Article de méthode

Neurodéveloppemental Test Reflex rats nouveau-nés Pups

DOI :

10.3791/55261

24 avril 2017

Dans cet article

Résumé

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

tests de comportement est la norme d'or pour la détermination des résultats suite à une lésion du cerveau, et peut identifier la présence de troubles du développement chez les nourrissons et les enfants. réflexes sont un indicateur du développement neurologique précoce de ces anomalies. Une foule de tests de réflexes de développement facilement accompli chez les rongeurs du nouveau-né ont été mis au point et décrit ici.

Résumé

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

test réflexe neurodéveloppemental est couramment utilisé dans la pratique clinique pour évaluer la maturation du système nerveux. réflexes neuro-développementaux sont aussi appelés réflexes primitifs. Ils sont sensibles et compatibles avec les résultats ultérieurs. réflexes anormaux sont décrits comme une absence, la persistance, la réapparition ou la latence des réflexes qui sont des indices prédictifs des nourrissons qui sont à risque élevé de troubles du développement neurologique. Les modèles animaux de handicaps du développement neurologique, comme la paralysie cérébrale, présentent souvent des réflexes de développement aberrantes, comme on observerait chez les nourrissons humains. Les techniques décrites évaluer une variété de réflexes neurodéveloppementaux chez les rats nouveau-nés. test de réflexe neurodéveloppemental offre l'enquêteur une méthode d'essai qui ne sont pas autrement disponibles dans ces jeunes animaux. La méthodologie présentée ici vise à aider les enquêteurs à examiner les étapes du développement chez les rats nouveau-nés comme une méthode de détection précoce brain blessures et / ou déterminer l'efficacité des interventions thérapeutiques. La méthodologie présentée ici vise à fournir des lignes directrices générales pour les enquêteurs.

Introduction

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

réflexes du développement neurologique, ou les étapes du développement, sont l'une des premières évaluations sur les nouveau-nés humains utilisés et les nourrissons. réflexes neurologiques sont des mouvements involontaires et répétitifs qui démontrent le tronc cérébral et des réflexes de la moelle épinière. Maturation des réseaux corticaux caractérisés par l'évolution plus la migration, la myélinisation et synaptogenèse promouvoir le contrôle volontaire et l'inhibition corticale. Les modifications de la progression normale de l'évolution du système nerveux central peuvent perturber le développement du cerveau, ce qui entraîne dans le câblage cortical anormal, le fonctionnement et la myélinisation, ce qui provoque des retards réflexes neurodéveloppementaux ou absences. nourrissons humains à haut risque d'invalidité neurologique présentent souvent des réflexes anormaux précoces. réflexes anormaux peuvent présenter un retard dans l'acquisition, l'absence, la présence prolongée, ou réapparition tard dans la vie, et sont prédictifs des troubles du développement. 1, 2 Par conséquent, Il est important d'imiter les retards réflexes dans des modèles expérimentaux de handicap neurodéveloppementaux.

Les rongeurs sont couramment utilisés comme modèles expérimentaux. Les bébés rats sont nidicoles à la naissance, et donc trop immature pour entreprendre moteur spécifique ou complexe, des tâches comportementales sensorielles et / ou cognitives. À cet égard, leur immaturité concerne à la fois leur développement physique et organes. Les rats sont nés sans poils avec une incapacité à thermorégulation, sont aveugles, et incapable de marcher. En ce qui concerne le développement du cerveau, la maturation corticale importante se produit après la naissance. ratons nouveau-nés (jour de naissance appelés jour après la naissance 1; PD1) ont été proposées pour atteindre un niveau de maturation du cerveau qui est semblable à un cerveau humain prématuré de 23 - 28 semaines de gestation, alors que PD7-10 chiots sont équivalentes à NEAR terme cerveau humain. 3, 4, 5, 6Cette corrélation est basée sur des analyses anatomiques brutes, cependant, d'autres mesures de maturation du cerveau telles que la myélinisation et l'amplitude électroencéphalogrammes intégrée ont également été décrits. 5, 7 Par exemple, pré-oligodendrocytes sont les cellules prédominantes dans le développement du cerveau du fœtus humain de 23 - 32 semaines in utero, et ce stade maturational correspond à un rongeur PD1-3. 5, 8, 9, 10 De plus, la myélinisation commence in utero chez l' homme alors que chez les ratons , il apparaît dans le cerveau antérieur autour PD7-10; le cerveau des rongeurs nouveau-né reste largement un myélinisé. 11, 12 Tucker et al. ont trouvé que le motif d'électroencéphalogramme intégré d'amplitude d'un rat P1 pour être similaire à une gesta 23 semainestion foetus humain, alors qu'un chiot PD7 et DP10 est semblable à un 30-32 semaine et enfant à terme, respectivement. 7 Pour ces raisons, le test réflexe du nouveau - né chez les chiots de rat nouveau - né est l'occasion pour capturer l'ontogenèse et / ou de perturbation du développement du cerveau.

La batterie de réflexes décrits ci - dessous sont adaptés à partir d' études de WM Fox et R. Lubics 13, 14 WM Fox a été l' un des premiers chercheurs par rapport à l'ontogenèse des réflexes chez la souris. 13 Ces réflexes comprennent, mais sans s'y limiter, la saisie des membres et mise en place, l' évitement de la falaise, le redressement, le redressement accéléré, la démarche, auditive tressaillement, la posture et l' ouverture des yeux. Les deux prise de membres antérieurs et postérieurs (dénommé palmaire et plantaire prise chez l'homme, respectivement) sont facilitées par les réflexes spinaux et inhibition cortico des zones de moteur non primaires. 15, 16 placement des membres postérieurs (réflexe plantaire) reflète la maturation du tractus cortico - spinal. 16, 17, 18 évitement Cliff (réponses de protection), de redressement (labyrinthe) et de redressement accéléré implique l' intégration et la communication entre l' entrée sensorielle et la sortie moteur (tels que ceux qui participent à la vibrisses et les systèmes vestibulaires). 19, 20, 21 Gait reflète la locomotion. 14 stimuli auditifs évalue la stimulation acoustique et des connexions synaptiques des neurones géants dans le noyau réticulaire pontis caudalis. 21 Posture comporte des projections corticales-spinal appropriés / spinaux-corticales, la force musculaire, et innervation neuromusculaire. 22, 23 Maturation des récepteurs de l' acide gamma - aminobutyrique peut en corrélation avec l' ouverture de l' oeil. 24 Il est important de garder à l' esprit que les réflexes reflètent un réseau beaucoup plus complexe et fourni ici est une corrélation générale. De plus, ces réflexes fournissent une méthode rapide et facile d'évaluer le développement neurologique très jeunes où les tests de comportement plus complexe est impossible.

L'objectif de ce document est de fournir une ligne directrice générale pour les tests de réflexe neurodéveloppement qui peut être facilement intégré dans les études de rats nouveau-nés expérimentaux. La méthodologie décrite a été réalisée chez les ratons néonatale Long-Evans et la quantification des résultats a été fondée le premier jour d'apparition. Le jour où le test réflexe est initié et l'équipement utilisé peut être modifié pour l'adapter à un modèle expérimental différent (par exemple pour différentes souches et espèces). En établissant la progression physiologique normal de refmaturation dans un modèle lex animal spécifique, les chercheurs peuvent évaluer les effets des facteurs de stress externes, manipulations endogènes et / ou interventions thérapeutiques sur le développement neurologique dans les modèles de rats nouveau-nés. Dans l'ensemble, l'utilisation des réflexes comme la détermination de la maturité du cerveau est avantageuse pour prédire une lésion cérébrale périnatale, et reflète des résultats neurodéveloppementaux plus tard.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La protection des animaux et le Comité d'utilisation, sciences de la santé à l'Université de l'Alberta a approuvé toutes les études animales.

Remarque: Bien que ce protocole peut être adapté à d'autres espèces et souches, ce protocole est écrit pour les rats Long-Evans. Ces rats ont été démontré que les performances motrices supérieures et l'acuité visuelle par rapport à d'autres souches de rongeurs. 25, 26 Le protocole pour les grossesses chronométrés, les suppléments alimentaires, de l' inflammation, de la mère et des réflexes neuro - développementaux est le suivant.

1. Les animaux expérimentaux

  1. Lorsque les rats arrivent à l'installation de logement des animaux, s'abstenir de toute interaction pour un jour ou deux pour leur permettre de s'acclimater à leur nouvel environnement. À la suite de l'acclimatation, les rats gérer tous les jours pendant environ cinq jours, ou lorsque les rats ne sont plus à montrer des signes de stress. induite par le stress humain peut modifier les résultats des tests et leannonce à la perte de la grossesse.
  2. Une fois que les rats sont confortables, la reproduction commence. Placez deux femelles et un rat mâle dans une cage d'élevage à deux étages (h = 38 cm, 1800 cm 2 au sol) pendant une nuit (15 heures - 8 AM). Ces cages empêchent le stress et la surpopulation. Le matin, à l'aide d'une pipette de transfert, rincer le vagin des rats femelles avec environ 0,25 ml de solution saline. Transférer la solution dans un tube à centrifuger.
  3. Placez les deux femelles et mâles dans leurs cages conventionnelles respectives.
  4. Voir la solution recueillie dans la section 1.2 au microscope optique (100X) pour déterminer à quel stade du cycle oestral du rat connaît et si oui ou non le sperme sont présents. S'il y a des spermatozoïdes, enregistrez la date comme le jour embryonnaire (E1) (figure 1). Si vous êtes enceinte, la femelle donne sa propre cage sur E14.
    NOTE: Les cellules du frottis vaginal sont claires, utilisez donc un faible réglage de la lumière. Assurez-vous que le condenseur est réglé à son plus bas. Un dseulement le contrôle de la luminosité pour atténuer la lumière. Si un réglage de la luminosité est disponible, réglez-le sur 1.

2. Dietary Supplémentation

NOTE: Ce protocole vise à évaluer les effets thérapeutiques de la consommation de germes de brocoli alimentaire au cours de la dernière semaine de la grossesse. Développer les germes selon Wu et al. 27.

  1. Faire tremper les graines germées de brocoli pour 2 - 3 h. Etaler les semences sur une boîte germoir de graines de comptoir et mettre sur une surface chaude pour la germination.
  2. Arrosez les graines deux fois par jour, une fois le matin (8 - 9 h) et une fois le PM (3 - 4 h).
  3. Le cinquième jour, placez les choux par une fenêtre pour la journée (les germes doivent avoir deux feuilles chacun et deviendront vert au cours de la journée).
  4. A la fin de la journée, la récolte des pousses en tirant doucement sur les pousses de brocoli hors de la boîte tamisée et poser sur une surface plane pour sécher.
  5. Une fois que les pousses sont complètement séchées, weigh à 200 mg et le placer dans un sac en plastique scellé.
  6. A partir du E14, nourrir chaque rat enceinte 200 mg de germes de brocoli séchées par jour jusqu'à PD21 (les chiots sont sevrés du jour).

3. L'inflammation

  1. Pour induire une inflammation et de se reproduire lésions de la substance blanche chez la progéniture, injecter des rats enceintes avec lipopolysaccharide (LPS) toutes les 12 h sur E19 et E20. Le jour de l'injection, mettre la cage dans le laboratoire de l'installation de logement. Laisser le rat enceinte à acclimater et se calment pendant au moins 1 h. Si un rat montre des signes cliniques de dommages permanents systémique ou rénale, il sera euthanasié immédiatement et retiré de l'étude.
  2. Peser le barrage enceinte.
  3. Dissoudre 200 ug / kg de LPS (serotype 0127: B8) dans 100 ul de solution saline. Aspirer la solution dans une seringue de 1 ml équipée d'une aiguille de 30 G ½.
    1. Utiliser pour chaque injection d'une aiguille neuve. Laisser la solution se réchauffer pendant quelques minutes pour minimiser l'inconfort.
  4. Notez le temps et l'injection intrapéritonéale barrage enceinte. injections alternées entre les côtés pour assurer une distribution égale.
    NOTE: Machholz et al. décrit les procédures de retenue et d'injection appropriées. 28

4. Tests réflexes du développement

  1. Le PD1 (jour de naissance), enlever les chiots du barrage et d'enregistrer le poids de naissance. Placez les chiots dans leurs cages respectives et de les déplacer à l'animalerie jusqu'à PD3. Ceci assure la liaison entre la mère et mère chiot.
    1. Enregistrez le test réflexe pour une évaluation fiable. Régler la caméra vidéo de sorte qu'il est à la vitesse maximum de l'obturateur de trame par trame analyses (1/1000 s). Placez la caméra vidéo afin qu'il soit directement au-dessus ou à côté du chiot de rat et tous les matériaux utilisés pour chaque réflexe. Par exemple, pour placer des pattes arrière, placez l'appareil à côté du chiot de rat pour assurer la levée et le placement des membres postérieurs est capturé.
    2. Pour redressement accéléré, placez l'appareil au-dessus du chiot de rat et aire d'atterrissage afin d'enregistrer la capacité du chiot à droite en plein vol.
  2. poids record tous les jours jusqu'à la fin de l'expérience. Sur PD3, commencer à tester réflexe neurodéveloppemental (Figure 4). Déplacer des cages dans une pièce calme pour un minimum de 1 h avant l'essai pour permettre l'acclimatation à l'environnement.
  3. Effectuer des tests de réflexe neurodéveloppemental à la fois cohérente chaque jour que les rats sont des animaux nocturnes. Par exemple, le test entre 9 heures-12 heures par jour. Garder les chiots directement sous une lampe chauffante ou sur un coussin chauffant à tout moment, afin de maintenir une température corporelle stable de 36,5 ° C; chiots rats de cet âge perdent facilement la chaleur. Mesurer avec une sonde de température rectale. Si cela est fait efficacement, chiots température du corps ne changent pas parce qu'ils ne sont pas retirés du barrage et litière assez longtemps. REMARQUE: Surveillez la température de la lampe de chaleur pour assurer qu'elle ne dépasse pas 37 ° C.
    1. Enregistrez le score de chaque réflexe chaque jour jusqu'à ce qu'une réponse positive est observée. Une réponse réflexe positif se produit lorsque le chiot est capable d'effectuer une tâche sur deux jours consécutifs. La date de la première apparition d'une réponse positive est utilisée pour la quantification. Aucun test supplémentaire est nécessaire après la réponse positive. Par conséquent la date de fin pour chaque réflexe est variable.
  4. forelimb saisissant
    1. À partir du PD3, effectuer le test de réflexe de préhension des membres antérieurs. Placer une tige émoussé contre la paume de chaque patte avant et appliquer une légère pression manuelle. La pression de la lumière devrait déplacer légèrement la patte pour assurer que le contact est réalisé et les chiots peut sentir la tige. Grasping apparaît comme la flexion des chiffres autour de la tige. acquisition réussie de ce réflexe se produit lorsque les deux pattes saisissent la tige pendant deux jours dans une rangée.
    2. Score à la portée des membres antérieurs:
      0 pour sans agripper
      1 pour la saisie de succès par une patte avant (gauche ou rforepaw ight peut être spécifiée ici)
      2 pour les deux succès saisie forepaws
  5. saisissant membres postérieurs
    1. À partir du PD3, effectuer le test de réflexe de préhension des membres postérieurs. Placer une tige émoussé contre la semelle de chaque patte arrière et appliquer une légère pression manuelle. La pression de la lumière devrait déplacer légèrement la patte arrière pour assurer que le contact est réalisé et les chiots peut sentir la tige. Le succès de la saisie tige apparaît comme la flexion des chiffres autour de la tige. acquisition réussie de ce réflexe se produit lorsque les deux pattes arrière saisissent la tige pendant deux jours dans une rangée.
    2. Score à la portée des membres postérieurs:
      0 pour sans agripper
      1 pour saisir avec succès par une patte arrière (gauche ou droite patte arrière peut être spécifié ici)
      2 pour les deux succès saisie pattes arrières
  6. redresser
    1. À partir du PD3, commencer le test de réflexe de redressement. Tenez fermement le chiot dans une position couchée, avec les quatre pattes en position verticale. Lâchez of le chiot et démarrer immédiatement la minuterie. Redressement est obtenu lorsque le chiot est capable de basculer / rouler sur les quatre pattes, et chaque patte est perpendiculaire au corps. Donner à chaque chiot un maximum de 15 s pour atteindre cet objectif.
    2. Score du redressement:
      0 pour couché sur le dos (ou 15 s pour le temps alloué au maximum)
      1 pour couché sur le côté (gauche ou côté droit peut être spécifié ici) ou la capacité du chiot à droite, mais dans la mauvaise posture (ou 15 s pour le temps alloué au maximum)
      2 pour redresser la posture appropriée et réussie
  7. Placer des membres postérieurs
    1. À partir du PD4, commencer le test de réflexe de placer des membres postérieurs. Tenir le chiot verticalement dans l'air, par le torse. Doucement course la face dorsale de la patte arrière avec une surface émoussée (par exemple le bord d'une table). Un réflexe correct de mise en place est alors le chiot de rat retire sa patte arrière stimulée, suivie par le placement de la patte arrière vers le bas sur cette surface.
    2. Score de la pl patte arrièreréflexe acing:
      0 pour aucun succès
      1 pour placer une patte arrière (gauche ou droite patte arrière peut être spécifié ici)
      2 pour placer la patte arrière réussie pour les deux pattes arrières
  8. Prévention Cliff
    1. À partir du PD4, commencer les essais d'évitement de la falaise. Placez le chiot de rat au niveau du bord d'une surface plane, de telle sorte que les pattes et le museau du chiot sont sur le bord. Le résultat correct est une réponse protectrice, où le raton se détourne du bord de la falaise. la main ou un atterrissage en mousse de l'expérimentateur est placé sous la falaise pour attraper le chiot de la chute.
    2. Note d'éviter la falaise:
      0 pour aucun mouvement ou tomber du bord
      1 pour les tentatives de se déplacer loin de la falaise, mais avec des membres suspendus
      2 pour le mouvement réussi loin de la falaise
  9. Démarche
    1. Commencez l'évaluation de la démarche sur PD6. La place des chiots dans le centre d'un 15 cm Diameter cercle et laisser le chiot 30 s pour compléter la tâche. 14 Une démarche réussie est effectuée lorsque le chiot de rat est en mesure de déplacer les deux pattes avant à l' extérieur du cercle en moins de 30 s.
    2. Score de la démarche que le temps en secondes, il prend le chiot de rat pour se déplacer en dehors du cercle. Notez le temps qu'il faut déplacer le chiot à deux pattes avant en dehors du cercle. Fiche 30 s si le chiot est incapable de terminer la tâche dans le temps imparti
  10. auditif Startle
    1. Commencez l'analyse des stimuli auditifs sur DP10. Présenter un grand bruit (cloche) directement sur le chiot pour évaluer si oui ou non une réponse est présente tressaillement. Une réponse de sursaut positif est observé lorsque le chiot affiche un mouvement « secousses », loin du son.
    2. Score du sursaut auditif:
      (Ou non) sans aucune réaction de sursaut
      (Ou oui) pour une réponse de tressaillement positif
  11. Posture
    1. Commencez l'analyse de la posture sur PD12. Placez les chiots sur une surface ouverte non glissante, et observer la posture que le chiot a lors du déplacement. Une posture immature est réfléchi en faisant glisser de l'abdomen lors du déplacement, et le pointage perpendiculaire des deux pattes avant et les pattes arrière par rapport au corps. Une posture est acquise à maturité lorsque le chiot peut soulever l'abdomen de la surface et les deux pattes avant et les pattes arrière sont pointues droites, ou parallèle au corps, lors du déplacement.
    2. Score de la posture:
      0 pour aucun mouvement
      1 pour la posture lors du déplacement immature
      2 pour la posture matures tout en se déplaçant
  12. Ouverture des yeux
    1. Commencez l'analyse des yeux d'ouverture sur PD12. Enregistrez le jour les deux paupières ouvertes:
      0 pour pas les yeux visibles
      1 pour un oeil visible (à gauche ou à droite peut être spécifiée ici)
      2 pour deux yeux visibles
  13. Redressement accéléré
    1. À partir du PD14, commencer à tester le redressement accéléré. Placez le chiot dans une position couchée 30,48 centimeters-dessus d'un palier de mousse. Laissez tomber le chiot et observer sa capacité à se redresser. Redressable réfère au moment où le chiot est en mesure de retourner à la position couchée et atterrir sur ses pattes.
    2. Score du redressement accéléré:
      0 pour tomber sur le dos
      1 pour tomber sur le côté (gauche ou côté droit peut être spécifié ici)
      2 pour l'atterrissage sur ses pattes

Remarque: Les différents types de quantification des réflexes sont disponibles en fonction de la question des enquêteurs. Quantification des réflexes peut être fait que l'observation initiale d'un réflexe, premier jour d'apparition jusqu'à la disparition du réflexe, le temps qu'il faut pour réaliser avec succès la tâche, la rapidité d'exécution, et / ou l'amélioration de la performance au fil du temps. 13, 14, 29, 30, 31 Pour le cétude dusyst, le premier jour de la comparution a été utilisé comme score. Lors de l' utilisation des modèles multipares, chiots de la même portée se comportent généralement de la même en raison de leur constitution génétique, in utero et l' environnement post - partum, et la disponibilité alimentaire. 32 Par conséquent, un chiot unique ne peut pas être représenté comme n = 1 en raison d' un biais de litière. Les chiots examinés dans une litière peuvent être calculées de telle façon que chaque portée représente un groupe n = 1. 32, 33 Alternativement, plusieurs chiots peuvent être analysés dans la même portée en utilisant le modèle d'effets mixtes, qui prend en compte les petits au sein de la même portée. 32, 33

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La chronologie de cette conception expérimentale est présentée à la figure 2. 30 Les méthodes et les résultats ont déjà été publiés. 30 L'objectif de l'étude était d'évaluer si la supplémentation alimentaire avec des germes de brocoli pendant la gestation et la période pré - sevrage protégé la progéniture de retard neurodéveloppemental induite par l'exposition in utero au LPS. rates gravid...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

test réflexe neurodéveloppemental est une mesure prédictive du développement du cortex cérébral anormal et la maturation, qui peuvent être d'importance dans des circonstances où neuropathologie manifeste est pas évident. Au cours des essais neurodéveloppement, il est essentiel de veiller à ce que les chiots sont examinés en même temps tous les jours. Les rats sont nocturnes et, par conséquent, leur rythme circadien peuvent altérer les performances si les tests sont effectués à différents moments de la journée.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n'ont rien à dévoiler.

Remerciements

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs tiennent à remercier nos organismes de financement, qui comprennent NeuroDevNet (un des centres nationaux d'excellence), la Fondation ALVA, l'Institut de recherche santé des femmes et des enfants, et l'Université de l'Alberta.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Breeding
Pipettes de transfertFisherbrand12-711-9AMUtilisées pour les rinçages vaginaux.
Saline stérileHospira7983254La solution utilisée pour collecter les cellules lors des rinçages vaginaux.
400 et micro ; L Tubes à microcentrifugerFisherbrand05-408-120Utilisés pour contenir la solution saline.
Microscope optiqueLeicaLeica ATC 2000Pour l’observation de la solution saline. Peut être n’importe quel microscope optique utilisé en laboratoire.
LamesFisherbrand12-552-5La solution saline est placée sur la lame. Il peut s’agir de n’importe quelle lame utilisée en laboratoire.
Couvre-lamesFisherbrand12-545-FPour couvrir les glissières. Peut utiliser n’importe quelle lamelle utilisée en laboratoire.
Diététique»nbsp ; Supplémentation
Graines de pousses de brocoliLes graines de brocoli sont commandées et cultivéesen laboratoire.
Boîte de germination de graines de comptoirGraines à germer de Mumm’sUne boîte est utilisée pour germer et faire pousser les graines avant la récolte.
250 mLLe bécher sert à tremper les graines. N’importe quelle taille de bécher qui conviendrait peut être utilisé.
Inflammation maternelle
Lipoplysaccharide (LPS)SigmaL3129L’endotoxine utilisée pour imiter l’inflammation maternelle.
Seringue de 1 mLSeringue BD309659Utilisée pour injecter la rat enceinte.
Calibre (30 g x 1/2)Aiguille BD PrecisionGlide305106Utilisez la plus petite aiguille pour éviter la douleur et l’inconfort.
Solution saline stérile (chlorure de sodium à 0,9 %, USP)Hospiraest utilisée pour dissoudre le LPS.
Weights
ScaleDenver InstrumentPour l’enregistrement des poids. Peut être n’importe quelle échelle avec 2 décimales utilisées en laboratoire.
Réflexes neurodéveloppementaux
TigePeut être un trombone ou un cure-dent. Il s’agit de la préhension des membres antérieurs et postérieurs.
Papier filtre rondWhatman1001 150 15cm de diamètre utilisé pour l’analyse de la démarche.
MinuterieFisher Scientific06-662-51Pour chronométrer le temps alloué au redressement et à la marche.
émousséePeut être un bord d’une table. Il s’agit de placer les membres postérieurs et d’éviter les falaises.
AtterrissagePour lorsque les chiots effectuent un redressement accéléré.
Enregistreur vidéoSonyVCT-D580RMPour enregistrer tous les reflex testés. Doit être capable d’enregistrer à 1/1 000 ips
Bell Pour un sursaut auditif.
Lampe ou coussinPour maintenir la température corporelle des chiots soumis à l’examen.
Bécher de La solution saline émoussée mince Surface en mousse chauffant

Références

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Farber, J. M., Shapiro, B. K., Palmer, F. B., Capute, A. J. The diagnostic value of the neurodevelopmental examination. Clin Pediatr (Phila. 24 (7), 367-372 (1985).
  2. Zafeiriou, D. I. Primitive reflexes and postural reactions in the neurodevelopmental examination). Pediatr. Neurol. 31 (1), 1-8 (2004).
  3. Clancy, B., Finlay, B. L., Darlington, R. B., Anand, K. J. S. Extrapolating brain development from experimental species to humans. Neurotoxicology. 28 (5), 931-937 (2007).
  4. Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Hum. Dev. 3 (1), 79-83 (1979).
  5. Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Prog. Neurobiol. , (2013).
  6. Dobbing, J., Sands, J. Quantitative growth and development of human brain. Arch. Dis. Child. 48 (10), 757-767 (1973).
  7. Tucker, A. M., Aquilina, K., Chakkarapani, E., Hobbs, C. E., Thoresen, M. Development of amplitude-integrated electroencephalography and interburst interval in the rat. Pediatr. Res. 65 (1), 62-66 (2009).
  8. Dean, J. M., et al. Strain-specific differences in perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with. Dev. Neurosci. 33 (3-4), 251-260 (2011).
  9. Back, S. A., Riddle, A., McClure, M. M. Maturation-dependent vulnerability of perinatal white matter in premature birth. Stroke. 38, 724-730 (2007).
  10. Back, S. A., et al. Late oligodendrocyte progenitors coincide with the developmental window of vulnerability for human perinatal white matter injury. J. Neurosci. 21 (4), 1302-1312 (2001).
  11. Downes, N., Mullins, P. The development of myelin in the brain of the juvenile rat. Toxicol. Pathol. 42 (5), 913-922 (2014).
  12. Jakovcevski, I., Filipovic, R., Mo, Z., Rakic, S., Zecevic, N. Oligodendrocyte development and the onset of myelination in the human fetal brain. Front. Neuroanat. 3 (5), (2009).
  13. Fox, W. M. Reflex-ontogeny and behavioural development of the mouse. Anim. Behav. 13 (2), 234-241 (1965).
  14. Lubics, A., et al. Neurological reflexes and early motor behavior in rats subjected to neonatal hypoxic-ischemic injury. Behav. Brain Res. 157 (1), 157-165 (2005).
  15. Futagi, Y., Toribe, Y., Suzuki, Y. The grasp reflex and moro reflex in infants: hierarchy of primitive reflex responses. Int. J. Pediatr. , 191562(2012).
  16. Hashimoto, R., Tanaka, Y. Contribution of the supplementary motor area and anterior cingulate gyrus to pathological grasping phenomena. Eur. Neurol. 40 (3), 151-158 (1998).
  17. Isaza Jaramillo, S. P., et al. Accuracy of the Babinski sign in the identification of pyramidal tract dysfunction. J. Neurol. Sci. 343 (1-2), 66-68 (2014).
  18. Donatelle, J. M. Growth of the corticospinal tract and the development of placing reactions in the postnatal rat. J. Comp. Neurol. 175 (2), 207-231 (1977).
  19. Palanza, P., Parmigiani, S., vom Saal, F. S. Effects of Prenatal Exposure to Low Doses of Diethylstilbestrol, o,p'DDT and Methoxychlor on Postnatal Growth and Neurobehavioral Development in Male and Female Mice. Horm. Behav. 40 (2), 252-265 (2001).
  20. Pantaleoni, G. C., et al. Effects of maternal exposure to polychlorobiphenyls (PCBs) on F1 generation behavior in the rat. Fundam. Appl. Toxicol. 11 (3), 440-449 (1988).
  21. Yeomans, J. S., Frankland, P. W. The acoustic startle reflex: neurons and connections. Brain Res. Rev. 21 (3), 301-314 (1995).
  22. Vinay, L., Brocard, F., Clarac, F. Differential maturation of motoneurons innervating ankle flexor and extensor muscles in the neonatal rat. Eur. J. Neurosci. 12 (12), 4562-4566 (2000).
  23. Geisler, H. C., Westerga, J., Gramsbergen, A. Development of posture in the rat. Acta Neurobiol. Exp.(Wars. 53 (4), 517-523 (1993).
  24. Heinen, K., et al. Gabaa receptor maturation in relation to eye opening in the rat visual cortex). Neuroscience. 124 (1), 161-171 (2004).
  25. Whishaw, I. Q., Gorny, B., Foroud, A., Kleim, J. A. Long-Evans and Sprague-Dawley rats have similar skilled reaching success and limb representations in motor cortex but different movements: some cautionary insights into the selection of rat strains for neurobiological motor research. Behav. Brain Res. 145 (1-2), 221-232 (2003).
  26. Prusky, G. T., Harker, K. T., Douglas, R. M., Whishaw, I. Q. Variation in visual acuity within pigmented, and between pigmented and albino rat strains. Behav. Brain Res. 136 (2), 339-348 (2002).
  27. Wu, L., et al. Dietary approach to attenuate oxidative stress, hypertension, and inflammation in the cardiovascular system. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101 (18), 7094-7099 (2004).
  28. Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual restraint and common compound administration routes in mice and. J. Vis. Exp. (67), (2012).
  29. Rousset, C. I., et al. Maternal exposure to lipopolysaccharide leads to transient motor dysfunction in neonatal rats. Dev. Neurosci. 35 (2-3), 172-181 (2013).
  30. Nguyen, A. T., Bahry, A. M. A., Shen, K. Q., Armstrong, E. A., Yager, J. Y. Consumption of broccoli sprouts during late gestation and lactation confers protection against developmental delay induced by maternal inflammation. Behav. Brain Res. 307, 239-249 (2016).
  31. Black, A. M., Armstrong, E. A., Scott, O., Juurlink, B. J., Yager, J. Y. Broccoli sprout supplementation during pregnancy prevents brain injury in the newborn rat following placental insufficiency. Behav. Brain Res. 291, 289-298 (2015).
  32. Wainwright, P. E. Issues of design and analysis relating to the use of multiparous species in developmental nutritional studies. J. Nutr. 128 (3), 661-663 (1998).
  33. Lazic, S. E., Essioux, L. Improving basic and translational science by accounting for litter-to-litter variation in animal models. BMC Neurosci. 14, 14-37 (2013).
  34. Sergio, D. P., Sanchez, S., Ruben, V. R., Ana, B. R., Barriga, C. Changes in behaviour and in the circadian rhythms of melatonin and corticosterone in rats subjected to a forced-swimming test. J Appl Biomed. 1 (47), (2005).
  35. Castelhano-Carlos, M., Baumans, V. The impact of light, noise, cage cleaning and in-house transport on welfare and stress of laboratory rats. Lab. Anim. 43 (4), 311-327 (2009).
  36. Zimmerberg, B., Ballard, G. A., Riley, E. P. The development of thermoregulation after prenatal exposure to alcohol in rats. Psychopharmacology (Berl. 91 (4), 479-484 (1987).
  37. Fan, L. W., et al. Hypoxia-ischemia induced neurological dysfunction and brain injury in the neonatal rat). Behav. Brain Res. 165 (1), 80-90 (2005).
  38. Smart, J. L., Dobbing, J. Vulnerability of developing brain. VI. Relative effects of foetal and early postnatal undernutrition on reflex ontogeny and development of behaviour in the rat. Brain Res. 33 (2), 303-314 (1971).
  39. Fox, M. W. Neuro-Behavioral ontogeny: A synthesis of ethological and neurophysiological concepts. Brain Res. 2 (1), 3-20 (1966).
  40. Piper, M. C., Mazer, B., Silver, K. M., Ramsay, M. Resolution of neurological symptoms in high-risk infants during the first two years of life. Dev. Med. Child Neurol. 30 (1), 26-35 (1988).
  41. Shiotsuki, H., et al. A rotarod test for evaluation of motor skill learning. J. Neurosci. Methods. 189 (2), 180-185 (2010).
  42. Vorhees, C. V., Williams, M. T. Morris water maze: procedures for assessing spatial and related forms of learning and memory. Nat. Protoc. 1 (2), 848-858 (2006).
  43. Walf, A. A., Frye, C. A. The use of the elevated plus maze as an assay of anxiety-related behavior in rodents. Nat. Protoc. 2 (2), 322-328 (2007).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

R flexe de pr hension des membres ant rieursR flexe de pr hension des membres post rieursTest du r flexe de redressementR flexe de placement des membres post rieursTest d vitement du pr cipiceAnalyse de la d marcheR ponse de sursaut auditifTest de redressement acc l r

Articles connexes