Protocole pour microplastiques échantillonnage sur la surface de la mer et analyse des échantillons

Summary

Le protocole suivant décrit la méthode de: échantillonnage microplastiques sur la surface de la mer, la séparation de l'identification microplastique et chimique des particules. Ce protocole est en ligne avec les recommandations pour microplastiques surveillance publiés par le groupe technique MSFD sur les déchets marins.

Abstract

La pollution par les microplastiques dans l’environnement marin est un sujet scientifique qui a fait l’objet d’une attention croissante au cours de la dernière décennie. La majorité des publications scientifiques portent sur la pollution microplastique de la surface de la mer. Le protocole ci-dessous décrit la méthodologie d’échantillonnage, de préparation des échantillons, de séparation et d’identification chimique des particules de microplastiques. Un filet manta fixé sur un « cadre A » fixé sur le côté du récipient a été utilisé pour l’échantillonnage. Les particules de microplastiques capturées dans l’extrémité de la morue du filet ont été séparées des échantillons par identification visuelle et à l’aide de stéréomicroscopes. La taille des particules a été analysée à l’aide d’un programme d’analyse d’images et la structure chimique à l’aide de la spectroscopie ATR-FTIR et micro FTIR. Le protocole décrit est conforme aux recommandations pour la surveillance des microplastiques publiées par le sous-groupe technique sur les déchets marins de la directive-cadre stratégique pour le milieu marin (DCSMM). Ce protocole écrit avec guide vidéo soutiendra le travail des chercheurs qui s’occupent de la surveillance des microplastiques dans le monde entier.

Introduction

La pollution par les microplastiques dans la mer représente une préoccupation croissante pour la société contemporaine, en raison de l’augmentation constante de la production de plastique et de son élimination et de son accumulation ultérieures dans l’environnement marin¹. Même si les macrodéchets plastiques ne pénètrent plus dans les mers, la pollution par les microplastiques continuera de croître en raison de la fragmentation des déchets plastiques déjà existants dans la mer². La majorité des études sur la pollution par les microplastiques ont été menées dans des écosystèmes marins et d’eau douce et ont principalement porté sur la pollution de la surface de la mer³.

Le terme microplastique désigne les particules de plastique de taille⁴ inférieures à 5 mm. Ce terme décrit un mélange hétérogène de particules, qui peuvent différer en taille (de quelques microns à plusieurs millimètres), en couleur et en forme (de formes très différentes de fragments à de longues fibres). Les particules de microplastiques peuvent être d’origine primaire ou secondaire⁵. Les microplastiques d’origine primaire sont fabriqués sous forme de petites particules utilisées dans l’industrie cosmétique (boulochage, crème, etc.) ou dans l’industrie chimique comme précurseur d’autres produits en plastique (par exemple, les granulés de plastique utilisés dans l’industrie plastique). Les microplastiques d’origine secondaire se forment par la dégradation de morceaux de plastique plus gros dans l’environnement en raison de processus physiques et chimiques, induits par la lumière, la chaleur, l’oxygène, l’eau et les organismes⁶. En 2015, quatre types de sources de microplastiques ont été définis : les déchets plastiques plus volumineux, les produits de nettoyage, les médicaments et les textiles⁶. On suppose que la principale source (80 %) de déchets plastiques volumineux est d’origine terrestre⁷. Les microplastiques provenant des produits cosmétiques, des médicaments et des textiles pénètrent dans les écosystèmes aquatiques par les eaux usées et les eaux pluviales⁶. Les particules de microplastiques que l’on trouve le plus souvent dans les écosystèmes aquatiques sont des fragments de déchets plastiques plus gros et de fibres textiles⁸.

Les microplastiques ont plusieurs effets négatifs sur l’environnement. Leur petite taille leur permet d’entrer dans le réseau trophique par ingestion d’organismes marins^{9, 10}. Les particules ingérées peuvent causer des dommages physiques ou bloquer le système digestif des animaux¹¹. Les particules peuvent également être porteuses de polluants organiques persistants (POP). Leur surface hydrophobe et leur rapport favorable entre une grande surface et un petit volume permettent aux POP de s’adsorber sur les microplastiques¹². Dans l’environnement ou le système digestif des animaux qui les ingèrent, les POP et autres additifs plastiques peuvent être lessivés à partir de particules microplastiques¹³.

Des études antérieures ont signalé la présence omniprésente de microplastiques dans l’environnement marin³, de la colonne d’eau aux sédiments de fond. La menace de la pollution par les microplastiques a déjà été identifiée par la directive-cadre « stratégie pour le milieu marin » dans l’UE et, par conséquent, une surveillance obligatoire des microplastiques a été conseillée¹⁴. En conséquence, le sous-groupe technique de l’UE sur les déchets marins (TSG-ML) a élaboré des recommandations pour la surveillance des microplastiques dans les mers européennes¹⁵. C’est pourquoi les lignes directrices vidéo pour l’échantillonnage des microplastiques sont d’une grande importance, car elles permettent une surveillance comparative et un processus de gestion cohérent dans le monde entier.

Ce protocole a été développé dans le cadre du projet DeFishGear pour la première surveillance de la pollution par les microplastiques dans la mer Adriatique. Les recommandations du document « Orientations pour la surveillance des déchets marins dans les mers européennes » du TSG-ML¹⁵ ont été prises en compte. Ce protocole décrit la méthodologie d’échantillonnage des microplastiques à la surface de la mer, de séparation des microplastiques des échantillons et d’analyse chimique des particules de microplastiques afin de confirmer que les particules proviennent de matières plastiques et d’identifier le type de plastique. L’échantillonnage a été effectué à l’aide d’un filet manta, qui est l’équipement le plus approprié pour l’échantillonnage en eaux calmes¹⁶. La séparation des microplastiques des échantillons a été effectuée par identification visuelle à l’aide d’un stéréomicroscope. Les particules isolées ont ensuite été identifiées chimiquement à l’aide de la spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (FTIR) et de la spectroscopie micro FTIR.

Protocol

1. L'échantillonnage de microplastiques sur la surface de la mer

1. Déployer le net manta du côté de la cuve au moyen d'un tangon de spinnaker ou »Un cadre« en utilisant des lignes et des mousquetons.
2. Déployer le net manta hors de la zone de sillage (env. 3 - 4 m de distance du bateau) afin d'empêcher la collecte d'eau affectés par les turbulences dans la zone de sillage.
3. Notez les coordonnées GPS initiales et le temps initial de la feuille de données.
4. Commencer à se déplacer dans une direction rectiligne avec une vitesse d'env. 2 - 3 noeuds pendant 30 min et à commencer la mesure du temps.
5. Après 30 min arrêter le bateau et notez les coordonnées finales GPS, la longueur de la route (la façon la plus correcte consiste à calculer la longueur de coordonnées GPS) et la vitesse du bateau en moyenne dans la feuille de données fournies et soulever le filet manta sur l'eau.
6. Rincer le filet manta bien de l'extérieur du filet d'eau de mer en utilisant une pompe submersible ou l'eau des wa bateauRéservoir ter. Rincer dans la direction de la bouche manta à la fin de la morue afin de concentrer toutes les particules ont adhéré au filet dans la fin de la morue.
   Note: Ne jamais rincer l'échantillon à travers l'ouverture du filet afin d'éviter la contamination.
7. retirer en toute sécurité la fin de la morue et tamiser l'échantillon dans la morue fin par un 300 um taille de tamis à mailles ou moins.
8. Rincer la fin de la morue à fond de l'extérieur et versez le reste de l'échantillon à travers le tamis. Répétez cette étape jusqu'à ce qu'il n'y a plus de particules à l'intérieur de l'extrémité de la morue.
9. Concentrer tous les matériaux sur le tamis dans une partie du tamis.
10. Avec l'utilisation d'un entonnoir, rincer le tamis dans un bocal en verre ou une bouteille en plastique en utilisant 70% d'éthanol.
11. Fermez la bouteille, l'essuyer avec des serviettes en papier et étiqueter le couvercle et à l'extérieur du pot avec le nom de l'échantillon et la date avec le marqueur imperméable à l'eau (vous devez également mettre une seconde étiquette écrite avec un crayon sur papier vélin dans un bocal pour éviter la perte possible dele nom en raison de l'étiquette effacée sur le pot de l'échantillon). Transfert bouteille en plastique marqué dans la boîte froide.
    Note aux conditions générales d'échantillonnage: La vitesse du vent ne doit pas être plus de 2 Beaufort, puisque les vagues sont trop élevés et le filet est pas stable sur la surface de la mer. Il est important de maintenir une trajectoire linéaire constante à une vitesse constante pendant les chaluts. La moitié de l'ouverture nette manta doit être immergé pendant l'échantillonnage. Durée de l'échantillonnage devrait être de 30 min (dans les cas où il y a une grande quantité de matériau naturel, par exemple de plancton, la durée de l'échantillonnage peut être plus courte). Évitez d'utiliser des outils et des contenants en plastique. Évitez les vêtements synthétiques (par exemple de laine), des cordes et le contact du filet avec manta navire pour prévenir la contamination de l'échantillon. Soyez très prudent de ne pas endommager le filet manta ou la coque du bateau tout en déployant et en capturant le net.

2. Séparation des microplastiques à partir des échantillons de surface de la mer

1. Si l'échantillon ne contient pas deles articles de plus de 25 mm et semble être propre, continuer directement à l'étape 3.
2. Verser l'échantillon à travers la (taille ≤300 um mesh) et enlever tous les objets naturels ou artificiels litière d'une taille> 5 mm (macro et mezzo litière) de l'échantillon, en utilisant l'identification visuelle et des pinces. Veillez à rincer chaque objet enlevé soigneusement avec de l'eau distillée afin d'éliminer toute litière microplastique adhéré. Rangez tous les objets naturels et artificiels litière dans des récipients séparés. Séchez tous les objets naturels et artificiels litière dans un dessiccateur (ou à l'air libre, mais dans un plat fermé) et les peser. Identifier tous les objets de la litière> 25 mm (macro litière) en fonction de la liste principale des catégories de litière Articles ^16.
3. Après avoir enlevé tous les objets plus grands, concentrer tous les morceaux restants dans une partie du tamis à l'aide de bouteilles de gicler ou de l'eau du robinet. Verser l'échantillon dans un récipient en verre en utilisant une quantité minimale d'éthanol à 70% à l'aide d'un funnel.
   Nota: Dans cette étape, l'utilisation de l'éthanol à 70% est essentiel pour conserver l'échantillon. Aussi à l'étape de l'inspection visuelle de l'échantillon, l'éthanol contribue à décolorer les organismes et les plastiques colorés devient donc plus facile à trouver.
4. Prenez une petite quantité de l'échantillon (sous-échantillon) et versez-le dans une boîte de Pétri en verre. Analyser l'échantillon avec l'utilisation d'un stéréomicroscope (20 - 80x zoom) et la recherche de particules microplastiques.
5. Chaque particule microplastique devrait être classé dans l'une des catégories énumérées dans le tableau 1 et mis dans une boîte de Pétri ou d'autres flacons en verre, portant un nom de catégorie. La boîte de Pétri doit être fermé à tout moment.
   Remarque: Lors de la séparation microplastiques de votre échantillon soit conservateur et sélectionnez plutôt plus que moins de particules pour l'analyse. La structure chimique réelle des particules sera toujours déterminée plus tard. Assurez-vous d'analyser des objets plus grands de tous les côtés comme microplastiques peuvent être bloqués et donc cachés sous les gros articles.Il peut également être utile pour déplacer des objets déjà analysés sur un côté de la boîte de Pétri.
6. Mettez la boîte de Pétri sous le microscope avec un équipement de mesure (règle oculaire calibré par le logiciel de micromètre ou d'analyse d'image) et mesurer la taille de chaque particule (mesure la plus longue diagonale), à ​​l'exception des filaments, et notez sa couleur. Chaque sous-échantillon devrait être examiné par une autre personne. Faire attention à rincer le récipient en verre contenant l'échantillon de telle sorte que toutes les particules qui adhèrent aux parois en verre sont lavées dans la boîte de Petri.
7. Peser les particules microplastiques de chaque catégorie séparément par l'utilisation de l'échelle analytique. particules microplastiques doivent être séchées avant la pesée. La boîte de Pétri fermée peut être mis dans un dessiccateur ou les échantillons peuvent être laissés à sécher dans un plat fermé jusqu'à particules sont devenues sèches (le poids de boîte de Pétri fermée avec des particules est constante).
8. Identifier les micro litière. Lors de l'analyse d'un échantillon à la recherche de microplastiques, s'il vous plaît considérer quecertaines particules seront facilement visibles (couleur, forme, taille), tandis que d'autres peuvent être plus difficile à trouver. Voici quelques caractéristiques qui permettent d'identifier des particules microplastiques dans l'échantillon: Par exemple, pas de structure cellulaire,,, bords irréguliers tranchants tordus, épaisseur uniforme, des couleurs distinctives (bleu, vert, jaune, etc.).

3. Identification chimique de microplastiques

1. La spectroscopie FTIR-ATR
   1. Avant l'analyse nettoyer le système de détection avec de l'alcool et un chiffon non pelucheux.
   2. Enregistrer un spectre de fond. Placer l'échantillon sur le porte-échantillon et collecter les spectres. Identifier les spectres FTIR Atr- obtenus à l'aide d'une comparaison automatisée du spectre obtenu avec des spectres d'une base de données.
2. La spectroscopie FTIR-ATR micro
   1. Avant l'analyse nettoyer le système de détection avec de l'alcool et un chiffon non pelucheux.
   2. Placer l'échantillon sur un filtre en verre. Remarque: D'autres filtres peuvent nous êtreed mais leur nature polymère peuvent interférer avec la caractérisation.
   3. Placez le filtre avec l'échantillon sur la table de balayage automatique et utilisez le joystick pour localiser l'échantillon.
   4. Enregistrer une image optique et marquer une zone (par exemple 20 de 20 um) où l'échantillon sera caractérisé.
   5. Enregistrer un spectre de fond.
   6. Placer l'échantillon sur le porte-échantillon et collecter les spectres à l'emplacement prédéfini.
   7. Identifier les spectres FTIR-ATR micro obtenu à l'aide d'une comparaison automatisée du spectre obtenu avec des spectres d'une base de données.

Results

Le premier résultat du protocole décrit sont des particules microplastiques classées en six catégories en fonction de leurs caractéristiques visuelles (tableau 1). La première catégorie, et habituellement le plus abondant, sont des fragments (figure 1). Ils sont rigides, d'épaisseur, avec des bords tranchants tordus et une forme irrégulière. Ils peuvent être dans une variété de couleurs différentes. La deuxième catégorie sont des films (figure 2). Ils apparaissent également dans des formes irrégulières, mais en comparaison avec des fragments, ils sont minces et flexibles et généralement transparent. La troisième catégorie sont des pastilles (figure 3), provenant généralement de l'industrie des plastiques. Ils sont irréguliers, des formes rondes, et normalement plus grand en taille, autour de 5 mm de diamètre. Ils sont généralement à plat sur un côté et peuvent être de différentes couleurs. La quatrième catégorie sont granulés (figure 4). En comparaison avec des pastilles, ils ont une forme ronde régulière et généralement d'une taille plus petite, d'environ 1 mm de diamètre. Ils apparaissent dans des couleurs naturelles(Blanc, beige, marron). La cinquième catégorie sont filaments (figure 5). Ils sont, à côté de fragments, le type de particules microplastiques le plus abondant. Ils peuvent être courtes ou longues, avec différentes épaisseurs et couleurs. La dernière catégorie sont les mousses (figure 6). Ils viennent le plus souvent de grosses particules de styromousse. Ils sont une forme irrégulière doux et blanc à jaune.

Le résultat principal de microplastiques échantillonnage et l'analyse de l'échantillon est le nombre de particules microplastiques par échantillon. Ces données peuvent encore être normalisées par km ^2. La formule utilisée pour la normalisation est la suivante:

particules microplastiques par zone échantillon / prélèvement,

où la zone d'échantillonnage est calculé en multipliant la distance d'échantillonnage par la largeur de l'ouverture du filet mante (tableaux 2, 3; figure 7). En outre, les particules peuvent être analysées avec imun logiciel d'analyse d'âge. Les résultats comprennent la longueur maximale et la surface de chaque particule (tableau 4). Figure 8a montrent des particules avant l'analyse de l'image et la figure 8b est après l'analyse d'image, où chaque particule est mesurée et numérotée. Enfin, une analyse chimique du nombre total le plus élevé possible ou de particules par échantillon est recommandée. En utilisant la spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier un spectre de la particule choisie est acquise, tel que représenté sur la figure 9. Ce spectre est ensuite comparé avec les spectres de la bibliothèque de logiciels (figure 10). Le résultat final montre si une particule donnée est une matière plastique ou non, et indique le type de matière plastique de la structure chimique.

1	débris
2	Films
3	Pellets
4	Granules
5	filaments
6	Mousse s

Tableau 1: Catégories de particules microplastiques.

Figure 1: Exemple de particules de catégorie: Fragments. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 2: Exemple de particules de la catégorie: Films. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Figure 3: Exemple de particules de la catégorie: Pellets. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 4: Exemple de particules de la catégorie: Granules. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 5: Exemple de particules de la catégorie: Filaments. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 6: Exemple de particules de la catégorie: Mousses. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Échantillonnage Distance [km]	2
largeur Manta [km]	0,0006
Zone d'échantillonnage [km 2]	0,0012

Tableau 2: Exemple de données de l' enquête, utilisées pour le calcul de particules microplastiques par km ^2.

	Non	Non / km 2
débris	301	250833
films	45	37500
pellets	15	12500
granulés	8	6667
mousses	33	27500
filaments	223	185833

Tableau 3: Exemple de résultats de l' enquête, où les données classées en 6 groupes sont comptés et normalisés par km ² (Non - nombre de particules).

Figure 7: Exemple de résultats représentatifs après la catégorisation visuelle de particles (Non - nombre de particules). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Index Région	Zone [mm²]	Longueur maximale [mm]
1	8.010	5.506
2	10,517	5.628
3	12.185	5.429
4	3,367	3,367
5	2.475	2.155
6	1.809	2.943
7	6.604	5.238
8	5.779	4.037
9	4.472	3.791
dix	16,907	5.355
11	7.246	3.733
12	7.867	4.622
13	6.411	5.056
14	3.281	3.070
15	12,937	5.554
16	6.709	3.716

Tableau 4: Exemple de résultats d'analyse d'images où la superficie [mm ^2] et la longueur maximale [mm] de chaque particule sont mesurées.

Figure 8: Exemple de l' image acquise a) avant et b) après l' analyse d'images de particules avec un logiciel d'analyse d'image.ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55161/55161fig8large.jpg "target =" _ blank "> S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 9: Exemple de spectres mesurés sur une particule sélectionnée avec des pics marqués et leurs longueurs d' onde [cm ^-1]. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 10: Exemple de comparaison des spectres acquis à partir de particules sélectionné pour meilleur match de la bibliothèque des spectres ATR-FTIR. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Discussion

Microplastiques échantillonnage sur la surface de la mer au filet manta est une méthode largement utilisée pour l'échantillonnage des microplastiques sur la surface de la mer, mais à ce jour il n'y a pas eu de méthodologie unifiée. Un grand volume d'eau peut être filtrée à travers le filet manta, donc la possibilité de piéger un nombre pertinent de microplastiques est élevé et les résultats sont perçus comme fiables. La comparabilité des résultats entre les différents échantillons est assurée par la normalisation. Dans notre cas, les concentrations étaient liées à la zone échantillonnée en multipliant la distance au chalut par la largeur horizontale de l'ouverture nette. Une autre option est d'utiliser un débitmètre, fixé à l'ouverture nette. L'utilisation d'un débitmètre est possible puisque le filet mante avec ses ailes latérales est très stable sur la surface de la mer, et donc sauter sur les vagues est minime. Un débitmètre enregistre le volume d'eau filtrée et permet la normalisation des résultats par le volume d'eau ainsi prélevé ^16.

Les filets manta les plus fréquemment utilisés ont environ 300 um de taille de maille et sont de 3 à 4,5 m de long. Ces dimensions ont été optimisées afin d'éviter le colmatage du filet et de permettre l'échantillonnage d'un volume d'eau aussi grande que possible. Vitesse de chalutage est recommandé d'être entre 2 - 3 nœuds, mais il dépend de la hauteur des vagues, la vitesse du vent et des courants marins. Il est très important que le filet manta est sous surveillance tout le temps lors de l'échantillonnage et si elle commence sauts, la vitesse de chalutage doit être réduite. Le temps de chalutage est recommandé d'être environ 30 min, mais dépend des concentrations de seston. Il peut arriver que seston obstrue parfois le filet manta. Dans ce cas, le chalutage doit être arrêté immédiatement, sinon les particules microplastiques peut être perdu et le filet peut être endommagé. filet mante est le plus souvent fixé sur le côté du navire. Ceci est également l'option la plus appropriée, tandis que le filet manta est sûrement hors de la zone de sillage. Dans certaines enquêtes net manta a été fixé à la poupe du navire^{17, 18,} mais dans ce cas , vous devez être sûr que le filet est hors de la zone de sillage. La distance sur laquelle le chalut est réglé pour l' échantillonnage, doit être déterminé individuellement, étant donné que la zone des turbulences causées par le récipient varie de la taille du navire et de la vitesse du bateau ^{19, 20.}

La séparation des particules microplastiques des échantillons de surface de la mer est le plus souvent effectué simplement en identification visuelle ^21. Particules supérieures à 1 mm peuvent être facilement identifiés à l'oeil nu, tandis que les particules plus petites que 1 mm nécessitent l'utilisation d'un stéréomicroscope. Pour réduire le risque de confondre les particules non-plastique avec ceux en plastique, en utilisant la lumière de polarisation sur stéréomicroscopes est recommandé. La possibilité d'une mauvaise identification des particules de plastique devient plus élevé avec des particules plus petites. Ainsi , les particules> 0,5 mm ne peut être identifié visuellement ^21, par l'utilisation du stéréomicroscope. Pour des particules inférieures à 0,5 mm,une méthode supplémentaire, plus précise est nécessaire , par exemple micro spectroscopie ATR-FTIR ^21.

Pendant le processus de séparation microplastiques de l'échantillon, la possibilité de contamination de l'échantillon avec les filaments dans l'air est très élevé. Pour cette raison, le contrôle des boîtes de Pétri gauche ouvert sur la table de travail est fortement recommandé pour l'identification des particules en suspension de contaminants potentiels. A savoir, la qualité des données dépend fortement de: 1) la précision de la personne travaillant avec l'échantillon, 2) la qualité et l' agrandissement de la loupe binoculaire, et 3) la quantité de matière organique dans l'échantillon ^16. Après l' identification visuelle , il est fortement recommandé d'analyser les particules triées avec l' une des techniques disponibles pour l' identification chimique de la matière ^8.

Il existe plusieurs méthodes pour l'identification de polymère, parmi lesquelles la spectroscopie FTIR et la spectroscopie Raman sont les plus frétly utilisé ^22. spectroscopie FTIR et Raman sont des techniques complémentaires et leur exactitude est similaire. Dans notre protocole, le FTIR et la spectroscopie micro FTIR avec "réflectance totale atténuée" (ATR) sont présentés. Ils sont simples à utiliser et permettent des résultats rapides et précis. Les polymères plastiques possèdent infrarouge (IR) hautement spécifique avec des modèles de bande distincts, rendant ainsi la spectroscopie IR d' une technique optimale pour l'identification des microplastiques ^21. L'énergie du rayonnement infrarouge excite une vibration moléculaire spécifique lors de l' interaction avec un échantillon, ce qui permet la mesure des spectres IR caractéristique ^22. La spectroscopie FTIR peut également fournir des informations supplémentaires sur les particules, telles que l' intensité de l' oxydation ²³ et le niveau de dégradation ^24. Alors que l'ATR-FTIR est approprié pour l'identification chimique des particules plus grosses (> 0,5 mm), la spectroscopie FTIR-ATR micro-ordinateur peut fournir des informations sur la structure chimique des particules & #60: 0,5 mm, car elle combine la fonction d'un microscope et d'un spectromètre infrarouge.

Avant d' utiliser IRTF et par spectroscopie FTIR micro particules microplastiques doivent être préalablement séché, étant donné que l' eau absorbe fortement le rayonnement infrarouge ^22, et purifié, dans le cas où ils sont couverts par les biofilms et / ou d' autres adhérents organiques et inorganiques, qui peuvent influencer les spectres IR. La façon la plus non-invasive pour purifier des échantillons est par agitation et un rinçage à l' eau douce ^25. Si cela ne suffit pas, alors l'utilisation de 30% de peroxyde d'hydrogène est recommandé. Toutes les autres méthodes peuvent avoir des effets négatifs sur les particules microplastiques (par exemple, le nettoyage par ultrasons peut encore briser des particules, des solutions acides ou alcalines fortes peuvent endommager plusieurs polymères plastiques, etc.) et, par conséquent leur utilisation est déconseillée. Plus prometteuse est l'utilisation d'une digestion enzymatique séquentielle comme une étape de purification amicale plastique. Purification des enzymes différentes techniques (par exemple, la lipase, unemylase, protéinase, chitinase, cellulase, protéinase-K) a été appliquée avec succès à la réduction d' une matrice biologique du plancton et donc avérée être une technique précieuse pour réduire au minimum les artefacts de la matrice pendant FTIR spectroscopy mesures ^22.

Séparation des microplastiques par identification visuelle et l'identification chimique des particules sélectionnées sont deux processus extrêmement fastidieux. Ce travail doit être fait par une personne précise et patient qui a une expérience avec stéréomicroscopes, non seulement en reconnaissant les particules de plastique, mais aussi dans la reconnaissance de la matière biologique. Même une personne expérimentée ne peut pas discriminer toutes les particules de microplastiques potentiels sans ambiguïté de chitine ou diatomées fragments ^22. Par conséquent, le taux de tri visuel d'erreur se situe entre 20% ²⁶ à 70% et ²¹ augmente avec la diminution de la taille des particules.

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Dans ce protocole, aucun équipement ou réactif spécifique n’a été utilisé.