Protocole pour évaluer les effets relatifs de l’environnement et de la génétique sur le cartilage de wapiti pur et la croissance du corps pour une longue durée de vie de cervidés

Résumé

Différences phénotypiques entre les populations de cervidés peuvent être liés à la génétique au niveau des populations ou de nutrition ; discerner qui est difficile à l’état sauvage. Ce protocole décrit comment nous avons conçu une étude contrôlée où la variation nutritionnelle a été éliminée. Nous avons constaté que la variation phénotypique du cerf mâle était plus limitée par nutrition que génétique.

Résumé

Cervidés phénotype peut être placé dans l’une des deux catégories : efficacité, ce qui favorise la survie au cours de la croissance extravagante morphométriques et luxe, qui favorise la croissance de la taille de corps et d’armes. Les populations d’une même espèce présentent chaque phénotype selon les conditions environnementales. Bien qu’andouiller et la taille corporelle des mâles le cerf de Virginie (Odocoileus virginianus) varie selon la région physiographique dans le Mississippi, USA et est fortement corrélée avec des variations régionales en qualité nutritionnelle, les effets de la génétique au niveau des populations de stocks indigènes et des efforts antérieurs de re-stockage non négligeable. Ce protocole décrit comment nous avons conçu une étude contrôlée, où les autres facteurs qui influent sur le phénotype, comme l’âge et de la nutrition, sont contrôlés. Nous avons apporté des sauvages les femelles gravides et faons de six mois dans trois régions physiographiques distinctes dans le Mississippi, USA à l’unité de cerf Mississippi State University Rusty Dawkins Memorial. Cerf de la même région ont été élevés pour produire une seconde génération de descendants, nous permettant d’évaluer les réponses générationnelles et effets maternels. Tous les cerfs mangeaient la même qualité (pastille de cerf 20 % protéines brutes) alimentation ad libitum. Unique, nous avons marqué chaque nouveau-né et enregistré corps masse, arrière pied et longueur totale du corps. Chaque chute, nous sous sédation particuliers via injection distante et échantillonné les mêmes morphométrie plus bois d’adultes. Nous avons trouvé que tous morphométrie a augmenté dans la taille de la première à la deuxième génération, avec pleine compensation de la taille (variation régionale n’est plus présente) et une compensation partielle de la masse corporelle (des preuves d’une variation régionale) évidente dans la deuxième génération. Deuxième génération les hommes qui proviennent de notre région la plus pauvre qualité du sol affichée sur une augmentation de 40 % dans la taille et sur une augmentation de 25 % en masse par rapport à leurs homologues sauvages récoltées. Nos résultats indiquent la variation phénotypique de sauvage mâle le cerf de Virginie dans le Mississippi sont plus liés à des différences de qualité nutritionnelle que la génétique au niveau des populations.

Introduction

Des facteurs environnementaux, qu'une mère éprouve pendant la gestation et de lactation peuvent influencer phénotype de sa progéniture, indépendante du génotype^1,2,3. Les mères qui vivent dans des environnements de haute qualité susceptibles produira progéniture qui présentent un phénotype de luxe (grand andouiller et corps taille⁴), tandis que les mères qui vivent dans un environnement de faible qualité peuvent produire une progéniture qui présentent un phénotype d’efficacité (petit andouiller et corps taille⁴). Par conséquent, persiste dans un environnement de qualité peut permettre à une mère de produire une descendance mâle avec grands caractères phénotypiques, qui peuvent influer directement sur reproduction possibilités^{5,6,7,8 de la descendance} et influencer indirectement aptitude inclusive de la mère.

Bien que la nutrition influence directement les caractéristiques phénotypiques taxons (Ursus americanus, Ursus arctos⁹; Liasis fuscusI ¹⁰; Larus michahellis ( ¹¹), plusieurs facteurs peuvent affecter les phénotypes de cerfs de Virginie dans le Mississippi, USA. Taille de cartilage de wapiti pur et le corps sont environ un tiers plus grande pour certaines populations par rapport aux autres¹². Cette variation est fortement corrélée avec le fourrage qualité^13,14; les plus grands mâles sont trouvent dans des zones à la plus grande qualité du fourrage. Toutefois, des efforts de restauration historique du cerf de Virginie dans le Mississippi peuvent ont conduit à des goulets d’étranglement génétiques et/ou fondateur effets^15,16, qui peuvent partiellement expliquer une partie de la variation régionale dans le phénotype de cerfs de Virginie.

Nous fournissons le protocole que nous permettant de contrôler la qualité nutritionnelle des sauvages le cerf de Virginie, qui nous a permis de déterminer si le phénotype mâle est limitée par la population au niveau génétique. Ce protocole nous a également permis de déterminer si les effets maternels du retard étaient présents dans nos populations. Notre modèle contrôlé est préférentiel à des études menées sur les populations allant gratuites qui sont limitées à l’utilisation de variables environnementales en tant que proxy pour les restrictions alimentaires^3,17. Notre modèle contrôlé permet également pour d’autres variables comme potentiel chronique stress liés à social interactions qui doit se tenir constamment que tous les individus sont soumis à un logement similaire et des pratiques d’élevage. En outre, parce que la nutrition influe directement sur les autres aspects de l’histoire de la vie variant entre reproduction et survie^18,19, contrôler la nutrition permet aux chercheurs d’évaluer d’autres variables qui influent sur les aspects de l’histoire de vie chez les mammifères. Des protocoles comparables ont été décrites pour évaluer les questions liées aux aspects d’histoire de vie pour les autres ongulés en Amérique du Nord (p. ex., ^20,21).

Protocole

Énoncé d’éthique : Le comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université d’État du Mississippi a approuvé toutes les techniques de capture, de manipulation et de marquage conformément aux protocoles 04-068, 07-036, 10-033 et 13-034.

1. Établir des sites de capture, immobiliser et transporter des cerfs de Virginie sauvages

1. Identifier les propriétés publiques et privées qui sont inscrites au programme d’aide à la gestion des cerfs²² et établir des sites de capture ≥29 dans trois régions sources du Mississippi, aux États-Unis.
   1. Identifier plusieurs sites de capture dans chaque région source pour s’assurer que la gamme de variations génétiques présentes dans la population régionale est saisie.
   2. Remarque : Ici, les régions d’origine comprenaient le delta, qui représente près de 17 % de la superficie totale des terres du Mississippi, aux États-Unis, et est considéré comme une région de sol de haute qualité avec l’agriculture comme principale utilisation des terres^23,24. Tous les animaux à l’étude ont été capturés dans cette région dans l’aire de répartition de O. v. virginianus²⁵. Parmi les autres régions, citons la région du lœss mince (lœss mince supérieur et inférieur combinés), qui représente près de 14 % de la superficie totale des terres du Mississippi, aux États-Unis, et qui est considérée comme une région de sol de qualité moyenne. L’agriculture est également l’une des principales utilisations des terres dans la région du lœss mince, bien qu’elle ne soit pas aussi répandue que dans la région du Delta^23,24. Tous les animaux à l’étude ont été capturés dans cette région dans l’aire de répartition de O. v. virginianus²¹. Enfin, la région pédologique de la plaine côtière inférieure (LCP) comprend près de 22 % du Mississippi et est classée comme une région de sol de faible qualité. Les principales utilisations des terres dans le LCP sont la production de bois de pin et le pâturage du bétail^23,24. Le PAFR chevauche également l’aire de répartition géographique d’O. v. osceola ; quatre des six populations sources se trouvaient dans un rayon de 21 km de cette aire de répartition ²⁵). Cette sous-espèce a été décrite comme étant plus petite que O. v. virginianus²⁶.

Figure 1 : Populations sources. Régions physiographiques où des mères gestantes et des faons ont été capturés dans le Mississippi, aux États-Unis. Cette figure a été modifiée de reference³¹. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Choisir des sites de capture potentiels qui répondent aux critères suivants : caractéristiques de l’habitat propices au déplacement des cerfs, proximité des routes d’accès et répartition dans l’ensemble de la zone d’étude.
   REMARQUE : Les sites de capture doivent permettre de dissimuler le technicien de capture.
   1. Sites d’appâtage avec environ 10 kg de maïs décortiqué pour inciter les cerfs à visiter et évaluer l’utilisation en fonction de la consommation d’appâts et des cerfs photographiés par des caméras sensibles au mouvement. Se déplacer vers d’autres sites si les cerfs ne se rendent pas aux sites appâtés dans les 5 à 7 jours.
3. Pendant les événements de capture, asseyez-vous dans un « support » dissimulé.
   1. Placez-vous à environ 20 m sous le vent du tas d’appâts, en tenant compte de la direction du vent dominant afin que les cerfs qui s’approchent de l’appât soient moins en mesure de sentir l’odeur du technicien de capture.
      REMARQUE : Les supports surélevés sont fortement préférés et les harnais de sécurité sont nécessaires. Il existe plusieurs variantes de stands avec une variété de sources commerciales et l’utilisation varie selon les préférences personnelles. Par exemple, un support verrouillable comprendrait des sièges avec une échelle d’accès attachée à un arbre avec des sangles. Les supports d’escalade portables peuvent être transportés par le technicien de capture et permettent une mobilité accrue car le technicien peut choisir un arbre spécifique une fois arrivé sur le site de capture. Les supports d’escalade portables sont limités à une utilisation dans des arbres droits sans branches jusqu’à la hauteur choisie.
4. Utilisez un pistolet à fléchettes couplé à une fléchette de radiotélémétrie de 3 cc pour délivrer un mélange de HCl de télétamine (4,4 mg/kg) et de HCl de xylazine (2,2 mg/kg).
   1. Planifiez les efforts de capture de manière à ce qu’ils coïncident avec le cycle d’activité crépusculaire typique de deer²⁷. Commencez chaque tentative de capture 2 à 3 heures avant le coucher du soleil.
   2. Continuez à capturer les événements pendant 2 à 3 heures après le coucher du soleil à l’aide de lunettes de vision nocturne et d’un laser à point rouge pour placer les cerfs si les cerfs ne sont pas capturés pendant la journée.
   3. Tirez sur les cerfs lorsqu’ils sont de travers et immobiles.
      REMARQUE : Le quartier arrière du cerf est la cible car il a un tissu musculaire important et est situé loin du cœur et des poumons.
   4. Attendez environ 15 minutes que les animaux cibles (faons de six mois des deux sexes ou femelles adultes enceintes) soient complètement immobilisés avant de les localiser à l’aide d’un équipement de radiotélémétrie directionnelle.
   5. Confirmez que les personnes sont sous sédation en vérifiant les réflexes oculaires (clignement des yeux). Appliquez ensuite une pommade ophtalmique sur les yeux et bandez les yeux des cerfs pour réduire le stress.
      REMARQUE : La perte de thermorégulation est une conséquence de l’immobilisation.
   6. Utilisez un thermomètre rectal pour évaluer la température corporelle après la récupération. Réchauffez les cerfs avec des couvertures chauffantes si la température de l'animal est inférieure à 37,7 °C. Rafraîchissez les cerfs avec des sacs de glace si la température de l'animal est supérieure à 40,0 °C.
   7. Placez le cerf en position sternale sur une civière de style militaire et transportez-le du lieu de capture à une remorque fermée.
   8. Après avoir placé le cerf dans la remorque, inversez les effets de la xylazine HCl avec 0,125 mg/kg de yohimbine HCl²⁸.
   9. Transporter tous les cerfs capturés à l’installation de captivité souhaitée (p. ex., Rusty Dawkins Memorial Deer Unit de l’Université d’État du Mississippi ; MSU Deer Unit) et de les séparer par région source.

2. Installations en captivité et pratiques générales d’élevage des animaux de recherche

REMARQUE : L’unité de chasse au cerf de l’USM est subdivisée en cinq enclos de 0,4 à 0,8 ha.

1. Couvrez chaque côté de chaque stylo avec un chiffon d’ombrage pour agir comme une barrière visuelle et physique entre les stylos. La toile d’ombrage aide à réduire les blessures et fournit de l’ombre pendant les mois d’été.
2. Placez 1 à 2 stores surélevés à une extrémité de chaque stylo pour faciliter les événements de dardage pendant la collecte de données.
3. Placez deux mangeoires de type auge aux extrémités séparées de chaque enclos pour réduire la concurrence pour la nourriture entre les cerfs. Prévoyez également un abreuvoir dans chaque enclos.
4. Fournir aux cerfs une alimentation de qualité (20 % de granulés de cerf à base de protéines brutes) à volonté.
   REMARQUE : Ici, les fourrages supplémentaires disponibles dans les enclos comprenaient (Trifolium spp) et la fétuque (Festuca spp) ainsi que des graminées spontanées et des plantes herbacées non graminoïdes.
5. S’il y en a, conserver les fourrages disponibles dans les enclos à l’aide d’un mélange d’herbicides pour lutter contre les mauvaises herbes à feuilles larges et les graminées à l’aide des doses de mélange indiquées sur les étiquettes respectives.
   REMARQUE : Il sera probablement nécessaire d’utiliser des installations hors campus pour loger des mâles de ≥ 5,5 mois. Ces installations consistaient en deux enclos de 0,7 ha sur chacune des trois propriétés, avec des pratiques d’élevage similaires à celles de l’unité de chasse au cerf de la MSU.

Figure 2 : Emplacements des installations captives. Zone d’étude où se trouvaient les installations satellites et l’unité de cerfs de l’Université d’État du Mississippi (MSU). Les zones ombragées indiquent les comtés d’Oktibbeha (A), de Noxubee (B), d’Attala (C), de Scott (D) et de Copiah (E), du Mississippi, aux États-Unis. Cette figure a été modifiée de reference³⁴. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

3. Contrôle des parasites et des maladies

1. Surveiller les animaux de recherche pour détecter les parasites des vers ronds (Strongyloides spp) à l’aide de la flottaison fécale avec des parasites mesurés en œufs par gramme (EPG).
   1. S’il est présent à des concentrations élevées, lutter contre le parasite en administrant un vermifuge granulé (principe actif fenbendazole) à raison d’environ 0,77 kg de vermifuge granulé par 22,7 kg d’aliment au cours du mois de mai.
   2. Si les niveaux de parasites restent élevés après le traitement initial, utiliser un traitement à l’ivermectine (5 mg/mL)²⁹, mélangé à raison de 2 mL/0,45 kg et administrer aux animaux à raison de 0,45 kg d’aliment traité par 45,4 kg de masse animale.
      REMARQUE : La maladie hémorragique épizootique est parfois une maladie virale mortelle transmise par un moucheron piqueur (Culicoides spp) pendant les mois d’été et d’automne. Le cas échéant, traiter l’installation de recherche avec un insecticide (5 % d’insecticide à très faible volume) 2 à 3 fois par semaine du 1er juillet au 1er octobre pour réduire la prévalence des vecteurs parmi les animaux de recherche. Vaporisez cet insecticide à l’intérieur de chaque enclos et autour du périmètre de l’installation environ 90 minutes avant le coucher du soleil officiel à l’aide d’un brumisateur. Les méthodes privilégiées pour lutter contre les parasites et les maladies sont uniques à chaque installation de captivité. Des vétérinaires doivent être consultés lors de toute recherche sur des animaux sauvages en captivité afin d’assurer la santé et la sécurité des animaux.

4. Collecte de données

Figure 3 : Collecte de données sur les faons nouveau-nés. Mesure de la longueur du pied postérieur d’un faon nouveau-né à l’unité Rusty Dawkins Memorial Deer Unit de l’Université d’État du Mississippi dans le comté d’Oktibbeha, Mississippi, États-Unis. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

1. Fouillez quotidiennement l’installation de captivité à la recherche de faons pendant la saison de parturition.
   1. Marquez de manière unique les faons nouveau-nés avec des étiquettes d’oreille en plastique de taille moyenne à l’aide d’un étiqueteur d’oreille avec un antibiotique appliqué à l’extrémité masculine de l’étiquette pour prévenir une infection potentielle. Placez l'étiquette d'oreille au centre de l'oreille du faon.
   2. Mesurez la masse corporelle (0,01 kg le plus proche) à l’aide d’une balance numérique et mesurez la longueur du pied arrière et la longueur totale du corps (mm le plus proche).
   3. Prélevez des échantillons de cheveux et envoyez-les à un site distant pour l’attribution de la filiation (voir la Table des matières).
      REMARQUE : L’attribution de la filiation a été effectuée à l’aide de l’ADN basé sur une base de données de langage de requête personnalisée, exclusive, non statistique, structurée. Dans la comparaison des allèles par paires, le site d’attribution de la filiation à distance a attribué la filiation lorsqu’il a exclu tous les pères sauf un et une mère sur la base d’un allèle partagé de chaque parent à tous les loci testés (B. G. Cassidy, communication personnelle). Cette méthode d’attribution de la filiation a également été utilisée dans des recherches antérieures menées sur des cerfs de Virginie en captivité^30,31.
   4. Administrer 2 cc d’anatoxine Clostridium perfringens de types C et D et d’antitoxine Clostridium perfringens de types C et D par voie sous-cutanée et administrer 0,3 cc/kg d’ivermectine dans du propylène glycol (Mississippi State University Veterinary School, Mississippi, États-Unis) par voie orale à chaque faon.
2. Immobiliser chimiquement les mâles adultes (≥1,5 ans) en octobre et novembre pour la collecte de données.
   1. Immobiliser les adultes en enclos à l’aide de la même combinaison de télétamine HCl et de xylazine HCl utilisée pour la capture d’animaux sauvages (étape 1.4).
   2. Pendant les séances de sédation, promenez le technicien qui s’élancera jusqu’à l’extrémité de l’enclos où se trouvent les stores surélevés. Ayez un seul technicien dans chacun des deux stores.
   3. Demandez à la personne qui a accompagné le technicien jusqu’à l’aveugle de revenir à l’extrémité opposée de l’enclos.
      REMARQUE : Les cerfs s’éloignent de ces techniciens et se placent devant les stores où les techniciens sont en position de prendre des tirs éthiques sur chaque cerf.
   4. Tirez sur les cerfs lorsqu’ils sont de travers et immobiles (section 1.4).
   5. Attendez environ 15 min que les animaux dards soient complètement immobilisés avant de s’en approcher.
   6. Confirmez que les personnes sont sous sédation en vérifiant les réflexes oculaires (clignement des yeux). Appliquez une pommade ophtalmique sur les yeux et bandez les yeux des cerfs pour réduire le stress.
   7. Une fois que les dards ont réussi à endormir un cerf, surveillez son état vital.
      1. Utilisez un thermomètre rectal pour évaluer la température corporelle après la récupération. Réchauffez les cerfs avec des couvertures chauffantes si la température de l'animal est inférieure à 37,7 °C. Rafraîchissez les cerfs avec des sacs de glace si la température de l'animal est supérieure à 40,0 °C.
   8. Chargez le cerf sur une civière de style militaire et transportez-le via un véhicule utilitaire jusqu’à une zone de collecte de données prédéterminée.
   9. Une fois transporté, notez les mêmes mesures morphométriques enregistrées à la naissance (étape 4.1).
      1. Mesurez la masse corporelle (0,01 kg le plus proche) à l’aide d’une balance numérique et mesurez la longueur du pied arrière et la longueur totale du corps (mm le plus proche).
         REMARQUE : Chaque cerf réagit différemment à la combinaison de médicaments utilisée pendant les événements de sédation, alors administrez environ 0,1 à 0,3 cc du mélange de télétamine HCl et de xylazine HCl (en fonction de la masse corporelle d’un cerf individuel) si un individu sort de la sédation avant la fin de la collecte de données.
   10. Administrer des quantités appropriées d’antibiotique, d’ivermectine, d’un vaccin contre la leptiprose et d’un vaccin contre la leptospirose à tous les cerfs après leur transport vers la zone de collecte de données (voir rubriques 1 et 3).
3. Prenez trois mesures des bois des mâles adultes à l’aide d’un ruban à mesurer pendant que l’animal est sous sédation.
   1. Mesurez l’étalement intérieur (la plus grande distance entre les poutres principales), la circonférence basale (le plus petit diamètre situé entre la meule et la dent G1) et la longueur de la poutre principale (distance entre la base du bois et l’extrémité de la poutre principale) des bois avant l’enlèvement des bois.
   2. Retirez les bois à environ 3 cm au-dessus de la bavure à l’aide d’une scie alternative. N’enlevez pas les bois de moins de 3 cm.

Figure 4 : Collecte de données sur les mâles adultes. Enlèvement des bois à l’aide d’une scie alternative d’un cerf de Virginie mâle adulte en captivité. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

4. Une fois que toutes les données ont été recueillies sur l’individu sous sédation, placez le cerf dans l’enclos approprié et administrez soit 0,125 mg/kg de yohimbine HCl²⁸, soit 4,0 mg/kg de tolazoline HCl³² pour inverser les effets de la xylazine HCl. Surveillez les individus pour vous assurer qu’ils restent en position sternale jusqu’à ce qu’ils sortent de la sédation et qu’ils soient complètement alertes.
   REMARQUE : Si des complications surviennent et que les animaux doivent être euthanasiés, l’euthanasie par luxation cérébrale par étourdissement par étourdissement et la section de la veine jugulaire sont des moyens éthiques d’éliminer l’animal.
5. Amenez les bois à un endroit désigné pour terminer de mesurer la taille des bois.
   1. Mesurez chaque dent individuelle dépassant de la poutre principale (G1, G2, G3, etc.) et les points anormaux supplémentaires à l’aide de wire.
      REMARQUE : Les points qui n’ont pas de contrepartie correspondante sur la poutre principale opposée ou qui ne sont pas conformes à la définition d’un ensemble typique de bois de cerf sont définis par le Boone and Crockett Club³³.
   2. Enroulez le fil autour de l’endroit où la dent croise la poutre principale et marquez ce point comme référence.
   3. Mesurez à partir de ce point de référence jusqu’à la pointe de la dent et répétez l’opération pour chaque dent.
   4. Collectez les mesures de circonférence restante en identifiant le plus petit point entre les dents G1 et G2 (circonférence H2), les dents G2 et G3 (circonférence H3) et les dents G3 et G4 si présentes (circonférence H4).
   5. Si la dent G4 n’est pas présente, mesurez la distance entre le point médian de la dent G3 et l’extrémité de la poutre principale et mesurez la circonférence H4 à mi-chemin.
   6. Mesurez moins de quatre circonférences lorsque les bois contiennent moins de trois dents.
      REMARQUE : Par exemple, une poutre principale avec deux points typiques ne comprend que trois mesures de circonférence. Les individus peuvent utiliser d’autres lignes directrices (Safari Club International) pour calculer la taille des bois ; Cependant, des méthodes cohérentes doivent être utilisées pour chaque animal afin d’obtenir une comparaison valide.
   7. Après avoir effectué toutes les mesures, calculez un score de bois similaire au score brut non typique de Boone et Crockett³³.
   8. Pesez les bois à 0,1 g près à l’aide d’une balance numérique scientifique et attribuez une masse critique minimale des bois de 1 g aux animaux de première année dont les bois sont inférieurs à 3 cm.
6. Immobiliser chimiquement les juvéniles en enclos à l’âge d’environ 5,5 mois en utilisant les mêmes méthodes que les adultes (section 4.2) et marquer les juvéniles à l’aide d’une grande étiquette d’oreille en plastique (étape 4.1.1).
   1. Utilisez les mêmes taux de mélange de médicaments pour immobiliser les adultes en captivité que ceux utilisés pour immobiliser les cerfs sauvages (section 1).
   2. Prélever les mêmes mesures que celles recueillies à la naissance (étape 4.1.2) et administrer les mêmes mesures prophylactiques que les adultes (section 4.2).
      REMARQUE : Une fois que toutes les données ont été recueillies, transportez chaque mâle juvénile à son installation satellite désignée au hasard par remorque.

5. Produire une progéniture de première et de deuxième génération

1. Classer les faons de six mois capturés dans la nature et la progéniture née dans l’installation de captivité de mères capturées dans la nature comme des individus de première génération.
2. Pendant la saison de reproduction, placez deux mâles avec 7 à 16 femelles pour un rapport de masculinité moyen de reproduction d’un mâle pour huit femelles.
   REMARQUE : Choisir les mâles reproducteurs dans les installations satellites en fonction de leur apparence physique, car les mâles les plus sains (bois les plus grands et taille du corps) sont les plus susceptibles de servir les femelles pendant toute la saison de reproduction sans subir de blessures en raison de la nature agressive des mâles pendant la saison de reproduction.
   1. Ne laissez les cerfs se reproduire qu’avec d’autres individus de la même région d’origine (p. ex., les mâles Delta élèvent des femelles Delta, les mâles de lœss mince élèvent des femelles de lœss mince et les mâles LCP élèvent des mâles LCP).
3. Classer les cerfs conçus par les parents de première génération comme une progéniture de deuxième génération. Élevez ces individus en captivité dès la naissance et nourrissez-les avec la même alimentation de haute qualité que leurs parents.
   REMARQUE : Les femelles peuvent produire une progéniture plusieurs années, mais généralement avec des taureaux différents chaque année. Recueillir les mêmes données sur la progéniture de deuxième génération que sur les individus de première génération et les individus capturés dans la nature.

Résultats

Âge des individus, qualité nutritionnelle et la génétique influence cerf mâle phénotype. Notre conception de l’étude nous a permis de contrôler la qualité du cerf nutrition consommaient et nous a permis d’identifier l’âge de chaque cerf des comparaisons valables dans les classes d’âge. En contrôlant la nutrition et l’âge avec notre conception de l’étude, nous pouvions mieux comprendre si la génétique au niveau des populations ont été limitant le phénotype des mâles provenant de deux popul...

Discussion

Il y a plusieurs étapes associées à notre protocole ; Cependant, il y a quatre étapes essentielles qui doivent être prises pour assurer le succès avec ce protocole. Tout d’abord, lors de la capture de cervidés sauvages, il doit y avoir plusieurs lieux de capture dans toute une région source unique (étape 1.1.1). Ayant plusieurs sites de capture s’assure que toute variabilité génétique associée à la région source est représentée parmi les cerfs. Deuxièmement, cerf doit demeurer séparés par région d’origine au cours de la ...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Harnais
maïs
modèle 196	projecteur Pneu-Dart, Pennsylvanie, États-Unis
3cc fléchettes de radio-télémétrie	(Pneu-Dart, Pennsylvanie, États-Unis)
Différentes tailles Fléchettes  ;	(Pneu-Dart, Pennsylvanie, États-Unis)
Télétamine HCl  ;	(Telazol, Fort Dodge Animal Health, Iowa, États-Unis)
Xylazine HCl  ;	(West Texas Rx Pharmacy, Amarillo, Texas, États-Unis)
Yhoimbine HCl
Tolazoline HCl
Style Gurney
Rectal Thermometer
Cloth Shade
20 % Crude Protein Deer Pellets  ;	(Purina AntlerMax Professional High Energy Breeder 59UB, Purina, Missouri, États-Unis)
Mangeoires
Trèfle commercial  ;	(Durana Clover, Pennington Seed Co., Géorgie, États-Unis)
Fétuque commerciale  ;	(Max-Q Festuque, Pennington Seed Co., Géorgie, États-Unis)
Couvertures
Ice Packs
Lutte contre les mauvaises herbes à feuilles larges (2, 4-DB Herbacide, Butyrac 200)
Lutte contre l’herbe  ;	(Poast Herbacide, BASF Co.)
vermifuge en granulés	Safeguard Co.,  ;		ingrédient actif fenbendazole
Traitement du parasite à verser  ;	(Ivomec, Comté de Merial)
	Contre-courant insecticide, McLaughlin Gormley King Co.)  ;
Étiquettes d’oreille en plastique de taille moyenne et grande  ;	(Allflex, Texas, États-Unis)
Site distant attribué à	DNA Solutions Animal Solutions Manager (DNA Solutions, Oklahoma, États-Unis)
Balance numérique suspendue	(Moultrie, EBSCO Industries, Inc.)  ;
Ruban à mesurer
Clostridium perfringens Types C et D Anatoxine essentielle 3	(Colorado Serum Co.)
Antitoxine de type C et D de Clostridium perfringens d’origine équine	(Colorado Serum Co.)
Ivermectine dans le propylène glycol
Antibiotique	(Nuflor, Schuering-Plough Animal Health Corp., New Jersey, États-Unis)
Ivermectine  ;	(Norbrook Labratories, LTD., Down, Irlande du Nord, Royaume-Uni)
Vaccin contre la leptospirose	(Vision 7 avec SPUR, Ivesco LLC, Iowa, États-Unis)
Vaccin contre la leptospirose  ;	(Leptoferm-5, Pfizer, Inc., New York, USA)
Remorque de transport
Scie alternative  ;	(DEWALT, Maryland, États-Unis)
Échelle numérique scientifique  ;	(Global Industrail, Global Equipment Company Inc)
			à mesurer Antler
Fogger
	(Allflex, Texas, États-Unis)
Étiqueteuse d’oreille en plastique	(Allflex, Texas, États-Unis)