLeica MicrosystemsCSM DM 6000 SP5
Éliminateur de bruit 50/60 Hz (HumBug)Quest
Scientific Objectif  ;Leica MicrosystemsHCX APO L20x/1.00 W
OscilloscopeTektronikTDS 1001B
Osmomètre  ;GonotecOsmomat 030
Système de perfusion 8-en-1AutoMate Scientific
PH-mètre cinq easyMettler Toledo
Pot de conservation des pipettesWorld Precision Instrumentse212
Chambre d’enregistrement  ;Luigs & Neumann Slice mini chambre
Lames de rasoirWilkinson Sword GmbHWilkinson Sword Classic
Chambre de stockage de tranches oxygénantes ; les chambres commerciales alternatives sont : par exemple , BSK1 Brain Slice Keeper (Digitimer) ou la préchambre (BSC-PC ; Warner Instruments)sur
Leica MicrosystemsS4E
Interface de déclenchement  ;HEKA ElektronikTIB-14 S
Vibratome  ;Leica MicrosystemsVT 1000 S
Bain-marie  ;MemmertWNB 45
, décapitation couvercle 35 mm Outils de science fine Outils fine chirurgical Appareil micromanipulateur stéréomicroscope mesure

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Firestein, S. How the olfactory system makes sense of scents. Nature. 413 (6852), 211-218 (2001).
  2. Mombaerts, P. Genes and ligands for odorant, vomeronasal and taste receptors. Nat. Rev. Neurosci. 5 (4), 263-278 (2004).
  3. Fuss, S. H., Omura, M., Mombaerts, P. The Grueneberg ganglion of the mouse projects axons to glomeruli in the olfactory bulb. Eur. J. Neurosci. 22 (10), 2649-2654 (2005).
  4. Roppolo, D., Ribaud, V., Jungo, V. P., Lüscher, C., Rodriguez, I. Projection of the Grüneberg ganglion to the mouse olfactory bulb. Eur. J. Neurosci. 23 (11), 2887-2894 (2006).
  5. Adams, D. R. Fine structure of the vomeronasal and septal olfactory epithelia and of glandular structures. Microsc. Res. Tech. 23 (1), 86-97 (1992).
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