Différences phénotypiques entre les populations de cervidés peuvent être liés à la génétique au niveau des populations ou de nutrition ; discerner qui est difficile à l’état sauvage. Ce protocole décrit comment nous avons conçu une étude contrôlée où la variation nutritionnelle a été éliminée. Nous avons constaté que la variation phénotypique du cerf mâle était plus limitée par nutrition que génétique.
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Article de méthode
Protocole pour évaluer les effets relatifs de l’environnement et de la génétique sur le cartilage de wapiti pur et la croissance du corps pour une longue durée de vie de cervidés
Dans cet article
Résumé
Résumé
Cervidés phénotype peut être placé dans l’une des deux catégories : efficacité, ce qui favorise la survie au cours de la croissance extravagante morphométriques et luxe, qui favorise la croissance de la taille de corps et d’armes. Les populations d’une même espèce présentent chaque phénotype selon les conditions environnementales. Bien qu’andouiller et la taille corporelle des mâles le cerf de Virginie (Odocoileus virginianus) varie selon la région physiographique dans le Mississippi, USA et est fortement corrélée avec des variations régionales en qualité nutritionnelle, les effets de la génétique au niveau des populations de stocks indigènes et des efforts antérieurs de re-stockage non négligeable. Ce protocole décrit comment nous avons conçu une étude contrôlée, où les autres facteurs qui influent sur le phénotype, comme l’âge et de la nutrition, sont contrôlés. Nous avons apporté des sauvages les femelles gravides et faons de six mois dans trois régions physiographiques distinctes dans le Mississippi, USA à l’unité de cerf Mississippi State University Rusty Dawkins Memorial. Cerf de la même région ont été élevés pour produire une seconde génération de descendants, nous permettant d’évaluer les réponses générationnelles et effets maternels. Tous les cerfs mangeaient la même qualité (pastille de cerf 20 % protéines brutes) alimentation ad libitum. Unique, nous avons marqué chaque nouveau-né et enregistré corps masse, arrière pied et longueur totale du corps. Chaque chute, nous sous sédation particuliers via injection distante et échantillonné les mêmes morphométrie plus bois d’adultes. Nous avons trouvé que tous morphométrie a augmenté dans la taille de la première à la deuxième génération, avec pleine compensation de la taille (variation régionale n’est plus présente) et une compensation partielle de la masse corporelle (des preuves d’une variation régionale) évidente dans la deuxième génération. Deuxième génération les hommes qui proviennent de notre région la plus pauvre qualité du sol affichée sur une augmentation de 40 % dans la taille et sur une augmentation de 25 % en masse par rapport à leurs homologues sauvages récoltées. Nos résultats indiquent la variation phénotypique de sauvage mâle le cerf de Virginie dans le Mississippi sont plus liés à des différences de qualité nutritionnelle que la génétique au niveau des populations.
Introduction
Des facteurs environnementaux, qu'une mère éprouve pendant la gestation et de lactation peuvent influencer phénotype de sa progéniture, indépendante du génotype1,2,3. Les mères qui vivent dans des environnements de haute qualité susceptibles produira progéniture qui présentent un phénotype de luxe (grand andouiller et corps taille4), tandis que les mères qui vivent dans un environnement de faible qualité peuvent produire une progéniture qui présentent un phénotype d’efficacité (petit andouiller et corps taille4). Par conséquent, persiste dans un environnement de qualité peut permettre à une mère de produire une descendance mâle avec grands caractères phénotypiques, qui peuvent influer directement sur reproduction possibilités5,6,7,8 de la descendance et influencer indirectement aptitude inclusive de la mère.
Bien que la nutrition influence directement les caractéristiques phénotypiques taxons (Ursus americanus, Ursus arctos9; Liasis fuscusI 10; Larus michahellis ( 11), plusieurs facteurs peuvent affecter les phénotypes de cerfs de Virginie dans le Mississippi, USA. Taille de cartilage de wapiti pur et le corps sont environ un tiers plus grande pour certaines populations par rapport aux autres12. Cette variation est fortement corrélée avec le fourrage qualité13,14; les plus grands mâles sont trouvent dans des zones à la plus grande qualité du fourrage. Toutefois, des efforts de restauration historique du cerf de Virginie dans le Mississippi peuvent ont conduit à des goulets d’étranglement génétiques et/ou fondateur effets15,16, qui peuvent partiellement expliquer une partie de la variation régionale dans le phénotype de cerfs de Virginie.
Nous fournissons le protocole que nous permettant de contrôler la qualité nutritionnelle des sauvages le cerf de Virginie, qui nous a permis de déterminer si le phénotype mâle est limitée par la population au niveau génétique. Ce protocole nous a également permis de déterminer si les effets maternels du retard étaient présents dans nos populations. Notre modèle contrôlé est préférentiel à des études menées sur les populations allant gratuites qui sont limitées à l’utilisation de variables environnementales en tant que proxy pour les restrictions alimentaires3,17. Notre modèle contrôlé permet également pour d’autres variables comme potentiel chronique stress liés à social interactions qui doit se tenir constamment que tous les individus sont soumis à un logement similaire et des pratiques d’élevage. En outre, parce que la nutrition influe directement sur les autres aspects de l’histoire de la vie variant entre reproduction et survie18,19, contrôler la nutrition permet aux chercheurs d’évaluer d’autres variables qui influent sur les aspects de l’histoire de vie chez les mammifères. Des protocoles comparables ont été décrites pour évaluer les questions liées aux aspects d’histoire de vie pour les autres ongulés en Amérique du Nord (p. ex., 20,21).
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Protocole
Déclaration éthique : Toutes les techniques de capture, de manipulation et de marquage ont été approuvées par le comité institutionnel de soins aux animaux et d'utilisation de l'Université d'État du Mississippi selon les protocoles 04-068, 07-036, 10-033 et 13-034.
1. Établir des sites de capture, immobiliser et transporter des cerfs de Virginie sauvages
- Identifier les propriétés publiques et privées inscrites au programme d'assistance à la gestion du cerf22 et établir au moins 29 sites de capture dans trois régions d'origine au Mississippi, États-Unis.
- Identifier plusieurs emplacements de capture dans chaque région d'origine afin de garantir la représentation de la diversité génétique présente dans la population régionale.
- Remarque : ici, les régions d'origine comprenaient le Delta, qui représente près de 17 % de la superficie totale du Mississippi, États-Unis, et est considérée comme une région de sol de haute qualité dont l'utilisation principale est l'agriculture23,24. Tous les animaux étudiés ont été capturés dans cette région, située dans l'aire de répartition de O. v. virginianus25. D'autres régions incluaient la région du Loess mince (Loess mince supérieur et inférieur combinés), qui représente près de 14 % de la superficie totale du Mississippi, États-Unis, et est considérée comme une région de sol de qualité moyenne. L'agriculture est également une utilisation principale des terres dans la région du Loess mince, bien qu'elle soit moins répandue que dans le Delta23,24. Tous les animaux étudiés ont été capturés dans cette région, située dans l'aire de répartition de O. v. virginianus21. Enfin, la région des plaines côtières inférieures (LCP) représente près de 22 % du territoire du Mississippi et est classée comme une région de sol de faible qualité. Les utilisations principales des terres dans la LCP sont la production de bois de pin et le pâturage du bétail23,24. La LCP chevauche également l'aire de répartition géographique de O. v. osceola ; quatre des six populations d'origine se trouvaient à moins de 21 km de cette aire de répartition25. Ce sous-espèce a été décrit comme étant plus petite que O. v. virginianus26.
Figure 1 : Populations sources. Régions physiographiques où les femelles gestantes et les faons ont été capturés au Mississippi, États-Unis. Cette figure a été modifiée à partir de la référence31. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
- Sélectionner des sites de capture potentiels répondant aux critères suivants : caractéristiques du habitat favorables aux déplacements des cerfs, proximité des routes pour l'accès, et répartition sur l'ensemble de la zone d'étude.
NOTE : Les sites de capture doivent permettre de dissimuler le technicien chargé de la capture.- Appâter les sites avec environ 10 kg de maïs égrené afin d'attirer les cerfs, puis évaluer leur fréquentation en fonction de la consommation de l'appât et des photos prises par des caméras sensibles aux mouvements. Déplacer l'appât vers des sites alternatifs si les cerfs ne fréquentent pas les sites appâtés dans un délai de 5 à 7 jours.
- Pendant les opérations de capture, rester assis dans un poste de chasse dissimulé.
- Placer le poste à environ 20 m en aval du tas d'appât, en tenant compte de la direction du vent dominante afin que les cerfs approchant de l'appât soient moins en mesure de sentir le technicien de capture.
NOTE : Les postes surélevés sont fortement recommandés, et l'utilisation d'un harnais de sécurité est obligatoire. Il existe plusieurs types de postes provenant de divers fournisseurs commerciaux, dont l'utilisation varie selon les préférences personnelles. Par exemple, un poste fixe comporte un siège et une échelle fixée à un arbre à l'aide de sangles. Les postes portatifs escamotables peuvent être transportés par le technicien de capture et offrent une plus grande mobilité, car ce dernier peut choisir un arbre précis une fois sur place. Ces postes portatifs ne peuvent être utilisés que sur des arbres droits, sans branches jusqu'à la hauteur choisie.
- Placer le poste à environ 20 m en aval du tas d'appât, en tenant compte de la direction du vent dominante afin que les cerfs approchant de l'appât soient moins en mesure de sentir le technicien de capture.
- Utiliser une sarbacane équipée d'un projectile télémétrique de 3 cc pour administrer un mélange de téletamine HCl (4,4 mg/kg) et de xylazine HCl (2,2 mg/kg).
- Planifier les opérations de capture de manière à coïncider avec le cycle d'activité crépusculaire typique des cerfs27. Commencer chaque tentative de capture 2 à 3 heures avant le coucher du soleil.
- Poursuivre les opérations de capture pendant 2 à 3 heures après le coucher du soleil, en utilisant des jumelles de vision nocturne et un viseur laser rouge pour viser, si les cerfs n'ont pas été capturés pendant les heures de clarté.
- Tirer sur les cerfs lorsqu'ils sont de profil et immobiles.
NOTE : La cuisse arrière du cerf est la zone ciblée, car elle présente un tissu musculaire important et se situe à distance du cœur et des poumons. - Attendre environ 15 minutes que les animaux visés (chevreaux de six mois, mâles ou femelles, ou femelles adultes gestantes) soient complètement immobilisés avant de les localiser à l'aide d'un équipement télémétrique directionnel.
- Vérifier que l'individu est sédé en contrôlant les réflexes oculaires (clignement des paupières). Appliquer ensuite une pommade ophtalmique sur les yeux et bander les yeux du cerf pour réduire le stress.
NOTE : La perte de la thermorégulation est une conséquence de l'immobilisation. - Utiliser un thermomètre rectal pour évaluer la température corporelle après la récupération. Réchauffer le cerf avec des couvertures chauffantes si sa température est inférieure à 37,7 °C. Refroidir le cerf avec des poches de glace si sa température dépasse 40,0 °C.
- Placer le cerf en position sternale sur une civière de type militaire et le transporter du site de capture vers une remorque fermée.
- Une fois le cerf placé dans la remorque, inverser les effets de la xylazine HCl à l'aide de 0,125 mg/kg de yohimbine HCl28.
- Transporter tous les cerfs capturés vers l'établissement captif souhaité (par exemple, l'unité cervicole Rusty Dawkins Memorial de l'Université d'État du Mississippi ; MSU Deer Unit) et les maintenir séparés selon leur région d'origine.
2. Installations captives et pratiques générales d'élevage des animaux de recherche
REMARQUE : L'unité cerfs de MSU est divisée en cinq enclos de 0,4 à 0,8 ha.
- Couvrir chaque côté de chaque enclos avec un tissu d'ombrage afin de constituer une barrière visuelle et physique entre les enclos. Le tissu d'ombrage contribue à réduire les blessures et procure de l'ombre pendant les mois d'été.
- Placer 1 à 2 abris surélevés de type poste d'observation à une extrémité de chaque enclos pour faciliter les opérations de tir de dard lors de la collecte de données.
- Placer deux mangeoires en longueur à des extrémités opposées de chaque enclos afin de réduire la compétition pour la nourriture parmi les cerfs. Prévoir également un abreuvoir dans chaque enclos.
- Fournir aux cerfs une alimentation de haute qualité (granulés pour cerfs contenant 20 % de protéines brutes) ad libitum.
NOTE : Ici, les plantes fourragères supplémentaires disponibles dans les enclos comprenaient du trèfle (Trifolium spp) et du fescue (Festuca spp), ainsi que des graminées et des plantes herbacées spontanées. - S'il y a lieu, entretenir les plantes fourragères disponibles dans les enclos à l'aide d'un mélange d'herbicides permettant de contrôler les mauvaises herbes à feuilles larges et les graminées, en utilisant les doses indiquées sur les étiquettes respectives.
NOTE : Le recours à des installations situées hors du campus pour loger les mâles âgés de 5,5 mois ou plus sera probablement nécessaire. Ces installations comprenaient deux enclos de 0,7 ha sur chacun de trois sites, avec des pratiques d'élevage similaires à celles du centre d'élevage des cerfs de l'Université d'État du Mississippi (MSU Deer Unit).
Figure 2 : Emplacements des installations captives. Zone d'étude où se trouvaient les installations satellites et l'unité cervidés de l'Université d'État du Mississippi (MSU). Les zones ombrées indiquent les comtés d'Oktibbeha (A), de Noxubee (B), d'Attala (C), de Scott (D) et de Copiah (E), dans l'État du Mississippi, États-Unis. Cette figure a été modifiée à partir de la référence34. Veuillez cliquer ici pour consulter une version agrandie de cette figure.
3. Contrôle des parasites et des maladies
- Surveiller les animaux de recherche pour détecter les parasites nématodes (Strongyloides spp) à l’aide d’une flottation fécale, les parasites étant mesurés en nombre d’œufs par gramme (EPG).
- S’il est présent à des niveaux élevés, appliquer un traitement antiparasitaire en administrant un vermifuge en granulés (ingrédient actif : fébendazole) à raison d’environ 0,77 kg de vermifuge en granulés pour 22,7 kg d’aliment pendant le mois de mai.
- Si les niveaux de parasites restent élevés après le traitement initial, utiliser un traitement par ivermectine en application topique (5 mg/mL)29, mélangé à raison de 2 mL pour 0,45 kg, et administrer aux animaux à raison de 0,45 kg d’aliment traité pour 45,4 kg de masse animale.
NOTE : La maladie hémorragique épizootique est parfois une maladie virale mortelle transmise par un moucheron piqueur (Culicoides spp) durant les mois d’été et d’automne. S’il est présent, traiter l’installation de recherche avec un insecticide (insecticide à volume ultra-faible à 5 %) 2 à 3 fois par semaine du 1er juillet au 1er octobre afin de réduire la prévalence des vecteurs parmi les animaux de recherche. Pulvériser cet insecticide à l’intérieur de chaque enclos et autour du périmètre de l’installation environ 90 minutes avant le coucher officiel du soleil à l’aide d’un pulvérisateur à brouillard. Les méthodes privilégiées pour contrôler les parasites et les maladies sont spécifiques à chaque installation en captivité. Un vétérinaire doit être consulté lors de toute recherche sur des animaux sauvages en captivité afin de garantir la santé et la sécurité des animaux.
4. Collecte des données
Figure 3 : Collecte de données sur les faons nouveau-nés. Mesure de la longueur du pied postérieur d'un faon nouveau-né à l'Unité cervicole Rusty Dawkins Memorial de l'Université d'État du Mississippi, dans le comté d'Oktibbeha, Mississippi, États-Unis. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
- Rechercher quotidiennement des faons dans l'enceinte captive pendant la saison de mise bas.
- Marquer de manière unique les faons nouveau-nés à l’aide de boucles d’oreille en plastique de taille moyenne, en utilisant un applicateur de boucles avec un antibiotique appliqué sur l’extrémité mâle de la boucle afin de prévenir toute infection potentielle. Placer la boucle approximativement au centre de l’oreille du faon.
- Prendre la masse corporelle (au 0,01 kg près) à l’aide d’une balance numérique suspendue, et mesurer la longueur du pied postérieur et la longueur totale du corps (au mm près).
- Prélever des échantillons de poils et les envoyer vers un site distant pour l’attribution de la parenté (voir le tableau des matériaux).
NOTE : L’attribution de la parenté a été effectuée par analyse d’ADN à l’aide d’une base de données propriétaire, non statistique, basée sur un langage de requête structuré personnalisé. Lors de la comparaison par paires d’allèles, le site distant d’attribution de la parenté a attribué la parenté en excluant tous les mâles et femelles sauf un seul père et une seule mère, en se basant sur la présence d’un allèle partagé provenant de chaque parent à tous les locus testés (B. G. Cassidy, communication personnelle). Cette méthode d’attribution de la parenté a également été utilisée dans des recherches antérieures menées sur des cerfs de Virginie en captivité30,31. - Administrer 2 cc de toxoïde contre Clostridium perfringens types C et D et d’antitoxine contre Clostridium perfringens types C et D par voie sous-cutanée, et administrer 0,3 cc/kg d’ivermectine dans du propylène glycol (École vétérinaire de l’Université d’État du Mississippi, Mississippi, États-Unis) par voie orale à chaque faon.
- Immobiliser chimiquement les mâles adultes (âgés de ≥1,5 ans) en octobre et novembre pour la collecte de données.
- Immobiliser les adultes en enclos à l’aide de la même combinaison de téletamine HCl et de xylazine HCl utilisée pour la capture d’animaux sauvages (étape 1.4).
- Pendant les interventions de sédation, accompagner le technicien chargé du tir jusqu’à l’extrémité de l’enclos où se trouvent les affûts surélevés. Placer un seul technicien dans chacun des deux affûts.
- Faire revenir à l’opposé de l’enclos la personne qui a accompagné le technicien jusqu’à l’affût.
NOTE : Les cerfs s’éloignent de ces techniciens et se positionnent devant les affûts, où les techniciens peuvent alors effectuer des tirs éthiques sur chaque cerf. - Effectuer les tirs lorsque les cerfs sont de profil et immobiles (section 1.4).
- Attendre environ 15 minutes que les animaux touchés soient complètement immobilisés avant de s’approcher.
- Confirmer que les individus sont sédés en vérifiant les réflexes oculaires (clignement). Appliquer une pommade ophtalmique sur les yeux et bander les yeux des cerfs pour réduire le stress.
- Une fois qu’un cerf a été correctement sédé par les tireurs, surveiller ses paramètres vitaux.
- Utiliser un thermomètre rectal pour évaluer la température corporelle après la récupération. Réchauffer les cerfs avec des couvertures chauffantes si la température de l’animal est inférieure à 37,7 °C. Refroidir les cerfs avec des poches de glace si la température de l’animal est supérieure à 40,0 °C.
- Placer le cerf sur une civière de type militaire, puis le transporter à l’aide d’un véhicule utilitaire vers un lieu prédéterminé de collecte de données.
- Une fois le cerf transporté, enregistrer les mêmes mesures morphométriques prises à la naissance (étape 4.1).
- Prendre la masse corporelle (au 0,01 kg près) à l’aide d’une balance numérique suspendue, et mesurer la longueur du pied postérieur et la longueur totale du corps (au mm près).
NOTE : Les réactions individuelles des cerfs varient face à la combinaison de médicaments utilisée lors des interventions de sédation ; par conséquent, administrer environ 0,1 à 0,3 cc du mélange de téletamine HCl et de xylazine HCl (selon la masse corporelle de chaque cerf) si un individu sort de la sédation avant la fin de la collecte des données.
- Prendre la masse corporelle (au 0,01 kg près) à l’aide d’une balance numérique suspendue, et mesurer la longueur du pied postérieur et la longueur totale du corps (au mm près).
- Administrer des quantités d’antibiotique, d’ivermectine, d’un vaccin contre les clostridioses et d’un vaccin contre la leptospirose adaptées à la taille de chaque cerf après leur transport vers le lieu de collecte des données (voir sections 1 et 3).
- Effectuer trois mesures des bois sur les mâles adultes à l’aide d’un ruban à bois pendant que l’animal est sédé.
- Prendre la largeur interne (distance maximale entre les hampes principales), la circonférence basale (diamètre minimal situé entre la couronne et la première ramure G1) et la longueur de la hampe principale (distance entre la base du bois et l’extrémité de la hampe principale) avant le retrait des bois.
- Retirer les bois à environ 3 cm au-dessus de la couronne à l’aide d’une scie sauteuse. Ne pas retirer les bois à moins de 3 cm de la couronne.
Figure 4 : Collecte de données auprès de mâles adultes. Ablation des bois à l’aide d’une scie sauteuse sur un cerf de Virginie mâle adulte en captivité. Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.
- Une fois que toutes les données ont été recueillies chez l'individu sédaté, placer le cerf dans le parc approprié et administrer soit 0,125 mg/kg de chlorure de yohimbine HCl28, soit 4,0 mg/kg de chlorure de tolazoline HCl32 afin d'inverser les effets du chlorure de xylazine HCl. Surveiller les individus pour s'assurer qu'ils restent en position sternale jusqu'à ce qu'ils sortent de la sédation et soient pleinement alertes.
NOTE : En cas de complications nécessitant l'euthanasie des animaux, l'euthanasie par dislocation cérébrale à l'aide d'un pistolet d'abattage suivi de la section de la veine jugulaire constitue un moyen éthique de mise à mort de l'animal. - Transporter les bois vers un emplacement désigné pour terminer la mesure de leur taille.
- Mesurer chaque andouiller individuel sortant du faisceau principal (G1, G2, G3, etc.) ainsi que les points anormaux supplémentaires à l'aide d'un fil métallique.
NOTE : Les andouillers qui n'ont pas de contrepartie correspondante sur le faisceau principal opposé ou qui ne sont pas conformes à la définition d'un ensemble typique de bois sont définis par le Boone and Crockett Club33. - Enrouler le fil métallique autour de l'endroit où l'andouiller croise le faisceau principal et marquer ce point à titre de repère.
- Effectuer la mesure depuis ce point de repère jusqu'à l'extrémité de l'andouiller, et répéter pour chaque andouiller.
- Effectuer les mesures restantes de circonférence en identifiant le point le plus étroit entre les andouillers G1 et G2 (circonférence H2), entre les andouillers G2 et G3 (circonférence H3), et entre les andouillers G3 et G4 s'il est présent (circonférence H4).
- Si l'andouiller G4 n'est pas présent, mesurer la distance entre le point médian de l'andouiller G3 et l'extrémité du faisceau principal, puis mesurer la circonférence H4 au point médian.
- Effectuer moins de quatre mesures de circonférence lorsque les bois comportent moins de trois andouillers.
NOTE : Par exemple, un faisceau principal avec deux andouillers typiques inclut uniquement trois mesures de circonférence. Les individus peuvent utiliser d'autres référentiels (Safari Club International) pour calculer la taille des bois ; toutefois, des méthodes cohérentes doivent être appliquées pour chaque animal afin d'obtenir des comparaisons valides. - Après avoir effectué toutes les mesures, calculer un score de bois similaire au score Boone and Crockett brut atypique33.
- Peser les bois à 0,1 g près à l'aide d'une balance numérique scientifique et attribuer une masse critique minimale de 1 g aux animaux de première année dont les bois mesurent moins de 3 cm.
- Mesurer chaque andouiller individuel sortant du faisceau principal (G1, G2, G3, etc.) ainsi que les points anormaux supplémentaires à l'aide d'un fil métallique.
- Immobiliser chimiquement les jeunes cerfs en captivité à environ 5,5 mois d'âge en utilisant les mêmes méthodes que pour les adultes (section 4.2) et marquer les jeunes à l'aide d'une grande étiquette plastique d'oreille (étape 4.1.1).
- Utiliser les mêmes taux de mélange de médicaments pour immobiliser les adultes en captivité que ceux utilisés pour immobiliser les cerfs sauvages (section 1).
- Recueillir les mêmes mesures qu'au moment de la naissance (étape 4.1.2) et administrer les mêmes prophylactiques que pour les adultes (section 4.2).
NOTE : Une fois toutes les données recueillies, transporter chaque mâle juvénile vers son installation satellite assignée aléatoirement à l'aide d'une remorque.
5. Production de descendants de première et de deuxième génération
- Classer les faons capturés à l'état sauvage âgés de six mois ainsi que les descendants nés en captivité de mères capturées à l'état sauvage comme des individus de première génération.
- Pendant la saison de reproduction, placer deux mâles avec 7 à 16 femelles pour obtenir un ratio moyen de reproduction d'un mâle pour huit femelles.
NOTE : Sélectionner les mâles reproducteurs provenant de sites satellites en fonction de leur apparence physique, car les mâles les plus en bonne santé (ayant les plus grandes bois et la plus grande taille corporelle) sont les plus susceptibles de couvrir les femelles pendant toute la durée de la saison de reproduction sans subir de blessures dues au comportement agressif des mâles en période de reproduction.- Ne permettre aux cerfs de se reproduire qu'avec d'autres individus provenant de la même région d'origine (par exemple, les mâles du Delta s'accouplent avec des femelles du Delta, les mâles de Thin Loess avec des femelles de Thin Loess, et les mâles du LCP avec des femelles du LCP).
- Classer les cerfs conçus par des parents de première génération comme des descendants de deuxième génération. Élever ces individus en captivité dès la naissance et leur fournir la même alimentation de haute qualité que celle donnée à leurs parents.
NOTE : Les femelles peuvent produire des descendants pendant plusieurs années, mais généralement avec des géniteurs différents chaque année. Recueillir les mêmes données sur les descendants de deuxième génération que celles recueillies sur les individus de première génération et ceux capturés à l'état sauvage.
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Résultats
Âge des individus, qualité nutritionnelle et la génétique influence cerf mâle phénotype. Notre conception de l’étude nous a permis de contrôler la qualité du cerf nutrition consommaient et nous a permis d’identifier l’âge de chaque cerf des comparaisons valables dans les classes d’âge. En contrôlant la nutrition et l’âge avec notre conception de l’étude, nous pouvions mieux comprendre si la génétique au niveau des populations ont été limitant le phénotype des mâles provenant de deux popul...
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Discussion
Il y a plusieurs étapes associées à notre protocole ; Cependant, il y a quatre étapes essentielles qui doivent être prises pour assurer le succès avec ce protocole. Tout d’abord, lors de la capture de cervidés sauvages, il doit y avoir plusieurs lieux de capture dans toute une région source unique (étape 1.1.1). Ayant plusieurs sites de capture s’assure que toute variabilité génétique associée à la région source est représentée parmi les cerfs. Deuxièmement, cerf doit demeurer séparés par région d’origine au cours de la ...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Remerciements
Nous remercions le Mississippi Department of Wildlife, des Pêches et des parcs (MDWFP) de soutien financier à l’aide de ressources de l’aide fédérale dans Wildlife Restoration Act (W-48-61). Nous remercions les biologistes MDWFP W. McKinley, A. Blaylock, Gary A. et L. Wilf pour leur participation active dans la collecte de données. Nous remercions également S. Tucker comme coordonnateur de l’établissement et plusieurs étudiants des cycles supérieurs et techniciens pour leur aide, collecte de données. Ce manuscrit est la contribution WFA427 du Mississippi State University Forest et Wildlife Research Center.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Harnais | |||
| maïs | |||
| modèle 196 | projecteur Pneu-Dart, Pennsylvanie, États-Unis | ||
| 3cc fléchettes de radio-télémétrie | (Pneu-Dart, Pennsylvanie, États-Unis) | ||
| Différentes tailles Fléchettes ; | (Pneu-Dart, Pennsylvanie, États-Unis) | ||
| Télétamine HCl ; | (Telazol, Fort Dodge Animal Health, Iowa, États-Unis) | ||
| Xylazine HCl ; | (West Texas Rx Pharmacy, Amarillo, Texas, États-Unis) | ||
| Yhoimbine HCl | |||
| Tolazoline HCl | |||
| Style Gurney | |||
| Rectal Thermometer | |||
| Cloth Shade | |||
| 20 % Crude Protein Deer Pellets ; | (Purina AntlerMax Professional High Energy Breeder 59UB, Purina, Missouri, États-Unis) | ||
| Mangeoires | |||
| Trèfle commercial ; | (Durana Clover, Pennington Seed Co., Géorgie, États-Unis) | ||
| Fétuque commerciale ; | (Max-Q Festuque, Pennington Seed Co., Géorgie, États-Unis) | ||
| Couvertures | |||
| Ice Packs | |||
| Lutte contre les mauvaises herbes à feuilles larges (2, 4-DB Herbacide, Butyrac 200) | |||
| Lutte contre l’herbe ; | (Poast Herbacide, BASF Co.) | ||
| vermifuge en granulés | Safeguard Co., ; | ingrédient actif fenbendazole | |
| Traitement du parasite à verser ; | (Ivomec, Comté de Merial) | ||
| Contre-courant insecticide, McLaughlin Gormley King Co.) ; | |||
| Étiquettes d’oreille en plastique de taille moyenne et grande ; | (Allflex, Texas, États-Unis) | ||
| Site distant attribué à | DNA Solutions Animal Solutions Manager (DNA Solutions, Oklahoma, États-Unis) | ||
| Balance numérique suspendue | (Moultrie, EBSCO Industries, Inc.) ; | ||
| Ruban à mesurer | |||
| Clostridium perfringens Types C et D Anatoxine essentielle 3 | (Colorado Serum Co.) | ||
| Antitoxine de type C et D de Clostridium perfringens d’origine équine | (Colorado Serum Co.) | ||
| Ivermectine dans le propylène glycol | |||
| Antibiotique | (Nuflor, Schuering-Plough Animal Health Corp., New Jersey, États-Unis) | ||
| Ivermectine ; | (Norbrook Labratories, LTD., Down, Irlande du Nord, Royaume-Uni) | ||
| Vaccin contre la leptospirose | (Vision 7 avec SPUR, Ivesco LLC, Iowa, États-Unis) | ||
| Vaccin contre la leptospirose ; | (Leptoferm-5, Pfizer, Inc., New York, USA) | ||
| Remorque de transport | |||
| Scie alternative ; | (DEWALT, Maryland, États-Unis) | ||
| Échelle numérique scientifique ; | (Global Industrail, Global Equipment Company Inc) | ||
| à mesurer Antler | |||
| Fogger | |||
| (Allflex, Texas, États-Unis) | |||
| Étiqueteuse d’oreille en plastique | (Allflex, Texas, États-Unis) |
Références
- Bernardo, J. Maternal effects in animal ecology. Amer Zool. 36 (2), 83-105 (1996).
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