Champ local Fluorescence Microscopy: Imagerie signaux cellulaires dans les coeurs intacts

Résumé

Dans le cœur, les événements moléculaires coordonnent la fonction électrique et contractile de l'organe. Un ensemble de techniques de microscopie de fluorescence de champ locales présentées ici permet l'enregistrement des variables cellulaires dans les cœurs intacts. mécanismes définissant la fonction cardiaque Identifier est essentiel dans la compréhension comment le cœur fonctionne dans des situations pathologiques.

Résumé

Dans le cœur, les études de signalisation moléculaire sont généralement effectuées dans des myocytes isolés. Cependant, de nombreuses situations pathologiques telles que l'ischémie et de l'arythmie ne peuvent être pleinement compris au niveau de l'organe entier. Ici, nous présentons la technique spectroscopique de microscopie par fluorescence de champ local (LFFM) qui permet la mesure de signaux cellulaires dans le coeur intact. La technique est basée sur une combinaison d'un coeur perfusé de Langendorff et des fibres optiques pour enregistrer les signaux fluorescents. LFFM a diverses applications dans le domaine de la physiologie cardiovasculaire pour étudier le cœur dans des conditions normales et pathologiques. les variables cardiaques multiples peuvent être surveillés à l'aide de différents indicateurs fluorescents. Ceux - ci comprennent cytosolique [Ca ^2+], le réticulum sarcoplasmique intra-[Ca2 ^+] et du potentiel de membrane. Les sondes fluorescentes exogènes sont excités et la fluorescence émise détectés avec trois arrangements différents de la technique LFFM épifluorescences présenté dans cet article. Les différences entre ces centrales techniques sont le type de source de lumière utilisée pour l'excitation et sur la façon dont la lumière d'excitation est modulée. Le LFFM pulsée (PLFFM) utilise des impulsions de lumière laser en onde continue LFFM (CLFFM) utilise la lumière laser continu pour l'excitation. Enfin, on a utilisé comme troisième source de lumière des diodes électroluminescentes (DEL). Cet arrangement non cohérent est appelé pulsée microscopie à fluorescence LED (PLEDFM).

Introduction

Le cœur est l'organe central du système cardio-vasculaire. La contraction du coeur est déclenchée par une augmentation intracellulaire [Ca2 ^+]. La relation entre l' excitabilité électrique et les changements dans le ^{Ca2 +} intracellulaire de presse a été historiquement étudié dans les cellules dissociées enzymatiquement ^{1, 2.} Cependant, les cellules cardiaques sont électriquement, métaboliquement et mécaniquement couplés ^{3, 4.} Lorsqu'elle est isolée, les myocytes sont non seulement physiquement découplés, mais myocytes de différentes couches sont mélangés lors de la dissociation ^5. En outre, malgré les énormes avantages qui ont émergé de l'étude des cellules isolées dans des conditions de serrage de tension, ^{6, 7, 8} la nature intrinsèque du cœur comme un syncytium alwa électriqueys pose la question de savoir comment fonctionnellement différentes sont dissociées de celles des cellules présentes dans le tissu ^3.

Dans ce manuscrit, nous décrivons les progrès obtenus dans la connaissance de la physiologie cardiaque par l'utilisation de la microscopie à fluorescence de champ local (LFFM) techniques dans le coeur intact. LFFM utilise des indicateurs fluorescents pour mesurer plusieurs variables physiologiques tels que cytosolique Ca ^2+, intra réticulum sarcoplasmique (SR) Ca ²⁺ et le potentiel de membrane. Ces mesures peuvent être obtenues simultanément et conjointement avec la pression ventriculaire ^{9, 10,} électrocardiogrammes ^9, potentiels d'action électriques (AP), les enregistrements actuels ioniques et flash photolyse de composés en cage ^{4, 11.} En outre, ces mesures peuvent être obtenues par la stimulation du coeur intact à des fréquences plus élevées à proximitér aux taux physiologiques. Bien que plusieurs articles ^{9, 11, 12, 13, 14} ont été publiés par notre groupe en utilisant des techniques de LFFM, la présomption de complexités techniques liées à cette technique a empêché son utilisation massive dans l' étude ex vivo des phénomènes physiologiques dans le cœur et d' autres organes.

La technique de LFFM (figure 1) est basée sur des mesures de épifluorescence obtenues à l' aide d' une fibre optique multimode en contact avec le tissu. Comme toute technique d'imagerie par fluorescence de contact, la résolution optique est fonction du diamètre et de l'ouverture numérique (NA) de la fibre. Un diamètre supérieur et inférieur NA de la fibre augmente la résolution spatiale des mesures. AN et des diamètres de fibres peuvent varier 0,22 à 0,66 et de 50 um à 1 mm. Dansplisser le NA permettra d'améliorer le rapport signal sur bruit (S / N) en acceptant des photons arrivant d'un angle solide plus grande. Afin d'agir en tant que dispositif de épifluorescence, le faisceau lumineux est focalisé dans la fibre optique avec une lentille asphérique ou un objectif de épifluorescence où le NA de la lentille et le match de la fibre. Cette mise en correspondance de maximiser le transfert d'énergie d'excitation et de collecte de retour des photons émis par le fluorophore.

Pour exciter les indicateurs fluorescents exogènes chargés dans le tissu, les différentes sources lumineuses et de modes d'éclairage peuvent être utilisés. Nos études pionnières en utilisant le champ pulsé locale de microscopie par fluorescence ^{3, 12} (PLFFM) ont utilisé un laser à faible coût picoseconde (figure 1a, PLFFM). Ce type de source de lumière a l'énorme avantage d'exciter une grande fraction des molécules fluorophores sous la zone d'éclairage sans blanchiment sensiblement le colorant dueà l'impulsion courte durées ^12. En outre, l'utilisation d'impulsions ultracourtes a permis l'évaluation de la durée de vie de fluorescence du colorant ^12. La durée de vie de fluorescence est une propriété qui peut être utilisée pour quantifier la fraction des molécules de colorant liées au Ca ^2+. Malheureusement, le sautillement temporelle des impulsions et des variations d'amplitude de l'impulsion à impulsion limiter l'application de cette stratégie expérimentale pour les cas où le changement de fluorescence produite par la liaison au colorant ligand est grande.

Vague (CW) lasers continus sont généralement utilisés comme la principale source d'éclairage dans LFFM (figure 1b, CLFFM). Le faisceau laser peut illuminer le tissu en continu ou peut être modulé ferroélectrique. La modulation du faisceau ferroélectrique permet la génération d'impulsions d'une microseconde de lumière. Cette modulation peut être commandée par le matériel externe. Cette procédure réduit non seulement considérablement til jittering temporel des impulsions lumineuses, mais permet également le mélange des faisceaux de longueurs d'onde différentes. Le mélange des faisceaux est réalisée par multiplexage de différents rayons lasers. En conséquence, plusieurs colorants ayant des propriétés spectrales différentes peuvent être excités pour effectuer des mesures d'une variété de variables physiologiques, par exemple, Rhod-2 ^{Ca2 +} cytosolique, MagFluo4 intra-SR Ca ²⁺ et di-8-ANEPPS pour le potentiel membranaire.

Bien que les lasers présentent divers avantages que la source lumineuse dans LFFM, d'autres types de sources lumineuses peuvent être utilisées, y compris des diodes électroluminescentes (DEL). Dans ce cas, la source de lumière d'excitation est composée d'une LED InGaN (Figure 1c, PLEDFM). Dans les LED, les photons sont émis spontanément lorsque les électrons de la bande de conduction recombinent avec des trous dans la bande de valence. La différence avec les lasers à l'état solide est que l'émission ne soit pas stimulée par d'autres photons. Il en résulte un faisceau non cohérent etune émission spectrale plus large pour les LED.

Différents types de LED haute puissance peuvent être utilisés. Pour les enregistrements AP en utilisant Di-8-ANEPPS et pour ^{Ca2 +} transitoires enregistrés en utilisant Fluo-4 , ou en alliage d'aluminium -Fluo-4, on utilise une diode électroluminescente qui présente une émission de crête typique à 485 nm (bleu) et une demi - largeur de 20 nm (Figure 1d). Pour Ca ^{2 +} transitoires enregistrées avec Rhod-2, la LED a eu un pic d' émission typique à 540 nm (vert) et une demi - largeur de 35 nm (figure 1d). LED émettent dans une longueur d'onde de la bande et nécessitent donc des filtres pour affiner leur émission spectrale. En outre, la lumière puisée peut être généré à un débit de 1,6 kHz avec une durée de 20 ps. Les LEDS ont été puisées avec un transistor à effet de champ MOSFET de puissance rapide. des enregistrements simultanés avec différents indicateurs peuvent être effectués par multiplexage temporel des diodes électroluminescentes. Malheureusement, la lumière émise par les LED est plus difficile de se concentrer sur une fibre optique par rapport à un faisceau laser. Ainsi, le principal inconvénient de nousing LED est que leurs profils d'émission ont des déplacements angulaires (± 15 °) de l'axe principal, et un élément optique auxiliaire doit être utilisé pour la corriger.

Dans toutes les configurations optiques décrit précédemment, la lumière d'excitation est réfléchie à l'aide d'un miroir dichroïque. Le faisceau est ensuite focalisé par une lentille asphérique et un objectif de microscope sur une fibre optique multimode qui est positionné sur le tissu. Comme dans tout dispositif d'épifluorescence, le miroir dichroïque sert également à séparer l'excitation de la lumière émise. Le spectre de la lumière émise se déplace à travers un filtre de barrière pour éliminer toute excitation réfléchie. Enfin, la lumière émise est focalisée avec un objectif sur un photodétecteur (Figure 1).

La transduction de la lumière au courant électrique est effectuée par des photodiodes à avalanche de silicium. Ces diodes ont une réponse rapide et une sensibilité élevée permettant la détection de faible luminosité. lephotocourant produit par les photodiodes à avalanche peut être amplifié de deux manières: un amplificateur à transimpédance comportant un élément de contre- réaction résistif (figure 1E) , soit par un intégrateur pour convertir le courant en une tension (figure 1f). En utilisant la première approche, la tension de sortie est proportionnelle au courant photoélectrique et de la résistance de rétroaction. Un exemple typique de la détection de résistance de picosecondes impulsions laser est représenté sur les figures 2a, 2b et 2c. Panneau 2a illustre la sortie de l'amplificateur à transimpédance et le panneau 2b montre une expansion temporelle de l'intervalle indiqué par un astérisque (*). Un algorithme de suivi de pic a été mis en oeuvre pour détecter le pic (rouge) et la base (vert) pour les réponses fluorescentes ^12. La mesure de la fluorescence de base fournit des informations à la fois du courant d'obscurité de la photodiode à avalanche et les interférences introduites par lig ambianteht et le couplage électromagnétique. Une représentation de sommets et bases est représentée sur la figure 2c. Cette figure illustre la fluorescence émise par le colorant (Rhod-2) lié à Ca ²⁺ au cours du cycle cardiaque d'un cœur battant perruche.

Dans le second procédé, la tension de sortie de l'intégrateur est une fonction de la rétroaction de courant et capacitif (figures 2d, 2e et 2f). La figure 2f montre deux cycles d'intégration consécutives: la première sans l' éclairage extérieur et la seconde avec des impulsions de lumière appliquées à partir d' une diode pulsée. Une description détaillée est présentée dans les figures 2g et 2h. Cette approche, bien que plus laborieuse, fournit un rapport S / N plus grand en raison de l'absence de bruit thermique dans le condensateur de rétroaction. L'instrument comprend une étape de synchronisation qui génère tout le contrôle et le multiplexage de la lumière d'excitation et commande l'intégration et headstage respériodes et. Ceci est habituellement réalisé avec un circuit numérique de traitement du signal qui effectue également une différenciation numérique du signal intégré de sortie en calculant une régression en ligne des données. Dans le cas d'utilisation d'une rétroaction résistive, toute A / D acquisition carte peut être utilisée.

Enfin, notre technique de LFFM est très polyvalent et peut être adapté à enregistrer à partir de plus d'une région. Ajout d'un diviseur de faisceau dans le trajet de la lumière nous permet de diviser la lumière en deux fibres optiques. Chaque fibre optique peut ensuite être placé sur différentes régions d'un tissu à, indépendamment, exciter et enregistrer les émissions des sondes fluorescentes exogènes. Cette modification nous permet d'évaluer dans quelle mesure les différences anatomiques régionales influencent les variables physiologiques. La figure 3 montre un diviseur de faisceau étant utilisé pour diviser la lumière d' excitation CW de telle sorte que deux fibres optiques sont utilisés pour mesurer transmural intracellulaire électrique ou [Ca ^2+] niveaux d' esprith mineur-invasivité. transmurale signaux peuvent être enregistrés en plaçant une fibre sur l'endocarde et l'autre sur la couche d'épicarde de la paroi ventriculaire. Par conséquent, la technique de LFFM a la capacité de mesurer l'évolution temporelle des signaux cellulaires dans des régions différentes et peut être utilisée pour tester si des changements se produisent dans la région des situations pathologiques.

Protocole

Ce protocole et toutes les manipulations de souris a été approuvé par le Institutional soin et l'utilisation des animaux Comité UC Merced (n ° 2008-201). Des expériences avec des perruches ont été menées en 1999 selon les conditions générales pour l'utilisation des animaux établie par la commission scientifique de l'Institut vénézuélien de recherche scientifique (IVIC).

1. Langendorff Set Up Préparation

1. Préparer une solution Tyrode contenant les concentrations de soluté suivantes en mM: 140 NaCl, 5,4 KCl, 2 CaCl _2, 1 _MgCl2, 0,33 Na ₂ HPO _4, 10 glucose, 10 HEPES. Ajuster le pH de la solution de Tyrode à 7,4 avec NaOH et on filtre la solution à travers un filtre de 0,22 um.
2. Chargez la solution Tyrode dans les seringues 60 ml et tous les tubes du Langendorff horizontal set-up ^{11, 12} illustrée à la figure 4. Assurez-vous d'éliminer toutes les bulles d'air.
3. solution Equilibrer Tyrode avec 100% O ₂ en utilisant une «pierre d'air" submergée en plastique comme illustré sur la figure 4.
   1. Connecter le tuyau en plastique à un réservoir O _2.
   2. Ajouter un T-adaptateur en plastique pour abaisser un "tube 5 dans la solution Tyrode dans la seringue de 60 ml.
   3. Fixer une pierre d'air en plastique à la fin du "tube 5 de manière O ₂ fera des bulles dehors dans la solution Tyrode.
4. Placer une suture chirurgicale non résorbable autour d'une aiguille utilisée comme une canule. L'aiguille est couplée au collecteur (voir la figure 4) qui permet de rétro-perfusion avec des solutions différentes. Enfin, l'aorte du coeur sera canulée dans l'aiguille.

2. Préparation des animaux et Coeur Dissection

1. Peser et injecter la souris avec de l'héparine (ex. Souris de poids de 20 g, injecter 20 unités ou 200 pi) 15 min avant euthanasier par dislocation cervicale. Anesthésier perruches selon to les guides d'utilisation des animaux de votre protocole IACUC et procèdent ensuite à la dislocation cervicale.
   NOTE: Utiliser 8 semaines souris ou 20 g perruches.
2. Retirer le cœur de la cavité thoracique après l' euthanasie. Extraire les cœurs perruche exactement de la même manière que celle décrite pour la souris.
   1. Nettoyez la poitrine de la souris avec de l'éthanol.
   2. Avec des ciseaux de dissection, faire une incision dans l'abdomen inférieur, puis couper les côtés vers le cou.
   3. Tirez le tissu coupé et la broche vers le bas.
   4. Couper le diaphragme. Soyez prudent lors de la coupe du diaphragme pour éviter d'endommager le cœur.
   5. Retirez les poumons et les tissus environnants.
   6. Utilisez des pinces pour ramasser le cœur sans presser. Couper l'aorte aussi longtemps que possible.
3. Transporter le coeur sur une petite balance bateau avec environ 1 solution Tyrode mL.
4. L'utilisation d'une suture chirurgicale non résorbable, attacher l'aorte sur l'appareil de Langendorff horizontal via unaiguille. Attachez l'aorte cardiaque à l'aide de deux pinces fines. Commencer rétro-perfusion en ouvrant la vanne située en série avec les seringues de 60 ml contenant une solution de Tyrode.
5. Laisser le coeur se stabiliser pendant 10 min. Utiliser ce temps pour nettoyer le sang et le tissu adipeux entourant le coeur avant le chargement du colorant. Tirez le tissu adipeux près de la base du cœur avec des pincettes et couper à l'aide de petits ciseaux de dissection. Assurez-vous de le faire sous la vue d'un microscope à dissection.

3. cytosoliques Ca ²⁺ Mensurations: Préparation Dye Rhod-deux heures

1. Ajouter 20 ul de 20% de Pluronic (un agent tensio-actif non ionique) dans le DMSO dans un flacon en plastique emballé spécial fourni par le fabricant de colorant contenant 50 pg de colorant.
2. Mélanger par pipetage vers le haut et vers le bas, en évitant les bulles.
3. Transférer le DMSO mélangé avec l'agent tensioactif non ionique et le colorant du flacon en plastique emballé spécial dans un flacon en verre transparent. Ajouter 1 mL de Tyrode solution dans le flacon de verre transparent.
4. Soniquer pendant 15-20 min dans un bain de sonication.
5. Perfuser le colorant en utilisant des pompes péristaltiques pendant 30 min à température ambiante.
   1. Placer le colorant dans la chambre de teinture.
   2. Utiliser un dispositif de serrage mécanique pour comprimer toutes les autres lignes de tubes reliés au collecteur. La pince est placée au-dessus du collecteur. Cela permettra d'éviter tout retour dans le tube relié à la seringue de 60 ml.
   3. Allumez la perfusion pompe péristaltique pour commencer la circulation du colorant. fermer immédiatement la vanne 3 voies en dessous de la seringue de 60 ml.
   4. Placer un petit tube qui est relié à l'aspiration de la pompe péristaltique à côté du coeur pour faire recirculer le colorant qui a été perfusé dans le coeur.

4. Intra-SR Ca ²⁺ Mensurations: Préparation Dye Mag-Fluo4AM

1. Préparer Mag-Fluo4AM de la même manière que Rhod-deux heures. Reportez-vous à la section 3 pour des instructions étape-sage.
2. after charger le colorant, ouvrir la vanne située en série avec les seringues de 60 ml contenant une solution Tyrode pour commencer rétro-perfusion. Veillez à retirer la pince au-dessus du collecteur.
3. Ajouter une solution de Tyrode à la chambre horizontale et réchauffer à 37 ° C.
4. Retro-perfuse avec une solution Tyrode pendant 45 min pour éliminer le colorant cytosolique.

5. Mesures membranaires potentiels: Préparation Dye Di-8-ANEPPS

1. Ajouter 5 ml d'éthanol à 99% dans le flacon de teinture qui contient 5 mg de colorant.
2. Aliquote de 10 pi dans 500 individuels 1 ml des flacons en plastique à l'aide d'une pipette à répétition.
3. Dessécher dans un vide de vitesse et conserver à -20 ° C.
4. Ajouter 20 ul de 20% de pluronic dans du DMSO dans un flacon en plastique avec 10 ug de colorant déshydraté.
5. Mélanger par pipetage vers le haut et vers le bas, en évitant les bulles.
6. Transférer le mélange contenant du DMSO en présence de Pluronic et le colorant dans le flacon en plastique dans un cylindre gradué (10 ml). Ajouter une solution de Tyrode à un vo finalelume de 5 ml.
7. Soniquer pour 20-25 min dans un bain de sonication.
8. Perfuser dans le coeur pendant 30 minutes en utilisant des pompes péristaltiques. Consulter les instructions pas à pas dans la section 3.5.

6. Enregistrement des signaux épicardiques

1. Après le chargement du colorant, rétro-perfuser le coeur avec une solution Tyrode en retirant la pince au-dessus du collecteur. Ouvrir la vanne située en série avec la seringue de 60 ml contenant une solution de Tyrode. une solution de Tyrode rétro perfuse pendant 10 minutes pour stabiliser le coeur.
2. Remplir la chambre horizontale avec une solution Tyrode et tourner sur l'unité de peltier pour amener la température du bain à 37 ° C.
3. Positionner la fibre optique sur la surface du coeur.
   1. Placez la fibre optique à l'intérieur d'une pipette 2 ml, puis fixez la pipette à un micromanipulateur.
   2. Utilisez le micromanipulateur appuyer légèrement sur la fibre optique contre la surface de la LV.
4. Extérieurement arpenter la heala température ambiante avec un stimulateur commandé par un générateur d'ondes.
   1. Programmer le générateur d'ondes pour fournir une impulsion carrée avec une largeur de 1 ms.
   2. Réglez le stimulateur pour être synchronisé extérieurement et connecter l'entrée externe au générateur d'ondes.
   3. Pour chaque sortie du stimulateur, connecter un fil à une aiguille d'acupuncture soudée à la fin.
   4. Placer les deux aiguilles d'acupuncture dans la pointe du coeur d'environ 3 mm les unes des autres.
   5. Seulement après que les aiguilles sont placées dans le tissu, tourner sur la sortie du stimulateur pour éviter un choc électrique.
5. Dans le logiciel d'acquisition, d'ajuster la fréquence d'acquisition à 10 kHz.

7 . Enregistrement des signaux endocardique

1. Reportez-vous à l'étape 6.1 et 6.2 pour stabiliser le coeur après le chargement du colorant.
2. En utilisant un point 23Ga forte de la taille de la fibre optique, faire un petit trou dans la surface du cœur dans le LV près du septum.
3. Placer un adaptateur intravitréenne chirurgie de sclérotomie pour faciliter le positionnement de la première fibre optique dans l'endocarde au moyen d'un micromanipulateur.
4. Extérieurement le rythme du cœur. Reportez-vous à l'étape 6.4.
5. Dans le logiciel d'acquisition, d'ajuster la fréquence d'acquisition à 10 kHz.

Résultats

AP et Ca ^{2 +} transitoires dans l' endocarde et l' épicarde

Afin de comparer les signaux à travers la paroi ventriculaire, une fibre optique est positionnée dans l'endocarde et l'autre dans l'épicarde. La comparaison de la morphologie d'un point d'accès enregistré à partir de l'endocarde de l'un de l'épicarde est la meilleure façon d'év...

Discussion

Ce document est centré dans la description des techniques de fluorescence de terrain locales pour évaluer la fonction des myocytes cardiaques ex vivo. L'étude de ces cellules dans un milieu couplé est non seulement plus physiologique, mais il est également très appropriée pour évaluer les pathologies au niveau de l'organe. Les événements cellulaires sous - jacents couplage excitation-contraction (ECC) peuvent être évalués au niveau de l' organe entier avec l'utilisation de sondes moléculaires qu...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Chlorure de sodium	Sigma	7647-14-5
D-(+)-glucose	Sigma	50-99-7
Chlorure de potassium	Sigma	7447-40-7
HEPES	Sigma	7365-45-9
Phosphate de sodium	Sigma	10049-21-5
Solution de chlorure de calcium	Sigma	10043-52-4
Solution de chlorure de magnésium	Sigma	7786-30-3
Hyrdoxyde de sodium	Sigma	S-8045
0.2 &mu ; m filtre à membrane nylon	Whatman	7402-004
Collecteur MPP	Warner	64-0216  ;
21G1.5 Aiguille de précision	B-D	305167
Noir Tressé Fil de soie (suture chirurgicale non résorbable)	AllMech Tech	LOOK-SP105
Injection d’héparine sodique 1000USP/mL	AllMech Tech	NDC63323-540-11
DMSO D8779	Sigma	67-68-5
Blebbistatin	Sigma	856925-71-8
Pluronic F-127 Solution à 20 %	Biotium	59004
Pompe péristaltique Materflex C/L	Cole-Parmer	77122-26
Stimulateur isostim	World Precision Instruments	A320RC
Générateur de formes d’onde	Teledyne Lecroy	WaveStation 2012
Nettoyeur à ultrasons FS20	Fisher Scientific	1533530
Tube Tygon ID :1/32 » OD :3/32 » Mur 1/32"	Alimentation des composants	TET-031A
Tube Tygon ID :3/32 » OD :5/32 » Mur 1/32"	Alimentation des composants	TET-094A
Adaptateur luer lock à vanne à 3 voies	Cole-Parmer	EW-31200-80
Adaptateurs en T et raccords en plastique	Cole-Parmer	6365-90
Collier en plastique	WaterZoo	2465
Peltier	TE Technology	TE-127-2.0-2.5
Rhod-2AM	ThermoFisher Scientific	R1245MP
Di-8-ANEPPS	ThermoFisher Scientific	D3167
Mag-Fluo-4AM	ThermoFisher Scientific	M14206
Aiguilles d’acupuncture	LHASA	TC1.20x13
Seringue BD de 60 mL avec luer-lok	Fisher Scientific	14-820-11
LabView	National Instruments
Aspirateur rapide Eppendorf Vagufuge	Fisher Scientific	07-748-13
Circuit de traitement du signal numérique DSP TMS 320	Texas Instrument
Miroir dichroïque passe-long 567 nm	ThorLabs	DMLP567L
Objectif 10X NA 0.25 DIN AchromaticFinite Intl Standard Objective	Edmund	Optics Stock# 33-437
Objectif 20X NA 0.40 DIN Achromatic Finite Intl Standard Objective	Edmund	Optics Stock# 33-438
Longpass Filtre en verre coloré 590 nm  ;	ThorLabs	FGL590
Vert Nd-YAG laser 532 nm, 500 mW
Micromanipulateur pour laser	Siskiyou	MX130R
Fibre optique multimode 200 µ ; m NA 0.39	ThorLabs	FT200UMT
LEDs bleu	Lumileds	L135-B475003500000
LED vertes	Lumileds	L135-G525003500000
Séparateur de faisceau cubique, non polarisant	ThorLabs	BS007
36 » Longueur, Rail optique à queue d’aronde	Edmund Optics	54-402
2.5 » Largeur, Support à queue d’aronde	Edmund Optics	54-404
0.75 » Course, platine micrométrique	Edmund Optics	37-983
Rail optique à queue d’aronde 3"	ThorLabs	RLA075/M
Porte-rail à queue d’aronde 1"	ThorLabs	RC1
Photodiode d’avalanche Helix 902	Digi-Key	HELIX-902-200
Porte-objectif XY Translator& nbsp ;	ThorLabs	ST1XY-S
Planche d’essai en aluminium 6 » x 6	Table extérieure ThorLabs	MB6
Nexus 4' x 6'ThorLabs		T46HK
Vis d’assemblage en acier inoxydable	ThorLabs	HW-KIT5/M
Feuille	d’acrylique Home Depot/Lowes
Sylgard Kit d’élastomère de silicone	Dow Corning	Sylgard 184
Gel époxy	Walmart/Home Depot	2 parties 5 min clr 1oz
21G1.5 Aiguille de glissement de précision	B-D	305167
23G Aiguille de glissement	de précision B-D	305145
Base de montage, 25 mm x 75 mm x 10 mm	ThorLabs	BA1/M
Poteaux d’étagère en fil de fer 36"	Alera	AALESW59PO36SR
Étagères en fil de fer	Alera	ALESW582424SR
Pince à poteau et à angle	ThorLabs	SWC/M-P5
Seringue en verre pour chambre de teinture	Wheaton	W851020
Bouchon en caoutchouc	Home Science Tools	CE-STOP01C