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Article de méthode

In vivo Investigation of Antimicrobial Therapy Blue Light pour multirésistante Acinetobacter baumannii Gravez Infections En utilisant l' imagerie par bioluminescence

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DOI :

10.3791/54997

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28 avril 2017

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1Wellman Center for Photomedicine, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2Department of Medical Oncology, Beijing Institute of Translational Medicine, Chinese Academy of Sciences, 3Cancer Center, Aviation General Hospital, Beijing, 4Infectious Disease Service, Brooke Army Medical Center

Dans cet article

Résumé

Les infections causées par des souches bactériennes multirésistantes (MDR) sont apparues comme une menace sérieuse pour la santé publique, nécessitant le développement de thérapies alternatives. Nous présentons un protocole pour évaluer l’efficacité de la thérapie antimicrobienne à la lumière bleue (aBL) pour les infections à Acinetobacter baumannii MDR dans les brûlures de souris en utilisant l’imagerie par bioluminescence.

Résumé

Brûler les infections continuent d'être une cause importante de morbidité et de mortalité. L'émergence croissante des bactéries multirésistantes (MDR) a conduit à l'échec fréquent des traitements antibiotiques traditionnels. D'autres sont thérapeutiques d'urgence nécessaires pour lutter contre les bactéries MDR.

Une approche innovante non-antibiotique, bleu clair antimicrobien (ABL), a montré l'efficacité prometteuse contre les infections MDR. Le mécanisme d'action de ABL est pas encore bien compris. Il est généralement supposé que sont excités par ABL, qui à son tour se produisant naturellement chromophores photosensibilisants endogènes dans des bactéries (par exemple, les porphyrines libres de fer, les flavines, etc.) produit des espèces oxygénées réactives cytotoxiques (ROS) par l' intermédiaire d' un processus photochimique.

Contrairement à une autre approche antimicrobienne à base de lumière, la thérapie photodynamique antimicrobien (aPDT), la thérapie ABL ne nécessite pas l'intervention d'un photosensitiz exogèneer. Tout ce qu'il a besoin de prendre effet est l'irradiation de la lumière bleue; , Il est donc simple et peu coûteuse. Les récepteurs ABL sont les photosensibilisants endogènes cellulaires chez les bactéries, plutôt que de l'ADN. Ainsi, Abl est considérée comme beaucoup moins génotoxique à des cellules hôtes que ultraviolets C (UVC) irradiation, ce qui provoque directement des dommages de l'ADN dans des cellules hôtes.

Dans cet article, nous présentons un protocole pour évaluer l'efficacité du traitement ABL pour MDR Acinetobacter baumannii infections dans un modèle de souris de brûlure. En utilisant une souche bioluminescente d'ingénierie, nous avons pu surveiller de manière non invasive l'étendue de l'infection en temps réel chez les animaux vivants. Cette technique est également un outil efficace pour la surveillance de la distribution spatiale des infections chez les animaux.

Introduction

Brûler les infections, qui sont fréquemment signalées en raison de blessures thermiques cutanées, continuent d'être une cause importante de morbidité et de mortalité 1. La prise en charge des infections de brûlures a été compromise par l'autre émergence croissante de souches bactériennes résistantes (MDR) 2 en raison de l'utilisation massive d'antibiotiques. Important MDR bactéries Gram-négatives est Acinetobacter baumannii, qui est connu pour être associé à des blessures de combat récentes et résiste à presque tous les antibiotiques disponibles 3. La présence de biofilms dans les foyers blessé a été rapporté 4, 5 et on pense à exacerber la tolérance aux antibiotiques et à la défense de l' hôte 6, 7, ce qui provoque des infections persistantes 8, 9. Par conséquent, il y a un outig besoin pour le développement de traitements alternatifs. Dans la Stratégie nationale de lutte contre les bactéries résistantes aux antibiotiques, le développement de thérapies alternatives aux antibiotiques récemment annoncé a été noté comme une action par le gouvernement des États-Unis 10.

approches antimicrobiens à base de lumière, comme il est indiqué par le nom, nécessitent une irradiation lumineuse avec ou sans autres agents. Ces approches comprennent la thérapie photodynamique antimicrobienne (aPDT), aux ultraviolets C (UVC) irradiation, et la lumière bleue antimicrobien (ABL). Dans des études antérieures, ils ont montré l' efficacité prometteuse pour tuer des souches MDR bactériennes 11, 12, 13. Parmi les trois approches à base de lumière, ABL a attiré une attention croissante au cours des dernières années en raison de ses propriétés antibactériennes intrinsèques sans l'utilisation de photosensibilisants 14. en comparison à aPDT, ABL implique que l'utilisation de la lumière, alors que aPDT nécessite une combinaison de lumière et un photosensibilisant. Par conséquent, ABL est 14 simple et peu coûteux. Par rapport à UVC, ABL semble être beaucoup moins cytotoxique et génotoxique pour les cellules hôtes 15.

L'objectif de ce protocole est d'étudier l'efficacité de ABL pour le traitement des infections causées par des brûlures MDR A. baumannii dans un modèle de souris. Nous utilisons des bactéries pathogènes bioluminescentes pour développer de nouveaux modèles de souris d'infections de brûlures qui permettent la surveillance non invasive de la charge bactérienne en temps réel. Par rapport à la méthode traditionnelle de prélèvement de fluide corporel / tissulaire et le placage subséquent et une colonie de comptage 16, cette technique fournit des résultats précis. Le processus de prélèvement de tissu pourrait introduire une autre source de l'erreur expérimentale. Comme l'intensité de luminescence bactérienne est linéairement proportionnelle aux corresponding CFU 17 bactérienne, on peut mesurer directement la survie des bactéries après une certaine dose d'irradiation de lumière. En surveillant la charge bactérienne chez les animaux vivants recevant le traitement par la lumière en temps réel, la cinétique de la destruction des bactéries peuvent être caractérisés par un nombre significativement réduit de souris.

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Protocole

1. Préparation de la culture bactérienne

  1. Ajouter 7,5 ml de Brain Heart Infusion (BHI) moyenne à un tube de centrifugation de 50 ml. Graine A. baumannii cellules dans le milieu BHI et ensuite incuber la culture de A. baumannii dans un incubateur orbital (37 ° C) pendant 18 h.
  2. Centrifuger la culture de cellules à 3500 x g pendant 5 minutes, éliminer le surnageant et laver les pastilles dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS).
  3. Re-suspendre les pastilles de bactéries dans du PBS frais et la pipette soigneusement la suspension.
  4. Recueillir 100 pi de la suspension bactérienne et de faire une dilution 1:10 en utilisant du PBS frais.
  5. Transférer la dilution dans une cuvette semi-micro de 1,5 ml et mesurer la densité optique (DO) à une longueur d'onde de 600 nm (600 nm DO).
  6. Calculer la suspension DO 600 nm de la (non dilué) d' origine dans du PBS en fonction de la valeur OD à 600 nm mesurée de la dilution et le facteur de dilution (10).
  7. régler ee suspension d' origine dans du PBS à DO 600 nm = 0,6 (correspondant à une densité cellulaire de 10 8 UFC / mL).

2. Souris modèle d'infection de brûlure causée par bioluminescente A. baumannii

  1. L'utilisation des souris femelles adultes BALB / c âgées de 7-8 semaines et pesant 17-19 g. Permettre aux souris de s'acclimater aux conditions de laboratoire pendant au moins 3 jours avant le début de l'expérience. Maintenir les souris dans un 12 h cycle lumière / obscurité sous une température ambiante de 21 ℃ et leur donner de la nourriture et de l' eau ad libitum.
  2. Anesthésier les souris avec une injection intraperitoneale d'un cocktail de kétamine-xylazine (100 mg / kg - 20 mg / kg). toucher légèrement le palpebra de chaque souris avec un coton-tige; une absence du réflexe palpébral suggère une profondeur d'anesthésie appropriée. Couvrir les yeux de souris avec une pommade vétérinaire pour éviter que les yeux de la sécheresse pendant l'anesthésie.
  3. Rasez les souris sur le dos pour exposer la peau autant que possible en utilisant un 50-lame tondeuse à cheveux.
  4. Placer le couvercle d'une boîte de Petri de 35 mm au-dessous de l'abdomen des souris afin de maintenir le dos dans une position relativement horizontale.
  5. Faire bouillir l'eau dans un bécher de 250 ml (80% complet) en utilisant un 10" x 10" , 220 VAC plaque chauffante. Immerger un bloc de laiton (1 cm x 1 cm de section transversale) dans le bêcher jusqu'à ce que l'équilibre thermique avec l'eau est atteinte. équilibration thermique prend habituellement <5 min et est indiquée par la ré-ébullition de l'eau dans le bêcher.
  6. Avant de créer la blessure de brûlure, d'administrer des analgésiques préventives (une injection sous-cutanée de 0,1 mg / kg) buprénorphine pour soulager la douleur.
  7. Dix minutes après que les analgésiques préventives, appuyer légèrement sur le bloc en laiton chauffé à la zone rasée du dos des souris pendant 7 s à induire des brûlures.
    REMARQUE: Pour éviter les blessures thermiques au personnel de travail, porter des gants résistants thermiques lors de l'exécution de la procédure de gravure.
  8. Administrer 0,5 ml de solution saline stérile à travers subcutaneouinjection s pour prévenir la déshydratation.
  9. Cinq minutes après l'induction de la lésion thermique, inoculer 50 ul de suspension bactérienne contenant 5 x 10 6 UFC dans du PBS sur les brûlures de la souris à l' aide d' une pipette. En déplaçant un coton-tige stérile dans un mouvement en zigzag sur la peau, enduire les aliquotes sur les brûlures de distribuer les cellules bactériennes dans la zone brûlée de manière aussi uniforme que possible.
  10. Immédiatement après l'inoculation bactérienne, effectuer l'imagerie par bioluminescence pour les brûlures infectées, comme décrit à la section 4.
  11. Placer la souris sur un lit chirurgical chauffé de l'eau (37 ° C, zone de récupération) jusqu'à ce que les souris ont complètement récupéré de l'anesthésie. Maison les souris avec un maximum de 5 par cage dans un niveau de biosécurité 2 salle d'animaux.
  12. Administrer des analgésiques (injection sous-cutanée de 0,1 mg / kg de buprénorphine) deux fois par jour pendant les trois premiers jours après la brûlure.

3. Antimicrobial Therapy Light Blue A. & #160; baumannii infection chez la souris

  1. Commencez la thérapie ABL à 24 h après l'inoculation bactérienne.
  2. Utiliser une diode électroluminescente (LED) avec une émission de crête à 415 nm pour l'irradiation Abl. Monter les LED sur un dissipateur de chaleur pour empêcher des effets thermiques sur la zone irradiée chez les souris 18. Fixer le conduit à une tige de support optique avec des connecteurs à pince pour permettre à la DEL de se déplacer vers le haut et vers le bas.
  3. Allumez la puissance / compteur d'énergie et appuyez sur le bouton pour sélectionner la longueur d'onde 415 nm. Réinitialiser le compteur de puissance / énergie pour soustraire l'arrière-plan (lumière ambiante).
  4. Placez le compteur d'alimentation / énergie juste sous la LED. Porter des lunettes bleu-clair de protection. Allumer la lumière LED et régler la distance entre l'ouverture de LED (une lentille qui converge la lumière provenant de la LED) et le capteur de lumière (2 cm de diamètre) de la puissance / compteur d'énergie de telle sorte que le spot lumineux couvre toute la zone de le capteur de lumière.
  5. air soigneusement le conducteur LED et enregistrer la lecture du Power / compteur d'énergie. Calculer l'éclairement énergétique en fonction de la lecture: Irradiance = lecture (W) / Surface (cm 2). Ajuster l'éclairement de la LED à 100 mW / cm2 en réglant la commande de DEL.
  6. Éteignez la LED. Mesurer la distance entre l'ouverture de LED et le détecteur de lumière de l'appareil de mesure de puissance / énergie.
  7. Anesthésier les souris avec une injection intraperitoneale d'un cocktail de kétamine-xylazine (100 mg / kg - 20 mg / kg). Une absence du réflexe palpébral suggère une profondeur d'anesthésie appropriée.
  8. Diviser au hasard les souris dans un groupe traité ABL (n = 10) et un groupe témoin non traité (n = 10).
  9. Pour le groupe traité Abl, couvrir les yeux de souris avec une feuille d'aluminium afin d'éviter une surexposition à la lumière. Placer les brûlures de la souris directement sous la LED, avec le couvercle d'une boîte de Pétri de 35 mm au-dessous de l'abdomen de la souris afin de maintenir le dos dans une position horizontale.
  10. Remplacer l'appareil de mesure de puissance / énergie mentionnée à l'étape 3.5 avec une souris sur un di de Pétri carréesh. Ajuster la hauteur de la souris à une position où la distance entre l'ouverture de LED et la surface de la brûlure de la souris est égale à celle entre l'ouverture de LED et le niveau du capteur de lumière de la puissance / compteur d'énergie (comme décrit dans l'étape 3.5).
  11. Irradier les brûlures infectées à un éclairement énergétique de 100 mW / cm 2. Livrer Abl à la dose de 72 J / cm 2 jusqu'à une dose totale de 360 J / cm 2 est atteinte (par exemple, 0, 72, 144, 216, 288 et 360 J / cm 2). Après chaque dose de lumière, effectuer l'imagerie par bioluminescence pour les souris, comme décrit dans la Section 4.
  12. Pour le groupe témoin non traité, effectuer l'imagerie par bioluminescence des brûlures de la souris, comme décrit dans la Section 4, en utilisant les mêmes intervalles de temps que ceux utilisés pour le groupe traité Abl.
  13. Avant la reprise des souris, placez les souris sur le lit chirurgical chauffé l'eau pour éviter la perte de chaleur et l'hypothermie. Observer l'activité et le réflexe palpébral de la souris jusqu'à ce que la récupération. Après lee récupération des souris, les loger 2-3 par cage.
  14. Après traitement Abl, effectuer l'imagerie par bioluminescence, tel que discuté dans la section 4, tous les jours pendant les 3 premiers jours, puis tous les deux jours pour surveiller la charge bio-temporelle des infections chez la souris.

4. Imagerie bioluminescence des infections chez la souris

  1. L' image des souris en utilisant un système d'imagerie à faible lumière qui comprend une caméra à dispositif à couplage de charge intensifié, un contrôleur de caméra, une chambre à échantillon, et un processeur d'image 19.
  2. Anesthésier les souris avec une injection intraperitoneale d'un cocktail de kétamine-xylazine (100 mg / kg - 20 mg / kg). toucher légèrement le palpébrale des souris avec un coton-tige; une absence du réflexe palpébral suggère une profondeur d'anesthésie appropriée.
  3. Démarrez le logiciel d'imagerie en direct. Dans le panneau de commande qui apparaît, cliquez sur Initialiser. Attendre jusqu'à ce que la couleur de la zone de température devient vert, ce qui indique que la température de l'étapedans la chambre d'échantillon a atteint 37 ° C.
  4. Placer les souris sur la platine (37 ° C) dans la chambre d'échantillon du système d'imagerie, les brûlures infectées directement sous la caméra.
    NOTE: La bioluminescence des bactéries pourrait diminuer lorsque les brûlures deviennent sèches. Par conséquent, il est recommandé d'hydrater les brûlures de la souris avec du PBS avant l'imagerie.
  5. Dans le panneau de commande, mettez une coche à côté de « Luminescence ». Sélectionnez « exposition automatique » de sorte que le temps d'exposition pour l'imagerie sera optimisée par le logiciel d'imagerie en temps réel en fonction de l'intensité de la bioluminescence.
  6. Sélectionnez la liste déroulante « C » du « champ de vision ». Sélectionnez l'option « Scan milieu de gamme » pour laisser le logiciel déterminer la distance focale. Mettez une coche à côté de recouvrement.
  7. Cliquez sur « Acquérir » pour capturer l'image. Dans la zone « Modifier l'image d'étiquette », cliquez sur « OK »; une « fenêtre d'image » et « Toll Palette » apparaît.
  8. Définir les paramètres ROI automatique pour l'auto-sélection.
  9. Quantifier l'intensité de la bioluminescence en unités de luminescence relatives (RLU) et afficher la bioluminescence dans une échelle en fausses couleurs allant du rose (plus intense) au bleu (moins intense) 19, 20.
  10. Calculer la fraction de survie des bactéries dans les brûlures de la souris à divers points de temps sur la base de l'analyse de l'intensité de la bioluminescence. La fraction de survie des bactéries à un point de temps donné = l'intensité de bioluminescence mesurée à ce point dans le temps / l'intensité de bioluminescence mesurée juste avant l' exposition 17 Abl.

5. L'euthanasie des souris

  1. Les paramètres de l'expérience sont les suivants: (a) la résolution de l'infection comme en témoigne la perte de bioluminescence tel que déterminé par imagerie; (B) apparition d'infections systématiques comme indiqué par la propagation de la bioluminescence à l'extérieur du brûlé sontune; (C) la perte de poids corporel ≥15% par rapport à des souris du même âge normaux, ou la douleur de la douleur et de détresse, comme indiqué par le manque de réactivité à la stimulation manuelle, l'immobilité, une incapacité à manger ou à boire. Au cours de l'étude, si nous rencontrons une situation où nous ne savons pas si une souris est complètement atteint l'état de moribond, comme indiqué par notre définition, et / ou nous ne savons pas si nous devons l'euthanasier, nous communiquerons avec un personnel vétérinaire CCM pour un plan d'action; (D) par ailleurs, les souris seront euthanasiés 30 jours après le début de l'étude.
  2. Relocaliser les souris dans des cages fermées spécifiquement pour l' euthanasie et l' euthanasie des souris en fournissant du dioxyde de carbone (CO 2) du gaz comprimé dans les cages.
    1. Ouvrir le réservoir de CO 2 ou d'un régulateur vanne pour initier l'écoulement de gaz. Vérifiez que le régulateur indique la bonne psi (livres par pouce carré) en fonction des instructions affichées par l'unité, et ajuster la regulator à la bonne psi au besoin, généralement pas supérieur à 5 livres par pouce carré.
    2. Remplir lentement. Le débit doit déplacer pas plus de 30% du volume chambre / cage par minute (pour un cage de la souris typique, ~ 2 L / min; pour une cage de rat, ~ 7,5 L / min).
    3. Attendre environ 3-5 min pour l'animal pour arrêter le déplacement ou la respiration; les yeux doivent être fixes et dilatées. Désactiver le réservoir de CO 2 ou de la vanne de régulation pour arrêter l'écoulement de CO 2.
    4. Assurez-vous que le cœur ne bat pas en sentant la poitrine entre le pouce et l'index. Assurez-vous qu'il n'y a pas réflexe de clignement en touchant le globe oculaire.
      1. S'il y a un rythme cardiaque ou réflexe clignement, répétez le processus d'euthanasie ou d'utiliser des ciseaux pour ouvrir la cavité thoracique pour créer un pneumothorax (l'animal doit être non sensible à un pincement de l'orteil avant d'effectuer cette procédure).

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Résultats

La souche de A. baumannii que nous avons utilisé est un isolat clinique MDR, tel que rapporté précédemment 12, 17. La souche bactérienne a été faite bioluminescente par la transfection de l' opéra luxCDABE 11. La figure 1A montre les images de luminescence bactérienne successives à partir d' une souris infectée représentant brûlent avec 5 x 10 6 A. baumanni...

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Discussion

Abl est un nouveau procédé pour traiter les infections. Depuis son mécanisme d'action est complètement différent de celui de la chimiothérapie, il est plus d'une physiothérapie. L'agent qui médie l'effet antimicrobien est l'irradiation de la lumière bleue (400-470 nm). Avec le développement de LED bleues, nous avons eu accès à une approche antimicrobienne à base de lumière simple et efficace pour les infections MDR.

Dans ce protocole, nous avons décrit le développement d&...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Remerciements

Ce travail a été soutenu en partie par le Center for Integration of Medicine and Innovative Technology (CIMIT) dans le cadre de l’accord de coopération sur l’activité d’acquisition de la recherche médicale de l’armée américaine (CIMIT n° 14-1894 à TD) et les National Institutes of Health (1R21AI109172 à TD). YW a été soutenu par une bourse de recherche étudiante de l’ASLMS (BS. S02.15). Nous sommes reconnaissants à Tayyaba Hasan, PhD au Wellman Center, pour son co-mentorat pour YW.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
IVIS  ;PerkinElmer Inc, Waltham, MAIVIS Lumina Series IIIImagerie préclinique in vivo Diode
électroluminescente LEDVieLight Inc, Toronto, Canada  ;415 nmSource lumineuse pour l’éclairage
Compteur de puissance/énergieThorlabs, Inc., Newton, NJPM100DDétecteur d’irradiance lumineuse
Souris  ;Charles River Laboratories, Wilmington, MABALB/c7-8 semaines d’âge, poids 17-19 g
Acinetobacter baumannii  ; Brooke Army Medical Center, Fort Sam Houston, TXIsolat cliniqueSouche luminescente modifiée
Seringues à insulineFisher Scientific14-826-79BD Lo-Dose U-100 Seringues à insuline injectable
Chlorure de sodiumFisher Scientific7210160,9 % Chlorure
de sodium Phosphate Saline, 1x solutionFisher ScientificBP24384  ;Un tampon phosphate standard utilisé dans de nombreuses procédures biomoléculaires
Perfusion cerveau-cœurFisher ScientificB11059Milieu de culture bactérienne
Falcon 15 mL Tubes de centrifugation coniquesFisher Scientific14-959-70CPour centrifugeuse à suspension bactérienne
Agitateurs orbitaux incubés de paillasse Laboratory SupplyNetwork, Inc, Atkinson, NH  ;Incu-Shaker MiniPour l’élevage de bactéries
Boucles d’inoculationFisher Scientific22-363-605  ;   ;Pour étaler l’inoclum bactérien sur la surface brûlée des souris
Fisher Scientific Redi-Tip Pointes de pipette, 1-200 & micro ; LFisher Scientific02-707-502Pointes de pipette
Thermo Scientific  ; Centrifugeuse Sorvall Legend X1Fisher Scientific75-004-220Pour la séparation par suspension bactérienne
Brass BlockSmall Parts, Inc., Miami, FL10 mm par 10 mm  ;Pour la création de brûlures chez la souris
Extreme Dragon PBI/Kevlar High-Heat GlovesSuperior Glove Works Ltd, Cheektowaga, NYPBI83514  ;Gants résistants à la chaleur
Plats GreinerSigma-Aldrich Co. LLCP5112-740EA35 mm & times ;
Plaque chauffante numérique CorningCole-Parmer Instrument Company, LLCUX-84301-6510 » x 10 », 220 VAC, pour l’eau bouillante  ;
Lit chirurgical chauffé à l’eauE-Z SystemsEZ-211Prévient la perte de chaleur et l’hypothermie pendant la chirurgie
Pommade vétérinaireS& K Pharma, GmbHKerato Biciron 5 %, Augensalbepommade ophtalmique pour prévenir la sécheresse oculaire
10 mm

Références

  1. Gibran, N. S. Summary of the 2012 ABA Burn Quality Consensus conference. J Burn Care Res. 34 (4), 361-385 (2013).
  2. Sommer, R., Joachim, I., Wagner, S., Titz, A. New approaches to control infections: anti-biofilm strategies against gram-negative bacteria. Chimia (Aarau). 67 (4), 286-290 (2013).
  3. Peleg, A. Y., Seifert, H., Paterson, D. L. Acinetobacter baumannii: emergence of a successful pathogen. Clin Microbiol Rev. 21 (3), 538-582 (2008).
  4. Uppu, D. S. Amide side chain amphiphilic polymers disrupt surface established bacterial bio-films and protect mice from chronic Acinetobacter baumannii infection. Biomaterials. 74, 131-143 (2016).
  5. Schaber, J. A. Pseudomonas aeruginosa forms biofilms in acute infection independent of cell-to-cell signaling. Infect Immun. 75 (8), 3715-3721 (2007).
  6. Hoiby, N., Bjarnsholt, T., Givskov, M., Molin, S., Ciofu, O. Antibiotic resistance of bacterial biofilms. Int J Antimicrob Agents. 35 (4), 322-332 (2010).
  7. Lebeaux, D., Ghigo, J. M., Beloin, C. Biofilm-related infections: bridging the gap between clinical management and fundamental aspects of recalcitrance toward antibiotics. Microbiol Mol Biol Rev. 78 (3), 510-543 (2014).
  8. Akers, K. S. Biofilms and persistent wound infections in United States military trauma patients: a case-control analysis. BMC Infect Dis. 14, 190(2014).
  9. Burmolle, M., et al. Biofilms in chronic infections - a matter of opportunity - monospecies biofilms in multispecies infections. FEMS Immunol Med Microbiol. 59 (3), 324-336 (2010).
  10. National strategy on combating antibiotic-resistant bacteria. , https://www.whitehouse.gov/sites/default/files/docs/carb_national_strategy.pdf (2014).
  11. Dai, T. Photodynamic therapy for Acinetobacter baumannii burn infections in mice. Antimicrob Agents Chemother. 53 (9), 3929-3934 (2009).
  12. Zhang, Y. Antimicrobial blue light therapy for multidrug-resistant Acinetobacter baumannii infection in a mouse burn model: implications for prophylaxis and treatment of combat-related wound infections. J Infect Dis. 209 (12), 1963-1971 (2014).
  13. Dai, T., et al. Ultraviolet C light for Acinetobacter baumannii wound infections in mice: potential use for battlefield wound decontamination? J Trauma Acute Care Surg. 73 (3), 661-667 (2012).
  14. Dai, T. Blue light for infectious diseases: Propionibacterium acnes, Helicobacter pylori, and beyond? Drug Resist Updat. 15 (4), 223-236 (2012).
  15. Yin, R. Light based anti-infectives: ultraviolet C irradiation, photodynamic therapy, blue light, and beyond. Curr Opin Pharmacol. 13 (5), 731-762 (2013).
  16. Haisma, E. M. Inflammatory and antimicrobial responses to methicillin-resistant Staphylococcus aureus in an in vitro wound infection model. PLoS One. 8 (12), e82800(2013).
  17. Wang, Y. Antimicrobial Blue Light Inactivation of Gram-Negative Pathogens in Biofilms: In Vitro and In Vivo Studies. J Infect Dis. 213 (9), 1380-1387 (2016).
  18. Chen, D., Shen, Y., Huang, Z., Li, B., Xie, S. Light-Emitting Diode-Based Illumination System for In Vitro Photodynamic Therapy. Int J Photoenergy. 2012 (2), (2012).
  19. Demidova, T. N., Gad, F., Zahra, T., Francis, K. P., Hamblin, M. R. Monitoring photodynamic therapy of localized infections by bioluminescence imaging of genetically engineered bacteria. J Photochem Photobiol B. 81 (1), 15-25 (2005).
  20. Hamblin, M. R., Zahra, T., Contag, C. H., McManus, A. T., Hasan, T. Optical monitoring and treatment of potentially lethal wound infections in vivo. J Infect Dis. 187 (11), 1717-1725 (2003).
  21. Rowan, M. P. Burn wound healing and treatment: review and advancements. Critical Care. 19, 243(2015).
  22. Marx, D. E., Barillo, D. J. Silver in medicine: The basic science. Burns. 40 (Supplement 1), S9-S18 (2014).
  23. Heyneman, A., Hoeksema, H., Vandekerckhove, D., Pirayesh, A., Monstrey, S. The role of silver sulphadiazine in the conservative treatment of partial thickness burn wounds: A systematic review. Burns. 42 (7), 1377-1386 (2016).
  24. Roberts, J. A. Individualised antibiotic dosing for patients who are critically ill: challenges and potential solutions. Lancet Infect Dis. 14 (6), 498-509 (2014).
  25. Dai, T. Blue light eliminates community-acquired methicillin-resistant Staphylococcus aureus in infected mouse skin abrasions. Photomed Laser Surg. 31 (11), 531-538 (2013).
  26. Uppu, D. S. Amide side chain amphiphilic polymers disrupt surface established bacterial bio-films and protect mice from chronic Acinetobacter baumannii infection. Biomaterials. 74, 131-143 (2016).
  27. Donlan, R. M., Costerton, J. W. Biofilms: survival mechanisms of clinically relevant microorganisms. Clin Microbiol Rev. 15 (2), 167-193 (2002).
  28. Olsen, I. Biofilm-specific antibiotic tolerance and resistance. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. , (2015).
  29. Song, H. H. Phototoxic effect of blue light on the planktonic and biofilm state of anaerobic periodontal pathogens. J Periodontal Implant Sci. 43 (2), 72-78 (2013).
  30. Rosa, L. P., da Silva, F. C., Viana, M. S., Meira, G. A. In vitro effectiveness of 455-nm blue LED to reduce the load of Staphylococcus aureus and Candida albicans biofilms in compact bone tissue. Lasers Med Sci. 31 (1), 27-32 (2015).
  31. Guffey, J. S., Wilborn, J. In vitro bactericidal effects of 405-nm and 470-nm blue light. Photomed Laser Surg. 24 (6), 684-688 (2006).
  32. Enwemeka, C. S., Williams, D., Enwemeka, S. K., Hollosi, S., Yens, D. Blue 470-nm light kills methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in vitro. Photomed Laser Surg. 27 (2), 221-226 (2009).
  33. Bumah, V. V., Masson-Meyers, D. S., Cashin, S. E., Enwemeka, C. S. Wavelength and bacterial density influence the bactericidal effect of blue light on methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA). Photomed Laser Surg. 31 (11), 547-553 (2013).
  34. Maclean, M., MacGregor, S. J., Anderson, J. G., Woolsey, G. Inactivation of bacterial pathogens following exposure to light from a 405-nanometer light-emitting diode array. Appl Environ Microbiol. 75 (7), 1932-1937 (2009).
  35. Kim, M. Optical lens-microneedle array for percutaneous light delivery. Biomedical Optics Express. 7 (1o), 4220-4227 (2016).

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