Cet article décrit un protocole d’isolement axénique à grande échelle et de perception des miracidia nageant librement de la douve de sang humaine Schistosoma mansoni et leur traitement ultérieur pour être introduit dans la culture in vitro .
Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.
Article de méthode
Masse d’Isolation et de la culture In Vitro des étapes apporte de la douve de sang humain Schistosoma Mansoni
Dans cet article
Résumé
Résumé
Douves du sang humains, Schistosoma spp., ont un cycle de vie complexe qui implique des phases asexuées et sexuées de perfectionnement au sein d’un escargot intermédiaires et mammifère hôte final, respectivement. La capacité d’isoler et de maintenir les étapes du cycle de vie différent en vertu des conditions de culture in vitro a grandement facilité les enquêtes sur les mécanismes cellulaires, biochimiques et moléculaires régulant hôte, le développement et la croissance de parasite interactions. Transmission de la schistosomiase nécessite la reproduction asexuée et le développement de plusieurs stades larvaires chez l’hôte escargot ; le miracidia infectieux, par le biais de sporocystes primaires et secondaires, à la phase finale de cercaires c’est infectieux pour l’homme. Dans cet article, nous présentons un protocole étape par étape pour l’éclosion massive et l’isolement des miracidia Schistosoma mansoni des oeufs provenant de foie de souris infectées et leur introduction ultérieure dans la culture in vitro . Il est prévu que le protocole détaillé encouragera de nouveaux chercheurs de poursuivre et d’élargir cet important domaine de recherche de schistosomiase.
Introduction
L’humain sang douves Schistosoma spp., sont les agents étiologiques de la schistosomiase, une maladie tropicale négligée qui afflige un estimé de 230 millions de personnes dans le monde1. L’espèce la plus répandue, Schistosoma mansoni, est géographiquement distribué en Amérique du Sud, l’archipel des Caraïbes, le Moyen-Orient et l’Afrique subsaharienne2. Le cycle de vie de S. mansoniet autres schistosomes, est complex, faisant intervenir un hôte définitif chez les mammifères et les escargots d’eau douce du genre Biomphalaria qui servent d’hôtes intermédiaires obligatoires.
S. mansoni mâles et femelles adultes ver couples vivant dans les veines mésentériques postérieures de reproduire le mammifère hôte, ce qui entraîne la libération de œufs embryonnés (ovules) qui se loge dans les petites veinules de la muqueuse intestinale. Œufs puis pauses à travers les parois des vaisseaux, migrent à travers le tissu muqueux et finit par entrer dans la lumière intestinale où ils seront annulées par les fèces. Lorsque les ovules entrez hachures de larves nageuses et d’eau douce (miracidies), ils doivent, dans l’ordre court, trouver un escargot Biomphalaria adapté pour infecter afin de poursuivre son cycle de vie. Ce processus d’infection implique miracidiale pièce jointe à surface de l’escargot extérieure suivie de pénétration active et l’entrée de la larve dans l’hôte. Peu de temps après l’entrée, le miracidia commence à jeter ses plaques épidermiques ciliées externes car elle forme un syncytium qui deviendra la nouvelle surface extérieure (tégument) de la prochaine étape larvaire, le sporocyste primaire ou mère. Par le biais de la reproduction asexuée, chaque sporocyste primaire produit et libère une deuxième génération de sporocystes, appelés secondaires ou des sporocystes de fille, qui à son tour, génèrent et libèrent un grand nombre de la dernière étape apporte, la cercaire3 . À échapper à l’hôte de l’escargot, cercaires libres sont capables d’attacher à et directement pénétrer dans la peau d’un hôte mammifère convenable humaine ou autre. Dès l’entrée dans leur nouvel hôte, les cercaires transforment le stade parasitaire schistosomula et envahissent le système vasculaire. Ils, à leur tour, migrent dans les poumons, puis à la veine hépatique où ils mûrissent de vers adultes, forment des couples masculins et féminins et rendre les veines mésentériques pour compléter leur cycle de vie.
Apporte le succès ou le développement de la « phase d’escargot » de schistosomes larvaires est essentiel à la poursuite du cycle de transmission à l’homme hôte-hôte. D’une importance cruciale est la période entrée suivante de la miracidia nageant librement dans l’hôte de l’escargot et sa transformation au début sur la scène du sporocyste primaire. Selon la compatibilité immunologique et physiologique entre l’hôte et le parasite, c’est au cours de cette phase du développement larvaire que succès initial ou l’échec pour établir les infections est déterminé4,5,6 . Développement ultérieur des sporocystes primaires capables de produire par voie asexuée des sporocystes secondaires, qui ensuite génèrent des cercaires homme infectieuse, nécessitent encore un environnement permissif hôte physiologiques qui offre pour l’ensemble de la croissance du parasite et la reproduction a besoin.
A ce jour, on connaît mal le sous-jacent, physiologiques, biochimiques et moléculaires processus régissant les interactions de schistosomes-escargot, surtout les molécules et les voies impliqués dans réglementant la reproduction et le développement larvaire ou modulant réactions immunitaires de l’hôte. Accès facile à un grand nombre de ces stades larvaires dans in vitro culture des conditions qui permettent la manipulation expérimentale faciliterait grandement la découverte de cheminement et les mécanismes sous-jacents de la croissance cellulaire, différenciation et la reproduction. Voies critiques parasite ou mécanismes, identifiés grâce à l’expérimentation in vitro pourraient alors servir de perturber la croissance ou la reproduction larvaire chez l’hôte de l’escargot, ou pour identifier les escargot hôte immunitaire mécanismes impliqués dans la reconnaissance et l’élimination des miracidiale ou sporocyste étapes.
Dans cet article et la vidéo de présentation, nous fournir une description détaillée d’une méthode pour isoler un grand nombre de nageuses S. mansoni miracidia pour être introduit dans la culture in vitro qui peut-être alors être soumise au suivi expérimental manipulation (voir Figure 1 pour une présentation schématique du flux de protocole). Des procédures similaires ont été décrits précédemment7,8,9, nous avons estimé qu’un protocole détaillé serait utile aux chercheurs qui souhaitent utiliser ce modèle pour répondre à des questions encore sans réponse associées à le développement larvaire apporte, prolifération cellulaire et interactions immunitaires schistosomes-escargot. En outre, cette approche pourrait facilement être adaptée pour l’isolement des oeufs des autres trématodes médicalement importants tels que la vessie vivant S. haematobium, douves du foie ou douves du poumon.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Protocole
Tous les soins des animaux et des procédures expérimentales ont été approuvées par la Commission Institutional Animal Care et utilisation de l’Université du Wisconsin-Madison en vertu du protocole aucune. V005717. Le protocole suivant consiste à travailler dans un établissement de niveau de biosécurité 2 (BSL2) pour les agents pathogènes humains, même si aucun des schistosomes étapes décrites dans le présent protocole sont infectieux pour les humains ou d’autres mammifères. Suivre des politiques institutionnelles pour la manipulation d’agents pathogènes humains groupe de risque 2 (RG2).
Remarque : Nous utilisons femelles souris Swiss-Webster (6 - semaine vieux) en raison de leur susceptibilité accrue d’infection10, réduisant ainsi à plus grandes charges d’oeuf. Tucker et coll. décrivent des protocoles d’infection souris et escargot utilisés dans ce système de modèle11. La Table des matières liste tous les équipements spécifiques, les matériaux, les réactifs et les sources animales nécessaires pour réaliser ce plan expérimental.
1. traitement des foies infectés
- Euthanasier souris, infection après 6 à 7 semaines, par asphyxie de CO2 (taux de 10 à 30 % du volume de la chambre par minute). Contrôler la souris à l’arrêt de la respiration et le rythme cardiaque.
Remarque : En règle générale, jusqu'à 20 souris peuvent être traitées à un moment donné. - Après avoir transféré les souris euthanasiés une armoire de la biosécurité, placez la souris sur leur dos et leurs surfaces ventrales de pulvérisation avec l’éthanol à 70 %. Laisser tremper pendant 1 min.
- Pincer et tirer la peau du bas-ventre et recoupent le plus proche de l’abdomen avec des ciseaux chirurgicaux stériles à la base de la peau pincée. Tirez la peau coupée vers l’avant (c'est-à-dire, vers la tête) pour révéler le foie. Notez que le foie doit être élargi et moucheté en raison d’une réaction granulomateuse induite par l’oeuf (Figure 2 a).
- Retirer le foie et le placer dans un bécher de 200 mL de stérile 1,2 % NaCl solution contenant pen/infection streptococcique.
- Répétez les étapes 1.3 et 1.4 avec souris restants.
NOTE : Vingt souris sont généralement transformées en une seule récolte. - Placer les foies dans une boîte de Petri stérile et supprimer non-foie gras/conjonctif avec une pince stérile.
- Transférer garnis/nettoyer les foies dans une bouteille stérile centrifugeuse de 250 mL contenant environ 200 mL de solution de NaCl 1,2 % stérile avec stylo/strep.
- Vigoureusement secouer le flacon contenant le foie et, à l’aide d’une pipette stérile à usage unique, supprimer la surface excédentaire mousse/flotter des débris. Lentement, videz le reste de la solution saline dans un récipient ou évier contenant 1 % eau de Javel (désinfectant).
- ~ 200 mL de sérum physiologique frais s’ajoute les foies et répétez l’étape 1.8 trois fois plus.
2. foie extraction et miracidiale isolation
- Placer les foies dans une tasse de petit mélangeur en acier inoxydable stérile et ajouter environ 2 mL de solution de NaCl à 1,2 % (Figure 2 b).
- Couvrir la coupe avec grille et une boîte de Pétri pour prévenir les déversements et mélanger pendant 1 min en alternant les haute et basse vitesse (20 s faible vitesse/10 s grande vitesse ; répétition) (Figure 2).
- Répartir la suspension du foie mélangée dans des bouteilles stériles centrifugeuse de 250 mL (pour 20 foies utilisent 4 bouteilles).
- Ajouter une solution saline stérile avec des antibiotiques à ~ 200 mL total volume/bouteille. Poids/équilibre bouteilles avant la centrifugation.
- Centrifuger les foies mélangés à 290 x g pendant 15 min à 4 oC. doucement décanter surnageants dans un récipient avec l’eau de Javel avant d’être jetés.
- Répétez les étapes 2,4-2,5 fois. Assurez-vous de complètement remettre en suspension des sédiments du foie avant la centrifugation.
- Après avoir jeté la dernière saline laver (étape 2.6), ajouter 200 mL d’eau stérile étang avec stylo/strep dans le tissu hépatique granulé, secouez pour remettre en suspension des sédiments et transférer la suspension dans une fiole jaugée de 1 L stérilisée qui a été entièrement recouvert d’aluminium fleuret, à l’exception de la partie supérieure de 3 cm de l’encolure (Figure 2D).
Remarque : Utilisez deux bouteilles (= 10 foies) par flacon de 1 L. L’eau du bassin simule l’environnement d’eau douce naturel nécessaire pour stimuler la miracidiale l’éclosion des oeufs. - À l’aide de l’eau stérile, remplir le ballon à environ 3 cm au-dessus de la grille qui couvre le cou. Alors, sans délai (comme miracidia bientôt commencer à éclore), enlever la mousse résiduelle et le tissu hépatique flottant à la surface en pipettant également rapidement jusqu'à environ 12 mL d’eau contenant des débris et jeter dans un séparé jeter le tube. Remplacer avec de l’eau fraîche étang stérile.
- Répétez le nettoyage étape 2.8, plus trois fois, en vérifiant la présence des miracidia dans le tube de rejet. Cesser de répétition de l’étape de nettoyage si miracidia apparaît dans la solution de lavage.
- Après le dernier lavage, ajouter lentement ~ 12 mL d’eau stérile chaud (préchauffé à 30 oC) pour créer un gradient de température avec l’eau chaude propre et stérile sur le dessus.
Remarque : Il est préférable de faire décharger lentement l’eau le long du côté de l’encolure du flacon pour éviter le mélange. - Placer une petite boîte de Pétri de la couverture sur l’ouverture de la fiole et briller d’une lumière vive dans le haut du ballon au-dessus du couvercle de papier d’aluminium pour éclairer la surface supérieure de l’eau.
Remarque : En général, moins de 5-10 min, natation miracidia, attirés par la lumière, se concentrera en grand nombre dans les premiers 2-3 cm d’eau (Figure 3 a).
3. miracidiale récolte et culture
- Lorsque miracidia ont amassé à la surface après 10 min, à l’aide d’une pipette de transfert stérile, retirer environ 8 mL de l’eau du bassin et transférer dans un tube à centrifuger de 15 mL stérile. Placer le tube contenant des miracidia sur la glace.
- Ajouter arrière 8 mL d’eau stérile chaud à l’intérieur de la fiole jaugée et attendre encore 10 min.
- À l’aide de tubes neufs chaque fois, répétez les étapes 3.1 et 3.2 trois fois plus. Après la collection deth 4, maintenir le tube final sur la glace pendant 10 min permettre le miracidia à régler. Cet ensemble de tubes comprend la première récolte.
- Tubes à centrifuger contenant miracidia à 290 g pendant 1 min à 4 oC dans une centrifugeuse réfrigérée refroidie.
- Retirez immédiatement la majeure partie du liquide surnageant (~ 7 mL) en veillant à ne pas déranger le culot du parasite (Figure 3 b).
- Piscine tous le miracidia de cette première récolte en un seul tube, puis rincer tous les tubes originaux avec l’eau du bassin stérile ~ 1 mL et ajouter dans le tube « combiné ».
- Permettre aux parasites de s’installer sur la glace pendant environ 5 min et centrifuger à nouveau les parasites à 290 g pendant 1 min à 4 oC.
- Avec précaution, retirez le surnageant et ajouter que 6 à 8 mL stérile Chernin équilibré contenant pen/infection streptococcique de solution saline (CBSS + ; voir Table des matières).
- Suspendez doucement le miracidia et l’aliquote dans une plaque de culture de 24 puits (1 mL / puits), suivi par le tube de rinçage en 6 à 8 mL CEMB + et ajouter 1 mL de rinçage à chaque puits. Incuber les parasites à 26 oC dans des conditions normoxiques. Concentrations de miracidia isolé peut varier, mais habituellement en moyenne à environ 7 000/mL.
- Si les parasites sont concentrent encore la source lumineuse, répétez les étapes 3.1 à 3.9 pour poursuivre la récolte miracidia éclosion tardive mais augmenter l’intervalle de temps entre les collections à 15-20 min.
Remarque : Ce nouveau jeu de tubes représente la deuxième récolte. Cependant, parce que les nombres de miracidiale sont généralement faibles, larves de tous les tubes habituellement sont regroupées dans une seule culture cupule contenant 2 mL CEMB +. - À 24h après récolte et culture, doucement Resuspendre les sporocystes dans leurs puits de pipetage.
- Attendre quelques minutes afin de permettre des parasites se déposer au fond des puits. Une fois qu’ils sont sont installés, retirer délicatement le surnageant (~1.5 mL), qui contiendra la plupart des plaques épidermiques ciliées répandu par miracidia durant la transformation des larve. Cette « transformation » surnageante peut être mis au rebut ou incorporée dans des études de suivi des produits de sécrétion larvaires.
- Ajouter 1,5 mL de frais CEMB + à chaque puits et doucement la pipette pour remettre en suspension les sporocystes. Répétez l’étape 3.12 Si vous souhaitez encore laver ou changer pour un autre support.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Résultats
La grande majorité des miracidia sera en général ont été recueillie dans les deux premiers « récoltes ». L’incubation des miracidia isolé CEMB + déclenche le processus de transformation miracidia-à-sporocyste (Figure 4 a- C). Dans la première heure suivant transfert à culture puits contenant CEMB +, la majorité des miracidia cessent de natation (Figure 4 a). À 6 h dans la culture, miracidia sont en train de faire...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Discussion
Miracidia de S. mansoni, isolé et manipulé comme décrit ci-après, peut infecter seulement l’hôte intermédiaire d’escargot et par conséquent ne représentent pas un danger biologique humain au cours de cette phase du développement larvaire. Toutefois, pour éviter l’exposition/infection accidentelle d’escargots, il faut pour exécuter des isolations miracidiale dans un emplacement différent des zones où des espèces d’escargots Biomphalaria sensibles peuvent être présents ou entretenu. Une salle séparée, enr...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Remerciements
Financé en partie par la subvention de NIH RO1AI015503. Souris infectées par les schistosomes ont été fournis par le NIAID schistosomiase Resource Center à l’Institut de recherche biomédicale (Rockville, MD) par le biais de NIH-NIAID contrat HHSN272201000005I pour distribution au moyen de ressources de la BEI.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| solution saline équilibrée de Chernin (CBSS+) | Pour 1L de solution | ||
| 2,8 g de chlorure de sodium | Fisher Scientific | S271-3 | Dissoudre les sels, sauf le chlorure de calcium, et ; |
| 0,15 g de chlorure de potassium ; | Sucres Sigma-Aldrich | P5405 | dans 800 mL ddH2O |
| 0,07 g de phosphate de sodium dibasique anhydre | Fisher Scientific | S374-500 | Dissoudre le chlorure de calcium séparément dans 200 ; |
| 0,45 g de sulfate de magnésium heptahydraté | Sigma-Aldrich | M1880 | mL ddH2O |
| 0,53 g chlorure de calcium dihydraté | Mallinckrodt | 4160 | Ajouter lentement du soln de calcium au soln sel/sucre avec ; |
| 0,05 g de bicarbonate de sodium ; ; | Fisher Scientific | S233-3 | avec mélange constant |
| 1 g de glucose | MP Biomedicals | 152527 | Ajuster à pH 7,2 et filtrer la stérilisation à l’aide d’un |
| 1 g de tréhalose | Sigma-Aldrich | T0167 | 0,22 & micro ; m filtre jetable pour flacon |
| 10 mL 100X pénicilline/streptomycine | Hyclone | SV30010 | pénicilline filtrée et de la streptomycine soln ; utilisation antérieure |
| Bge incomplète ; moyenne (Ibge) | Pour solution de 900 mL | ||
| 220 mL Schneider' s Drosophile milieu modifié | Lonza | 04-351Q | Mélanger le milieu de Schneider avec 680 mL de ddH2O |
| 4,5 g d’hydrolysat enzymatique de lactalbumine | Sigma-Aldrich | L9010 | Ajouter de l’hydrolysat de lactalbumine et du galactose |
| 1,3 g de galactose | Sigma-Aldrich | G0625 | Ajuster au pH 7,2 et filtrer stériliser à l’aide d’un hydrolysat de 0,22 & micro ; m Filtre jetable pré-stérilisé |
| Milieu Bge complet (cBge) | Pour 100 mL de solution | ||
| 90 mL Milieu | Pour inactiver thermiquement FBS : Incuber FBS décongelé dans ; | ||
| 9 mL de sérum fœtal bovin (FBS) (Optima) | Atlanta Biologicals | S12450 | bain-marie à 60° ; C pendant 1 heure tout en douceur ; |
| 1 mL de pénicilline/streptomycine Hyclone 100X | SV30010 | en faisant tourner le flacon toutes les 10 min Aliquote inactivé thermiquement dans des tubes de 15 mL. et stocker à -20° ;C. ; Milieu de mélange + filtre FBS et stériliser à l’aide d’un 0,22 & micro ; m pré-stérilisé ; Filtre jetable pour bouteilles ; Ajouter de la pénicilline et de la streptomycine avant utilisation | |
| < fort>Eau de bassin (solution mère) | 1L de solution mère | ||
| 12,5 g de carbonate de calcium | Fisher Scientific | C64-500 | Mélanger tous les sels dans 1L de ddH2O |
| 1,25 g de carbonate de magnésium | Fisher Scientific | M27-500 | Notez que les sels n’auront pas complètement ; |
| 1,25 g de chlorure de sodium | Fisher Scientific | S271-3 | dissous. Agitez vigoureusement pour suspendre ; ; ; ; ; ; ; ; ; ; ; ; ; ; ; ; |
| 0,25 g de chlorure de potassium | Sigma-Aldrich | P5405 | sels avant la fabrication de la soln® de travail ; ; |
| forte (solution de travail) | 1,5 L de solution | ||
| 0,8 ml de solution mère d’eau de bassin (agiter avant utilisation) dans ; ; ; ; ; ; ; ; | Mélanger le bouillon à ddH2O | ||
| 1500 mL de ddH2O | Stériliser l’eau du bassin par autoclave (lent ; cycle) | ||
| 1,5 mL de pénicilline/streptomycine 100X ; | Hyclone | SV30010 | Ajouter de la pénicilline et de la streptomycine à usage antérieur |
| (1,2 % NaCl) | 1,5 L de solution | ||
| 18 g de chlorure de sodium dans 1500 mL de solution saline autoclave ddH2O | Fisher Scientific | S271-3 | pour stériliser |
| 1,5 mL de pénicilline/streptomycine 100X | Hyclone | SV30010 | Ajouter de la pénicilline et de la streptomycine avant l’utilisation |
| Équipement et matériel supplémentaires : ; | |||
| 7-L | Suivant le protocole approuvé IACUC n° V001551 | ||
| ; | |||
| Réservoir et régulateur | |||
| culture tissulaire à 24 puits | TPP | 92424 | |
| Fioles | |||
| Source lumineuse (150W) | Chiu Tech Corp | Modèle F0-150 | |
| Centrifugeuse, réfrigérée, à godet oscillant | Centrifugeuse Eppendorf | Modèle 5810R | |
| flacons (250 mL) | Nalgene | ||
| 15 mL, | Corning | stériles 430053 | |
| Pipettes de transfert stériles jetables ; | Fisher Scientific | 1371120 | |
| 0,22 et micro ; Filtre jetable pré-stérilisé M | Blender en acier inoxydable EMD Millipore | SCGPS05RE | |
| Waring Commercial | Model 51BL31 | ||
| Tasse mixeur, capacité de 100 mL | Microscope | ||
| Nikon Instruments ; | Eclipse TE300 |
Références
- Colley, D. G., Bustinduy, A. L., Secor, W. E., King, C. H. Human schistosomiasis. Lancet. 383, 2253-2264 (2014).
- WHO. Schistosomiasis: number of people treated worldwide in 2013. Wkly. Epidemiol. Rec. 5 (90), 25-32 (2015).
- Yoshino, T. P., Gourbal, B., Théron, A. Schistosoma sporocysts. Schistosoma: biology, pathology and control. Jamieson, B. G. M. , CRC Press. Boca Raton. 118-148 (2017).
- Bayne, C. J. Successful parasitism of vector snail Biomphalaria glabrata by the human blood fluke (trematode) Schistosoma mansoni: a 2009 assessment. Mol. Biochem. Parasitol. 165 (1), 8-18 (2009).
- Yoshino, T. P., Coustau, C. Immunobiology of Biomphalaria-trematode interactions. Biomphalaria snails and larval trematodes. Toledo, R., Fried, B. , Springer. New York. 159-189 (2011).
- Coustau, C., et al. Advances in gastropod immunity from the study of the interaction between the snail Biomphalaria glabrata and its parasites: A review of research progress over the last decade. Fish Shellfish Immunol. 46 (1), 5-16 (2015).
- Bayne, C. J., Hahn, U. K., Bender, R. C. Mechanisms of molluscan host resistance and of parasite strategies for survival. Parasitology. 123, S159-S167 (2001).
- McMullen, D. B., Beaver, P. C. Studies on schistosome dermatitis. IX. The life cycles of three dermatitis-producing schistosomes from birds and a discussion of the subfamily Bilharziellinae (Trematoda: Schistosomatidae). Amer. J. Hyg. 42, 128-154 (1945).
- Voge, M., Seidel, J. S. Transformation in vitro of miracidia of Schistosoma mansoni and S. japonicum into young sprocysts. J. Parasitol. 58 (4), 699-704 (1972).
- Eloi-Santos, S., Olsen, N. J., Correa-Oliveira, R., Colley, D. G. Schistosoma mansoni: mortality, pathophysiology, and susceptibility differences in male and female mice. Exp. Parasitol. 75 (2), 168-175 (1992).
- Tucker, M. S., Karunaratne, L. B., Lewis, F. A., Freitas, T. C., Liang, Y. S. Schistosomiasis. Curr Proto Immunol. 103, 19.1:19.1.1-19.1.58 (2013).
- Basch, P. F., DiConza, J. J. The miracidium-sporocyst transition in Schistosoma mansoni: surface changes in vitro with ultrastructural correlation. J. Parasitol. 60 (6), 935-941 (1974).
- Hansen, E. L. Secondary daughter sporocysts of Schistosoma mansoni: their occurrence and cultivation. Ann. N. Y. Acad. Sci. 266, 426-436 (1975).
- Stibbs, H. H., Owczarzak, O., Bayne, C. J., DeWan, P. Schistosome sporocyst-killing amoebae Isolated from Biomphalaria glabrata. J. Invertebr. Pathol. 33, 159-170 (1979).
- DiConza, J. J., Basch, P. F. Axenic cultivation of Schistosoma mansoni daughter sporocysts. J. Parasitol. 60 (5), 757-763 (1974).
- Hansen, E. L. A cell line from embryos of Biomphalaria glabrata (Pulmonata): Establishment and characteristics. Invertebrate tissue culture: Research applications. Maramorosch, K. , Academic Press. New York. 75-97 (1976).
- Yoshino, T. P., Laursen, J. R. Production of Schistosoma mansoni daughter sporocysts from mother sporocysts maintained in synxenic culture with Biomphalaria glabrata embryonic (Bge) cells. J. Parasitol. 81 (5), 714-722 (1995).
- Ivanchenko, M. G., et al. Continuous in vitro propagation and differentiation of cultures of the intramolluscan stages of the human parasite Schistosoma mansoni. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 96, 4965-4970 (1999).
- Yoshino, T. P., Bayne, C. J., Bickham, U. Molluscan cells in culture: primary cell cultures and cell lines. Can. J. Zool. 91, 391-404 (2013).
- Coustau, C., Yoshino, T. P. Flukes without snails: Advances in the in vitro cultivation of intramolluscan stages of trematodes. Exp. Parasitol. 94, 62-66 (2000).
- Milligan, J. N., Jolly, E. R. Cercarial transformation and in vitro cultivation of Schistosoma mansoni schistosomules. J. Vis. Exp. (54), e3191(2011).
- Basch, P. F. Cultivation of Schistosoma mansoniin vitro. II production of infertile eggs by worm pairs cultured from cercariae. J. Parasitol. 67 (2), 186-190 (1981).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Réimpressions et autorisations
