Un protocole pour l'établissement d'un modèle de souris génétiquement modifiée de cancer colorectal par une infection segmentaire adeno-cre et sa surveillance par coloscopie à haute résolution est présentée.
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Article de méthode
Un modèle de souris génétiquement modifiée de cancer colorectal sporadique
Dans cet article
Résumé
Résumé
Malgré les avantages d'une applicabilité et d'une rentabilité faciles, les modèles de souris cancéreuses basées sur l'injection de cellules tumorales ont des limites sévères et ne simulent pas exactement la biologie tumorale et la diffusion de cellules tumorales. Des modèles de souris génétiquement modifiés ont été introduits pour surmonter ces limitations; Cependant, ces modèles sont techniquement exigeants, en particulier dans les grands organes tels que le côlon dans lequel une seule tumeur est souhaitée.
En conséquence, un modèle immunocompétent, souris génétiquement modifiée de cancer colorectal a été développé qui développe des tumeurs hautement uniformes et peut être utilisé pour des études de biologie tumorale ainsi que des essais thérapeutiques. Le développement de la tumeur est déclenché par une infection chirurgicale et segmentaire du côlon distal avec le virus adeno-cre chez les souris mutantes conditionnelles composées. Les tumeurs peuvent être facilement détectées et surveillées par coloscopie. Nous décrivons ici la technique chirurgicale de l'infection adénoculaire segmentaire deLe colon, la surveillance de la tumeur par coloscopie à haute résolution et présente les tumeurs colorectales résultantes.
Introduction
Le cancer colorectal (CRC) continue d'être l'une des principales causes de mortalité liée au cancer dans les pays occidentaux. 1 Alors que le pronostic des patients atteints d'une maladie de stade précoce est bon, de nombreuses tumeurs sont diagnostiquées à des stades ultérieurs où, malgré de nombreuses options de traitement, le pronostic est limité. 2 , 3 , 4 , 5
La majorité des modèles actuels de souris de CRC sont basés sur l'implantation de cellules tumorales dérivées de lignées cellulaires ou de tumeurs patientes en souris immunodéficientes. 6 , 7 , 8 Cela conduit à la localisation et, selon le site d'injection et les cellules tumorales utilisées pour l'injection, parfois des tumeurs métastatiques. 9 , 10 Cependant, les modèles de xénogreffe résultants ont majoR limitations. Ils doivent être établis chez des souris immunodéficientes, éliminant ainsi l'interaction complexe entre la tumeur et le système immunitaire de l'hôte. De plus, comme le stroma tumoral est dérivé de cellules hôtes, l'interaction entre le parenchyme tumoral humain et le stroma murin est défectueuse et n'est donc pas représentative de la maladie. Ces lacunes peuvent être évitées par l'utilisation de lignées cellulaires murines pour injection. Cependant, seules quelques lignes de cellules CRC murines sont disponibles et, semblables à la plupart des lignées de cellules CRC humaines disponibles, sont monoclonales et hautement anaplasiques. 11 En résumé, la plupart des modèles de souris CRC actuellement disponibles sont hautement artificiels et ne sont pas entièrement représentatifs de la maladie humaine.
Les modèles de souris génétiquement modifiés (GEMM) de CRC peuvent éviter ces inconvénients car ils présentent des tumeurs de souris authentiques qui sont créées par l'induction de mutations clés de CRC dans le côlon. 12 , 13 ,14 Ceci peut être réalisé par l'activation de mutations de la lignée germinale conditionnelle (floxed) par la recombinase cré dans la muqueuse colorectale. Alors que dans les GEMM de nombreuses autres entités tumorales, l'expression de la lignée germinale (inducible) conduite par des promoteurs spécifiques de tissu est utilisée, la lignée germique ne peut pas être utilisée dans le côlon car cela conduit à un grand nombre d'adénomes dans tout le colon provoquant la mort par une charge tumorale bénigne à Un très jeune âge. Par conséquent, dans le modèle décrit ici, un creuset exprimant un vecteur adénoviral est utilisé pour infecter un court segment de côlon. Cela conduit à l'induction de la tumorigénèse dans ce segment de la muqueuse à un moment défini par l'investigateur, ce qui entraîne des adénomes qui progressent finalement vers un carcinome invasif et métastatique. Les tumeurs sont des tumeurs de souris authentiques, poussent dans un micro-environnement intact et sont donc capables de simuler l'intégrité de l'oncogenèse colorectale, y compris l'interaction tumeur-hôte et la cascade métastatique. Ce modèle estDonc une plate-forme attrayante pour les études sur la biologie du cancer et les essais thérapeutiques précliniques.
Un inconvénient majeur des modèles de souris génétiquement modifiés de CRC est leur complexité technique. La délivrance de la création locale à l'aide d'enemas rectangulaires adeno-cre chez des souris portant des allèles Apc floxed a été décrite précédemment; Cependant, l'incidence, la multiplicité et l'emplacement des tumeurs intestinales peuvent être très variables avec cette technique. 15 Par conséquent, la technique de confinement de l'infection adéno-creuse par serrage chirurgical du segment à induire a été développée. 13 Nous avons modifié cette procédure afin d'améliorer le bien-être des animaux, ainsi que de réduire la mortalité et le nombre de tumeurs qui en résultent. Avec ce protocole, tous les laboratoires ayant une expérience en chirurgie de petits rongeurs devraient pouvoir reproduire le modèle et produire des tumeurs hautement reproductibles et facilement accessibles à la coloscopie. Selon le m conditionnelLes utilisations utilisées pour la tumorigénèse, le spectre complet de l'adénome, du carcinome invasif et des métastases peuvent être observés. Comme les tumeurs sont situées dans le côlon distal, l'évaluation endoscopique en série est facilement possible dans ce modèle.
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Protocole
Les expériences animales présentées ici ont été revues et approuvées de manière indépendante par un comité institutionnel et gouvernemental de soins et d'utilisation des animaux et ont été menés conformément aux directives de la Fédération des associations de scientifiques de laboratoire (FELASA). Toutes les mesures possibles ont été prises pour minimiser les souffrances, y compris l'anesthésie et l'analgésie ou, si nécessaire, une euthanasie prématurée.
1. Induction locale de tumeur par infection chirurgicale auto-créative
- Préparation des animaux à la chirurgie
REMARQUE: Pratiquement n'importe quelle mutation conditionnelle ("floxed") peut être induite par la méthode décrite ici. L'utilisation de mutations dans les gènes pertinents dans le cancer colorectal comme Apc, Kras ou Tp53 est recommandée. L'efficacité de la recombinaison de la créativité dépend de la taille de la construction à exciser. Les grandes séquences floxed sont excisées de manière moins efficace. La recombinaison de tous les allèles devrait être confirmée dans les tumeurs par PCR.- Pour le développement de tumeurs colorectales, utilisez une croix des allèles conditionnels suivants pour un modèle de base de CRC (numéro de base de données MGI entre parenthèses):
Apc tm2Rak (MGI: 3688435) 16
Kras tm4Tyj (MGI: 2429948) 17
Tp53 tm2Tyj (MGI: 3039263) 18 - Si un allèle rapporteur de fluorescence est nécessaire ( par exemple , pour détecter les micrométastases), utilisez l'allèle suivant:
Gt (ROSA) 26Sur tm6 (CAG-ZsGreen1) Hze (MGI: 3809522) 19
REMARQUE: Toutes les souches ci-dessus sont disponibles via le dépôt de la souris NCI ou le Jackson Laboratory. Aucun jeûne n'est nécessaire car toutes les matières fécales restantes peuvent être évacuées avant l'infection adénovirale. Le jeûne préopératoire conduit à une mortalité périopératoire plus élevée et constitue un stress énorme pour les petits rongeurs. - Utilisez le sévoflurane à 3 à 3,5% en volume pour l'anesthésie générale. Une perte de tLe réflexe de pincement de l'orteil indique une anesthésie suffisante.
- Avant la première incision, injecter 0,05 mg / kg de buprénorphine par voie sous-cutanée.
- Couvrir les yeux de la souris anesthésiée avec une pommade ophtalmique pour éviter la dessiccation de la cornée.
- Placez la souris en position couchée sur une petite table. Utilisez des bandes adhésives non traumatiques pour retenir la souris.
- Raser l'abdomen avec un rasoir électrique (la crème dépilatoire peut être utilisée alternativement) et désinfecter avec des tampons d'alcool ou de l'iode. Utilisez le temps de contact recommandé par le fabricant.
- Couvrir le champ chirurgical avec des rideaux stériles.
NOTE: L'utilisation d'antibiotiques périopératoires est facultative et est assujettie aux lignes directrices institutionnelles. - Utiliser des instruments stériles à usage unique ou stérilisés pour toutes les interventions chirurgicales.
- Pour le développement de tumeurs colorectales, utilisez une croix des allèles conditionnels suivants pour un modèle de base de CRC (numéro de base de données MGI entre parenthèses):
- Laparotomie en ligne médiane et l'exposition du côlon
- Utilisez des ciseaux (les scalpels peuvent être utilisés alternativement) pour effectuer une incision en ligne médiane(~ 15 mm) de la peau sur le bas ventre.
- Ramassez la musculature de la paroi abdominale avec une pince et soigneusement l'inciser avec des ciseaux, ouvrant ainsi la cavité abdominale.
- Identifiez le côlon distal, ne le touchez qu'avec des pinces atraumatic. Serrez le côlon avec une pince délicate ( par exemple , une pince vasculaire Micro Serrefine) d'environ 15 mm à proximité de l'anus.
REMARQUE: accorder une attention particulière à la vulnérabilité du colon en tout temps. La perforation conduit inévitablement à la péritonite et à la septicémie et nécessite l'euthanasie de l'animal.
- Infection segmentaire du côlon par le virus Adeno-cre
- Insérez un tube téflon flexible de manière transanale et avancez-le avec précaution jusqu'à ce qu'il atteigne l'occlusion de la lumière obtenue par la pince préalablement placée à 15 mm du bord anal. N'utilisez pas d'excès de force car cela peut entraîner une perforation.
- Canulez le tube avec une canule 30G, connectez une seringue standard de 1 ml et rincez le coloN avec une solution saline normale afin d'évacuer les matières fécales restantes. Cela peut nécessiter plusieurs ml de solution saline.
- Une fois que le côlon distal est vide, retirez le tube et remplacez-le par un tube de téflon frais et placez-le de nouveau directement distal à la pince comme décrit ci-dessus.
- Occlure le colon avec une deuxième pince ~ 3 mm distale à la pince proximale ( c.-à - d . Sur le tube inséré, ~ 12 mm du bord anal), ce qui entraîne l'infection d'un segment isolé de 3 mm.
REMARQUE: pour l'occlusion distale du segment, les clips de l'artère coronaire de Fogarty se sont révélés les plus appropriés car ils sont caoutchoutés, ce qui conduit à une occlusion étroite du côlon malgré le tube intraluminal entre les branches de la pince. - Utiliser une seconde seringue (1 mL standard avec une canule 30G) pour injecter soigneusement 50 à 80 μL de trypsine-EDTA à 0,25% dans le segment du côlon serré et incuber pendant 10 minutes. Laissez la canule et la seringue attachées au tube Teflon pour empêcher le fluide de fuir.
NOTE: Le côlon doit être gonflé pour briser la barrière de la muqueuse et pour atteindre les cellules souches de la crypte, mais pas trop gonflé pour éviter la perforation du segment serré. - Retirez d'abord la pince distale, puis le tube trypsine.
- Rincer le côlon distal avec ~ 500 μL de solution saline normale pour éliminer la trypsine restante.
- Insérer un nouveau tube en téflon, remettre la pince distale en place et gonfler le segment du côlon avec 50 à 80 μL de solution adénovirale (10 11 unités formant une plaque (PFU) / ml dans une solution salée tamponnée au phosphate) et incuber pendant 30 minutes ( Figure 2A ).
REMARQUE: Ne pas renverser une solution virale car le contact avec l'adéno-cre peut conduire à un développement tumoral chez n'importe quel tissu de souris mutuellement conditionnelles. - Retirez les pinces et le tube.
- Fermeture de l'abdomen et récupération postopératoire
- Fermez la paroi abdominale avec un bon rendement de 6-0 rapidement absorbable(P. Ex. , La polydioxanone (PDS)).
- Fermez la peau avec des bouchons chirurgicaux.
- Placez la souris sur un coussin chauffant réglé à 38 ° C jusqu'à ce qu'il soit complètement récupéré de l'anesthésie.
- Administrer un autre bolus de 0,05 mg / kg buprénorphine ip 12 h après la chirurgie, suivi de bolus de buprénorphine supplémentaires toutes les 12 h si nécessaire.
- Surveiller les souris au moins une fois par jour pour détecter les signes de détresse due à la croissance tumorale.
2. Colonoscopie
NOTE: En fonction des mutations conditionnelles utilisées, l'infection adénovirale conduit à des tumeurs endoscopiquement visibles dans les 2 à 4 semaines. Par conséquent, effectuez la première colonoscopie postopératoire 2 semaines après l'induction adénovirale et répétez toutes les 2 semaines. Un système disponible dans le commerce est recommandé pour la coloscopie murine. 20
- Préparation des animaux pour la coloscopie
REMARQUE: Aucun jeûne n'est requisEd. La matière fœtale restante est généralement bien formée dans le côlon distal et peut être poussée au-delà de la tumeur lors de la coloscopie, rendant ainsi inutile le processus stressant de la jeûne répétée.- Utilisez le sévoflurane à 3 à 3,5% en volume pour l'anesthésie générale. Une perte du réflexe de pincement indique une anesthésie suffisante.
- Couvrir les yeux des souris anesthésiées avec une pommade ophtalmique pour éviter le dessiccation de la cornée.
- Rincez les souris en position couchée sur une petite table.
- Colonoscopie
- Insérez la portée (diamètre 1.9 mm, longueur 10 cm) dans le tractus intestinal à travers l'anus et insuffisez soigneusement l'air sous contrôle visuel pour distendre le côlon. Ne pas insuffler plus d'air que nécessaire pour l'examen.
REMARQUE: Pour l'insufflation d'air, la pompe à air anti-brouillard du système de coloscopie peut être utilisée. Si aucune pompe à air anti-brouillard n'est disponible, toute autre pompe à air avec des réglages de pression très basse peut être utilisée, ou avantAir ssurisé avec une délicate soupape de réduction de pression. Le dioxyde de carbone (CO 2 ) conduit facilement à une acidose chez les petits rongeurs et doit donc être évité. - Presser avec précaution la portée jusqu'à ce qu'une lésion de la muqueuse dans le côlon distal puisse être identifiée ( figure 1A - 1D ).
- Enregistrez les images endoscopiques pour une évaluation ultérieure. Un système de notation endoscopique pour les tumeurs intraluminales a déjà été décrit. 20
- Retirez soigneusement la portée et placez la souris sur un coussin chauffant réglé à 38 ° C jusqu'à ce qu'il soit complètement récupéré de l'anesthésie.
- Insérez la portée (diamètre 1.9 mm, longueur 10 cm) dans le tractus intestinal à travers l'anus et insuffisez soigneusement l'air sous contrôle visuel pour distendre le côlon. Ne pas insuffler plus d'air que nécessaire pour l'examen.
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Résultats
Si elle est correctement réalisée,> 85% des animaux développent des tumeurs. La mortalité de la chirurgie ici présentée est <5%, la mortalité de la coloscopie est pratiquement inexistante. Chez la majorité des souris, une seule lésion est détectée; Dans environ 30% 2 - 3 petits adénomes peuvent être détectés qui se fondent généralement sur une seule tumeur dans les 2 à 3 semaines suivant l'induction de la tumeur.
Le ...
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Discussion
Bien qu'ils soient généralement faciles à générer et à maintenir, les modèles de souris CRC classiques basés sur l'injection de ligne cellulaire sont artificiels et ne sont pas en mesure de récapituler complètement la maladie humaine. En conséquence, les GEMM ont été développés. Le premier CRC GEMM était la souris Apc Min , qui abrite une mutation hétérozygote null dans le gène Apc, imitant ainsi la polypose adénomateuse familiale (FAP) de la maladie héréditaire humaine. 21 Cep...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs n'ont rien à dévoiler.
Remerciements
Ce travail est consacré à la mémoire du professeur Moritz Koch.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| réactifs / consommables | |||
| Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline | Life Technologies GmbH | 14190169 | |
| Trypsine-EDTA (0.25 %, Phenol-Red) | Life Technologies GmbH | 25200072 | |
| Saline normale 0.9 % (E154) | Serumwerk Bernburg AG | 10013 | |
| Aqua ad injectabilia | B. Braun Melsungen AG | 235144 | |
| Ad5CMV-Cre (adénovirus, c = 2E+11 PFU/mL) | Vecteur de transfert de gènes Core Université de l’Iowa | ||
| 15 mL, 50 mL tubes à centrifuger | Greiner Bio-One GmbH | 188271/227270 | |
| Tubes Eppendorf 1,5 mL/ 2 mL | Sarstedt AG & Co. | 72 695 400 | |
| Boîte de Pétri PS 100/15 mm (stérile, Nuclon) | Fisher Scientific GmbH | 10508921/ NUNC150350 | |
| Seringue de 1 mL (sans volume mort) - Injekt-F SOLO Braun | /neoLab | 194291661 | |
| Aiguille d’injection 30G | BECTON DICKINSON | 304000 | |
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Comments |
| Analgesia / anesthesia | |||
| Sevoflurane (Sevoflurane AbbVie) | AbbVie Germany GmbH & Co. KG-Oxygène | ||
| médical | Air Liquide Medical | ||
| (Temgesic) | Indivior Eu Ltd. | - | |
| Bepanthen - pommade ophtalmique | Bayer Vital GmbH | 10047757 | |
| Table Top Research Anesthesia Machine x/O2 Flush w/ Sevoflurane Vaporizer | Parkland Scientific | V3000PS/PK | |
| strong>Name | Company | Numéro de catalogue | Comments |
| Surgical Equipment | |||
| Écouvillons en cellulose | Lohmann & Rauscher Deutschland | 13356 | |
| Seringue à insuline EMG 1 mL (avec canule 30G) | B. Braun Melsungen AG | 9161627S | |
| Tube à alésage fin (alésage : 0,28 mm / diamètre : 0,61 mm) | Smiths Medical Deutschland | 800/100/100 | |
| Pince Micro-Adson Fine | Science Tools | 11018-12 | |
| Ciseaux à iris - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | |
| Olsen-Hegar Porte-aiguille | Outils pour les sciences fines | 12002-12 | |
| Kit AutoClip | Outils pour les sciences fines | 12020-00 | |
| PDS Z1012H 6/0 C1 (suture chirurgicale) | Johnson & Johnson Medical GmbH | Z1012H | |
| Curved Micro Serrefine Vascular Clamp | Fine Science Tools | 18055-05 | |
| Fogarty Spring Clips | Edwards | CDSAFE 6 | |
| Hot Plate 062 | Labotect | 13854 | |
| Isis - Rasoir à cheveux | Aesculap - Braun | - | |
| Name | Company | Numéro de catalogue | Comments |
| Coloscopy | |||
| Cold Light Fountain XENON 175 SCB | Karl Storz | 20132101-1 | Karl Storz Coloview System Mainz |
| Fiber Optic Light Cable | Karl Storz | 69495NL | Karl Storz Coloview System Mainz |
| TRICAM Tête de caméra à trois puces | Karl Storz | 20221030 | Karl Storz Coloview System Mainz |
| TRICAM SLII Unité de commande de caméra | Karl Storz | 20223011-1 | Karl Storz Coloview System Mainz |
| Moniteur à écran plat 15" EndoVue | Karl Storz Karl Storz | 9415NN | Karl Storz Coloview System Mainz |
| Télescope HOPKINS Straight Forward diamètre 1,9 mm ; longueur 10 cm autoclavable transmission de la lumière par fibre optique incorporée | Karl Storz | 64301AA | |
| Gaine de protection et d’examen | Karl Storz | 61029C |
Références
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