Livraison Intracanalaire le lapin glande mammaire

La livraison intracanalaire d'agents thérapeutiques a été étudié dans des modèles de rongeurs et à un stade précoce des essais humains ^{3, 4, 5, 6, 11, 12.} Une récente étude de phase I a démontré la sécurité et la faisabilité de carboplatine intracanalaire ou intracanalaire doxorubicine liposomale pégylée chez les femmes en attente d'une mastectomie pour le traitement du cancer invasif ^2.

Protocoles précédents pour la livraison intracanalaire ont été développés pour la souris et mammaires de rat glandes ^{6, 7, 8, 9.} À des fins de recherche, intracanalaires injections de cellules tumorales et de la délivrance de vecteur lentiviral d'oncogènes ont également été effectuées dans des modèles de rongeursref "> ^{13, 14, 15, 16.} Cependant, un idéal modèle in vivo du processus de livraison intracanalaire devrait permettre le développement de nouvelles classes de composés thérapeutiques et de faciliter l' évaluation préclinique. Les différences anatomiques entre les rongeurs et les humains ont compliqué la traduction de ces études.

Contrairement aux souris, dans lequel chaque canal se termine à un trayon distinct, le sein humain est constitué de 5 à 9 canalaires systèmes indépendants, chacun avec une ouverture séparée qui se termine à la tétine. Lapin glandes mammaires abritent quatre systèmes canalaires indépendants, chacun accessible séparément par l'un des quatre orifices dans un seul trayon. Un modèle de lapin correspond plus étroitement l'anatomie humaine et permet l'étude de la délivrance du médicament intracanalaire dans un contexte plus pertinent.

Ici, nous utilisons deux techniques pour évaluer la prestation intracanalaire. La co-administration d'uncolorant vital permet la visualisation à travers la peau et donne une confirmation simple et rapide de la méthode. Pour certaines applications, la cartographie résolution plus élevée des canaux peut être préférée. Nous présentons ici un protocole d'imagerie par ultrasons des conduits grâce à la fourniture d'un réactif intracanalaire non ciblé contraste.

Les procédures utilisant des sujets animaux ont été approuvés par le soin et l'utilisation des animaux Commission institutionnelle de l'Université du Texas à Austin.

1. Préparation préopératoire

1. Enregistrer le poids corporel de chaque lapin. Comme pour toutes les études précliniques, surveiller le poids des animaux régulièrement pour évaluer la toxicité potentielle.
2. Avant anesthésier le lapin, remplir un tube de 50 ml conique disponible dans le commerce gel échographique et de spin à 500 g pendant 30 s; il n'y aura pas de bulles visibles dans le gel lors de l'achèvement de la centrifugation.
3. Administrer le glycopyrrolate sous-cutanée à une dose de 0,1 mg / kg et acépromazine par voie intramusculaire à une dose de 0,75 mg / kg. Attendre 15-20 minutes pour le sédatif pour prendre effet, tout en surveillant les signes et les comportements vitaux.
   REMARQUE: Le glycopyrrolate est un agent anti-cholinergique qui empêche la bradycardie et de réduire les sécrétions des voies respiratoires et gastro-intestinaux. Acépromazine est un sédatif qui sert premedicatipendant l'anesthésie.
4. Administrer 35 mg / kg de kétamine et de 5 mg / kg de xylazine par voie sous- cutanée comme anesthésique. Cependant, comme l'opérateur devient plus expérimenté et peut accomplir la livraison intracanalaire plus rapidement, diminuer les doses de médicaments à 15 mg / kg de kétamine et de 3 mg / kg de xylazine voie sous-cutanée; cela va raccourcir le temps d'anesthésie et le temps nécessaire à l'animal pour récupérer de l'anesthésie.
5. Vérifier et documenter la fréquence cardiaque, SPO _2, température, fréquence respiratoire, et la couleur de la membrane de mucus toutes les 15 min. Appliquer un lubrifiant oculaire aux deux yeux.
   NOTE: Seul le personnel ayant reçu une formation appropriée et ont été approuvés par IACUC de leur institution doit administrer ou contrôler l'anesthésie. L'utilisation d'un moniteur d'anesthésie vétérinaire peut aider à l'acquisition de signes vitaux et est recommandée. Le moniteur d'anesthésie vétérinaire, cependant, ne remplace pas la nécessité de vérifier manuellement toutes les 15 minutes l'animal. Voir les instructions du fabricant fou l'utilisation appropriée d'un moniteur vétérinaire.
6. Vérifier le début de l'anesthésie par un pincement de l'orteil douce; le lapin doit être non réactif avant de continuer.
7. raser soigneusement l'abdomen caudale du lapin dans la zone autour des troisième et quatrième paires de mamelles inguinales.
8. Avec la majorité des cheveux enlevés, appliquer une crème dépilatoire over-the-counter cheveux pour la zone rasée. Retirer la crème 10 min après l'application à l'aide du papier absorbant humide en contact avec de l'eau chaude.
   REMARQUE: la peau de lapin est très fragile / sensible. La crème dépilatoire doit être utilisé pour pas plus de 10 min. En fait, il est plus sûr d'essayer un "spot test" à 5 min et ne laisser plus longtemps si spot test indique une durée plus longue période est nécessaire.
9. Essuyez la surface avec des tampons de gaze imbibé d'alcool pour nettoyer le site d'injection.
10. Placez le lapin sur son dos dans une auge en forme de V bordée d'une couverture d'eau chaude à recirculation et un tampon absorbant.

2. Prde l'agent a séparation de contraste

1. Reconstituer le réactif non ciblé contraste selon les instructions du fabricant. Pipeter haut et en bas doucement pour mélanger.
   REMARQUE: L'agent de contraste utilisé dans ce protocole est stable à la température ambiante pendant 4 à 6 heures après la reconstitution. Agitez doucement le flacon entre chaque extraction.
   REMARQUE: le volume de solution requis dépendra du nombre de conduits à injecter. Le lapin a 4 ouvertures canalaires par trayon, et 0,2 ml de solution est suffisante pour remplir un arbre canalaire d'un adulte en Nouvelle - Zélande White Rabbit (Oryctolaguscuniculus). Ainsi, un volume total de 0,8 ml peut être délivré à une glande mammaire.

3. Livraison Intracanalaire

1. Repérez les trayons appropriées à injecter; les 3 ^e et 4 ^e paires de trayons inguinaux sont recommandés, car ils sont facilement visualisées lorsque l'animal est placé sur son dos.
2. Charge 0,2 ml de solution stérile saline à 0,9% enune seringue de tuberculine 1 ml luer-lock avec une aiguille 22 G. Éliminer correctement l'aiguille 22 G, une fois la solution saline est dans la seringue et la remplacer par une aiguille de calibre 25 stérile. Essuyez doucement la zone avec 85% d'alcool isopropylique sur un tampon de gaze.
3. Avec le biseau de l'aiguille et la seringue parallèlement au corps de l'animal, insérer le biseau de l'aiguille dans le côté de la tétine et injecter lentement 0,1 au 0,2 ml de solution saline; cela permettra une meilleure visualisation des ouvertures canalaires.
4. Charge 0,2 ml de solution d'injection dans une seringue à tuberculine de 1 ml luer-lock.
5. Tenir la tétine doucement avec le pouce et l'index et soulevez-le légèrement pour le positionner pour l'injection intra-canalaire; une loupe oculaire portable peut aider à visualiser les ouvertures canalaires.
6. Tout en maintenant la position relevée de la tétine, canuler soigneusement le conduit d'intérêt en utilisant une aiguille émoussée de pointe 25 G.
7. Après canulation, tourner doucement la seringue luer-lock sur le moyeu de la émoussée-taiguille de perfusion ip jusqu'à ce qu'il soit verrouillé en place.
8. Soulevez la tétine et injecter lentement la solution pour minimiser les dommages potentiels causés par le déplacement rapide du fluide dans le conduit; à aucun moment il devrait y avoir une résistance lors de l'injection de la solution.

4. Ultrasound Imaging

1. Appliquer une quantité généreuse de gel échographique centrifugé à la peau de la zone d'intérêt. Assurez-vous qu'il n'y a pas de bulles dans le gel, car ceux-ci compromettre la qualité d'image.
2. Régler la profondeur d'imagerie à 6 mm. Placer le transducteur 21 MHz en contact avec le gel, et balayer la zone d'intérêt en mode B. Observer le milieu de contraste dans la région balayée incluant l'ouverture du canal artériel et à travers le conduit.
   REMARQUE: Ces paramètres ont été développés pour une utilisation avec une machine spécifique à ultrasons photoacoustique. Reportez-vous à la table des matières pour plus de détails. Il peut être nécessaire d'ajuster la puissance d'émission et la profondeur des autres systèmes d'imagerie d'imagerie mammaire pour optimiservisualisation de presse-étoupe.
3. Retirer le gel à ultrasons de la peau de l'animal avec un tampon de gaze.

5. Soins postopératoires

1. Observer le site d'injection: il devrait y avoir aucun signe de traumatisme à la région du trayon ou aux tissus environnants, et un gonflement dans la zone entourant la tétine indique probablement une injection de coussinet adipeux mammaire plutôt qu'une injection intra-canalaire réussie.
2. Placez le lapin dans une position sternale. Si besoin est, donner de 0,2 mg / kg de yohimbine par voie intraveineuse à la veine marginale de l'oreille; cela va inverser l'effet de la xylazine et de permettre à l'animal de récupérer plus rapidement de l'anesthésie.
3. Surveiller le lapin toutes les 15 min pendant toute la période de récupération jusqu'à ce que l'animal est vigilant, réceptif, et maintient une position sternale.
   REMARQUE: Cette procédure ne devrait pas entraîner des lésions tissulaires ou de l'enflure. Si une rougeur ou un gonflement sont observées, administrer une dose de meloxicam 0,1-0,2 mg / kg PO une fois que l'animal est alerte et capablede prendre des médicaments par voie orale. Contactez le personnel vétérinaire de l'établissement de nouvelles orientations.

Ici, nous montrons que la distribution de contraste intracanalaire réactifs aux conduits mammaires de lapin peut être obtenue sans un traumatisme du tissu (figure 2). Chez les lapins, quatre systèmes canalaires distincts convergent à une tétine et peuvent donc être consultés et visualisés individuellement à l'aide de cette méthode. ouvertures canalaires individuels sont facilement visualisées; noter le marquage d' une deuxième ouverture du canal artériel adjacent à la gaine tubulée sur la figure 2B pointe de flèche.

Haute résolution de l'imagerie par ultrasons avec un réactif de contraste non ciblée dans le mode d'imagerie linéaire peut fournir une lecture en temps réel de la fourniture intracanalaire. Des images représentatives montrent la détection du réactif jusqu'à 45 min après l'accouchement (Figure 3). Cette technique peut également être utile pour surveiller la cinétique d'administration thérapeutique à travers les conduits.

(figure 4) , et si des canaux sont endommagés lors de la livraison.

Figure 1: Schéma du Lapin Mammaire Glands. Les deux paires inférieures de points représentent les trayons des ganglions inguinaux. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 3. Non-ciblé Contraste Réactif visualisé dans le Mammaire Duct par ultrasons Iforgemagie. (A) Le réactif de contraste est localisé immédiatement après l' accouchement et est visualisé (B) après livraison 30 min et (C) 45 min après l'accouchement. La persistance du réactif à l'intérieur du conduit mammaire permet la visualisation pendant toute la durée de ce protocole. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 4: Une inguinale glande mammaire Injecté par la Tétine avec Evans Bleu Solution Saline. (A) L'aspect extérieur après l'injection intra - canalaire de 0,2 ml de solution de bleu d' Evans. (B) Lors de l' ouverture de la peau, le Blue Evans permet la visualisation de l'ensemble de l' arbre canalaire mammaire et confirme la structure canalaire intacte. (<strong> C) Le total monture spécimen d'une région de la glande mammaire inguinale après fixation et coloration avec le carmin alun. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Les auteurs n’ont rien à divulguer.