Article de méthode

Surveiller les effets de la colonie-niveau d’exposition aux pesticides sublétale sur les abeilles à miel

10.5K vues

⸱

DOI :

10.3791/56355

⸱

15 novembre 2017

 , 
1Carl Hayden Bee Research Center

Dans cet article

Résumé

Des doses sublétales de pesticides peuvent affecter colonies de manières qui sont difficiles à détecter en utilisant uniquement des méthodes périodiques ou visuels. Méthodes pour mesurer la masse totale abeille adulte, couvain et les ressources alimentaires de la pesée des ruches et des parties de la ruche, photographier les images et en installant des capteurs, sont fournis. Analyse des données est également abordée.

Résumé

Les effets de l’exposition aux pesticides sublétale au miel colonies d’abeilles peuvent être importants mais difficiles à détecter dans le champ à l’aide de méthodes d’évaluation visuelle standard. Nous décrivons ici les méthodes pour mesurer les quantités d’abeilles adultes, couvée et ressources alimentaires par pesée des ruches et des parties de la ruche, en photographiant des cadres et en installant des ruches sur les échelles, avec capteurs internes. Les données de ces évaluations périodiques sont ensuite combinées avec l’exécution des données redressées moyennes et chaque jours le poids de la ruche et la température interne de ruche. Les ensembles de données qui en résultent ont été utilisés pour détecter les effets de la colonie au niveau de l’imidaclopride appliqué dans un sirop de sucre aussi bas que 5 parties par milliard. Les méthodes sont objectif, nécessite peu de formation et fournir un enregistrement permanent sous la forme de photographies et de sortie du capteur.

Introduction

Préoccupations ont été soulevées récemment concernant l’exposition des abeilles aux faibles concentrations des produits agrochimiques, notamment les pesticides. Abeilles dans le champ peuvent être exposés via une application directe sur les butineuses dans le champ ou encore les colonies elles-mêmes, par contact avec les surfaces traitées par la poussière de traitements de semences et de consommation de produits végétaux tels que le pollen, nectar et exsudat1 , 2 , 3 , 4 , 5. toxicité aiguë est clairement nuisible aux abeilles, mais les concentrations que la mortalité de 50 % de causes chez les insectes de test (CL50) de nombreux pesticides, y compris les néonicotinoïdes tels que l’imidaclopride, sont beaucoup plus élevé que celui observé dans le pain d’abeille et6 de la cire et plus élevé que ce qui est considéré comme un « champ réaliste » rang7. Toutefois, les travaux récents ont montré des effets significatifs du sublétale exposition aux pesticides sur la colonie niveau8, même pour des concentrations aussi faibles que 5 parties par milliard (ppb)9.

Colonies d’abeilles ont été qualifiés de « superorganisms » parce que beaucoup de fonctions associées à un animal, notamment par l’achat de nourriture, reproduction (les colonies d’abeilles domestiques conduite par fission de la colonie), contrôle de température et sont menées par groupes de travailleurs adultes abeilles10,11,12,13,14. Colonies d’abeilles domestiques, considérés comme des organismes, offrent une occasion unique pour l’étude parce que les structures qui soutiennent les colonies peuvent être démontées, examiné et remonté avec, si fait avec soin, les effets indésirables peu ou pas. Les apiculteurs et les chercheurs profiter de cette par démontage des ruches pour les inspecter pour, entre autres choses, la présence et l’état de la suffisance de Reine, parasites et agents pathogènes, des magasins d’alimentation, quantité de couvain et d’autres facteurs15. Les colonies d’abeilles ont une autre caractéristique importante car, contrairement à la plupart des homéothermes, ils sont généralement fixes et obtenir des ressources en déployant les abeilles ensileuses qui peuvent recueillir des aliments à des distances jusqu'à 10 km16. Ruches peut donc être maintenue indéfiniment sur les balances électroniques, et les données de poids continue qui a été établies pour fournir des informations sur le stockage du miel, l’activité de recherche de nourriture, se nourrir de succès, essaimage, la consommation de sirop, létale et sublétale effets des pesticides, les infestations de ravageurs et voler9,17,18,19,20. Parce que toutes les parties de la colonie, y compris le couvain, sont accessibles, capteurs de température, humidité, CO2, sonores et d’autres facteurs peuvent être installés au sein de la ruche et permet d’obtenir des données continues qui informent sur la santé et le statut de la colonie 21.

Estimations de la taille des abeilles et des populations de couvain sont utiles si pas critique pour l’interprétation de nombreux types de données continues. Les évaluations visuelles sont rapidement et largement appliquées dans le domaine des études22 mais présentent des lacunes. Les inspections visuelles sont habituellement menées au cours de la journée et donc n’expliquent pas les abeilles butineuses, qui peuvent composer une partie importante de la population de23. La précision et l’exactitude des estimations tirées des inspections visuelles aussi dépendent de la formation et l’expérience de l’inspecteur. L’objectivité est une autre considération, en particulier si les inspecteurs de la ruche sont conscients dont les ruches sont dans les groupes de traitement ; hypothèses sur la distribution de l’erreur de telles mesures peuvent être difficiles à justifier.

Taux de gain de poids de ruche, taille de la population recherche de nourriture et les températures au sein de la ruche, de fournir quelques exemples, sont censée être quantitativement différents entre grandes et petites colonies, donc mesurer et contrôler pour la taille de la colonie, souvent grandement facilite la détection des effets du traitement dans les expériences aléatoires. À des fins de recherche, une mesure précise et objective des abeilles adultes a calculé d’après le principe que la différence entre la ruche totale poids pendant une période d’inactivité, comme pendant la nuit et la somme du poids de toutes les pièces de ruche (y compris les produits en bois, cire, miel et couvain) est le poids de l’abeille adulte total masse. En pesant les cadres et couvain masse à l’aide de photographies du cadre de mesure, ressources alimentaires même peuvent être estimées qu’en soustrayant la masse couvain du poids de l’armature, après pondération pour les poids de l’armature de vide et de la cire. Ces méthodes sont destinées à améliorer la précision attendu d’évaluation visuelle dans le domaine.

Protocole

les protocoles décrits ci-dessous suivent les directives de protection des animaux du USDA Agricultural Research Service.

1. évaluation complète

Remarque : une évaluation complète est nécessaire pour déterminer 1) les poids de toutes les parties de la ruche, y compris le couvercle, couvercle, boîtes, Conseil de fond, les cadres et 2) les montants des ressources de couvain et nourriture. Les poids de toutes les parties de la ruche seront additionnées et déduites du poids de la ruche totale lorsque toutes les abeilles étaient présentes pour donner le poids de toutes les abeilles adultes. Données sur les poids des pièces de ruche qui sont en grande partie constantes, comme le couvercle, le Conseil de fond et l’ou les cases, peuvent être conservées et utilisé à l’avenir des évaluations, ainsi accélérer les évaluations. Effectuer une évaluation complète ou presque au début de l’étude. Pièces en bois peuvent changer en fonction de l’humidité contenu 24 donc répéter pleins évaluations sont recommandées après une longue période. Peser une partie de la ruche, comme le couvercle, à chaque évaluation pour estimer les changements dans d’autres parties de la ruche. Placez un vestibule filtré autour des travailleurs et la ruche lors de l’évaluation si autres ruches sont à proximité et voler de pression est un sujet de préoccupation.

  1. Peser toutes les parties de la ruche. Utiliser une échelle avec une précision égale ou inférieure à 1 g.
    1. Peser le couvercle, couverture intérieure, reine d’exclusion, mangeoire de sirop et toutes les autres pièces sur le dessus de la ruche.
    2. à l’aide d’un outil de la spatule ou de la ruche, supprimer, et peser toute matière alimentaire ou de traitement, comme supplément protéique ou galette de graisse, reposant sur le dessus des cadres. Remplacer par la suite si nécessaire.
    3. Placer une boîte vide de ruche (ci-après le " boîte temporaire ") à côté de la ruche pour servir la situation transitoire pour les cadres. Placer la boîte temporaire sur une surface plane, comme un couvercle ou une planche de fond, pour empêcher les abeilles et en particulier de la Reine, de tomber hors de la boîte sur le sol.
    4. Déplacer les images rapidement et en douceur, préférablement dans les groupes de deux ou trois à conserver des parties de la grappe d’abeille, à la zone temporaire pour les cadres sont dans le même ordre qu’ils étaient dans la boite d’origine. Une fois que tous les cadres ont été déplacés, secouez tout restant abeilles sur les cadres dans la temporaire boîte et peser la boîte ruche.
    5. Si la boîte était la zone plus basse, peser le Conseil bas, entrée réducteur et autres parties de la ruche après avoir secoué les abeilles dans la zone temporaire. Numéro de châssis avec un marqueur indélébile avant eux donc ils peuvent être remplacés dans leur orientation d’origine.
    6. Réinstaller le Conseil bas, réducteur de l’entrée, boîte de couvée et autres équipements. Déplacer les cadres de la zone temporaire vers la boîte d’origine nichée dans leur ordre original et l’orientation, à nouveau en prenant soin d’éviter toute perturbation inutile des abeilles.
  2. Enlever un cadre d’une extrémité de la boîte et inspectez visuellement les deux côtés du châssis pour la présence de la Reine. Si la Reine n’est trouvée, la placent doucement dans une partie de la zone qui a déjà été évaluée, pour éviter de nouvelles perturbations. Secouer les ouvrières doucement mais fermement dans la zone entre les membrures, plutôt que sur le dessus, si possible.
  3. Peser le cadre et de photographie les deux côtés de l’ensemble du cadre avec un appareil photo numérique, obtenant aussi proche que possible au cadre donc plafonné couvain et les cellules de miel sont distinguent facilement, mais à une distance suffisante pour l’ensemble du cadre est inclus. Photographier le cadre pendant qu’un autre travailleur tient it.
    1. Utiliser un ' titulaire cadre ' (n’importe quel jig qui détient l’armature verticale tandis que sur l’échelle et ne pas mar le peigne) sur l’échelle. Peser les mangeoires de sirop au sein de la ruche.
      Remarque : La taille de la trame dans la photographie servira à convertir les surfaces de par rapport à des mesures absolues.
  4. Remplacer le cadre dans sa position d’origine et l’orientation dans la zone de la ruche. Supprimer la trame suivante avant de réinstaller l’image précédente pour fournir plus d’espace pour secouer en toute sécurité les abeilles dans la boîte. Vérifier la présence de la Reine, secouer pour enlever les abeilles, peser, photographie et remplacer chaque trame subséquent jusqu'à ce que toutes les images ont été traitées.
  5. Si la ruche dispose de deux ou plusieurs cases, peser et photographier des cadres de la boîte le plus bas d’abord.
    1. Supprimer la case supérieure ou boîtes séquentiellement, empilant à côté de la ruche dans l’ordre inverse de leur ordre d’origine. Une fois la case du bas a été évaluée, placer la zone suivante pour être évaluées sur le dessus de la case du bas, placez la boîte temporaire sur les autres cases non évaluées et déplacer des cadres dans la deuxième zone de dans la zone temporaire, comme indiqué ci-dessus. Replacer les cadres dans leur emballage d’origine, dans leur orientation d’origine.
      Remarque : En inspectant les cases plus bas abeilles tout d’abord, secoués tombera dans une boîte de ruche qui sera n’est plus perturbée.
  6. Obtenir le poids total de ruche au cours d’une récente période d’inactivité, par exemple la nuit ou tôt le matin avant que les abeilles volent le jour de l’évaluation. Ce poids représente la colonie tout entière, y compris les butineuses.
  7. Calculer la masse d’abeilles en additionnant les poids de toutes les parties de la ruche (produits en bois, cadres, alimentation de l’abeille, etc.) et en soustrayant ensuite cette somme de la " ruche poids total " valeur obtenue à l’étape précédente. La différence entre les deux est une estimation de l’abeille adulte au Massachusetts
    Remarque : Une fois que l’évaluation complète est réalisée, évaluations ultérieures peuvent être effectuées de manière partielle, en supposant que les parties de l’image non ruche, comme les boîtes et le Conseil de fond, n’ont pas changé sensiblement de poids. Les évaluations partielles prennent moins de temps.
  8. Pour réaliser une évaluation partielle pour une ruche avec une seule boîte, enlever, photographier, peser et remplacer les cadres sans cadres de passer à une boîte temporaire. Dans une ruche avec plusieurs cases, le suivi de la procédure décrite ci-dessus (étape 1.5), mais sans peser les cases ruche.

2. Installation de ruches sur échelles

Remarque : les échelles de la ruche utilisés dans cette étude sont des balances de banc électronique avec une capacité maximale d’au moins 100 kg, une précision de cellule de charge d’environ une partie en 5000 avec compensation de température et un Pan taille de 460 mm x 610 mm. Ces échelles sont reliés à un indicateur VDC 24 et d’un enregistreur de données de 12 bits. Indicateur de sortie peut être numérique ou analogique ; systèmes à l’échelle utilisées ici étaient sortie dans mA et étalonnage courbes pour convertir les données en kg.

  1. Install évolue sur une surface ferme et plane.
    Remarque : Élever la balance par rapport au sol à l’aide de blocs de béton ou céramique, ou des morceaux de bois séché au four, gardera l’ampleur et les connexions électriques de contact avec le sol ou l’eau.
  2. Couvrez la casserole d’échelle sur le dessus avec plastique, tissu, carton ou autre matériau afin d’empêcher la réflexion de la lumière excessive et le chauffage de l’entrée de la ruche.
  3. S’assurer que les entrées de ruches qui sont rapprochés des différentes directions de visage pour réduire la dérive entre les colonies.
  4. Ruche Calibrate échelles lors de l’installation et périodiquement par la suite, surtout si les écailles sont déplacés. Poids d’étalonnage
    1. échelle de Place sur le pesage pan et enregistrent la sortie de l’échelle. S’assurer que les poids totales dépassent 50 % de la capacité maximale de l’échelle.
      Remarque : Si la sortie d’échelle est tension ou des unités actuelles, plutôt que des unités de masse, puis utilisez la pente et l’intersection de la courbe d’étalonnage (relation entre poids connu total sur la sortie de pan et échelle) pour convertir la sortie d’échelle unités de masse.

3. Installation de sondes de température

Remarque : capteurs de température utilisées dans cette étude étaient de deux types : 1) thermocouples attaché aux câbles directement reliés à un enregistreur de données alimentés par batterie (qui peut être placé à l’intérieur ou à l’extérieur le ruche, si le câble est assez long) ; et 2) requis de petits, piles appareils avec des capteurs intégrés et les enregistreurs de données et qui quittent la ruche pour les données à télécharger.

  1. Obtenir une sonde de température qui peut s’insérer entre les membrures, résiste à l’humidité élevée à l’intérieur d’une ruche et a la puissance suffisante de la batterie et la mémoire (ou est accessible, via le câble ou Wi-Fi).
  2. Place des capteurs pouvant être affectées par la cire ou de la propolis dans un contenant protecteur, comme un tissu incorporation cassette (petite jetables en plastique boîte avec un couvercle snap-fermeture et avec fentes d’aération). Le récipient protecteur réduit l’accumulation de cire et de propolis qui peut obstruer les orifices d’accès capteur capteurs ou autrement affecter données téléchargement.
  3. Fixer le capteur juste en dessous de la barre du haut au centre de la zone pour fournir des données informatives sur l’élevage des couvées (voir ci-dessous).
    Remarque : Un petit morceau de fil est attaché au récipient avec le capteur et le fil agrafé à la partie supérieure du cadre, donc le récipient se bloque sur un côté. Capteurs placés directement sur la masse de couvain peuvent gêner le couvain et peigne entretien et des capteurs placés sur les bases près de l’extérieur, ou placées sur les couvertures intérieures ou des couvercles, peuvent être affectés beaucoup par des conditions extérieures, particulièrement par temps frais.

4. Préparation du sirop de traitement

Remarque : faire des solutions de traitement frais le jour de chaque tétée, à l’aide de l’imidaclopride qualité analytique. L’imidaclopride est fortement l’eau soluble et donc facilement incorporé au sirop ; certains pesticides ont la basse hydrosolubilité et devraient s’appliquer à l’aide d’autres moyens. Préparations de 1 kg de solution de traitement ont été appliquées à l’aide d’une bouteille en plastique de 1 L comme suit :

w:w
  1. solution de saccharose de contrôle (sans pesticides) mélange 1:1 (par exemple 500 g saccharose : 500 mL d’eau distillée). Dissolution de saccharose dans l’eau distillée à l’aide d’une grande fiole de mixage avec barre de mélange sur une plaque chauffante chauffé à pas plus de 60 ° C.
  2. Pour les solutions qui comprendront l’imidaclopride, mélanger une solution de saccharose comme ci-dessus, mais retenir 100 mL (donc " courte ") afin de permettre le volume supplémentaire de l’imidaclopride respectif " spike " solutions.
    1. Dissoudre 500 g de sucre dans 400 mL d’eau distillée pour permettre l’ajout d’un épi de 100 mL pour obtenir 1 kg de solution de traitement. Pour plus de commodité dans le domaine, transfert de 900 g de " court " solution à une autre bouteille de sucre, puis ajouter le crampon à chaque bouteille individuelle.
  3. Préparer une solution 10ppm imidaclopride en mesurant 1,0 mg de pesticide sur une balance analytique et en dissolvant dans 100 mL d’eau distillée à l’aide d’une barre de mélange sans chaleur.
    Remarque : Pour éviter les problèmes d’électricité statique, peser l’imidaclopride dans des récipients en plastique petits, non réactifs et placer ces récipients directement dans la solution. Agiter la solution et de supprimer les prises lorsque l’imidaclopride est dissout.
  4. Pour un 5 ppb solution, mélangez 0,5 mL de la solution mère de 99,5 mL d’eau distillée pour obtenir 100 mL de solution de spike. Ajouter ceci à 900 g de la solution de saccharose court pour obtenir 1 kg de sirop de 5 ppb. Pour la solution de 20 ppb, mélanger 2,0 mL de la solution mère dans 98,0 mL d’eau distillée pour produire la solution de pointe de 100 mL. Pour un mélange de solution de 100 ppb, 10,0 mL de solution mère à 90,0 mL de l’eau distillée pour la solution PIC.

5. Préparation des ruches d’abeilles et de l’Application de traitement

  1. Evaluate colonies afin de déterminer les abeilles et les populations couvées avant et après application du traitement. Matériau (x) d’intérêt, tels que le miel, pain d’abeille, abeilles ou de cire, de déterminer les niveaux de pesticides de base avant le traitement de l’échantillon.
    1. à échantillonner cire, ouvrir un tube à centrifuger 50 mL, choisissez une section du peigne vide et gratter la bouche ouverte du tube sur le peigne jusqu'à ce que la quantité désirée de cire ont été collectée. Évitez de toucher la cire dans le tube. Remettre le bouchon sur le tube et le tube de l’étiquette. Replacer le cadre dans la ruche.
    2. à goûter le miel ou le nectar, ouvrir un tube à centrifuger et appuyez sur l’embouchure du tube contre la section du peigne contenant le miel ou le nectar. Laisser s’écouler dans le tube, plutôt que de gratter le tube, afin de réduire la quantité de cire dans l’échantillon de matériaux. Remettre le bouchon sur le tube et le tube de l’étiquette. Replacer le cadre dans la ruche.
    3. à déguster le pain d’abeille, sélectionnez une image contenant le pain d’abeille et utilisez une spatule propre métallique ou en plastique pour supprimer le contenu de plusieurs cellules du pain d’abeille et placer le matériel dans un tube à centrifuger. Replacer le cadre dans la ruche.
      NOTE : Collecte de matériel suffisant généralement prendra plusieurs minutes par image. Un échantillon typique aux analyses de pesticides a au moins 3 g de matière ; goûter le miel, la cire et le pain d’abeille au moins 2 ou 3 points différents dans chaque ruche et combinent ces sous-échantillons pour chaque ruche.
  2. Peu de temps après l’évaluation, tels que le lendemain, retirez tous les blocs rayons contenant du miel et nectar et remplacez les trames par Fondation ou vide peigne dessiné pour faciliter le stockage sirop.
    Remarque : L’objectif est d’augmenter la capacité de stockage vides et demande de nectar. Si le traitement doit être appliqué mélangés dans un supplément de protéines, suppression d’images d’aliments n’est peut-être pas nécessaire.
  3. S’assurer que la ruche a une mangeoire. Dès que possible après l’évaluation avant le traitement, appliquer le traitement en versant le sirop (étape 4.4) dans le chargeur aussi rapidement que possible. Veiller à ne pas renverser un sirop à l’extérieur de la ruche où les abeilles des autres colonies pourraient trouver
    Remarque : Mangeoires internes peuvent fonctionner mieux pour réduire les voler ; certains pesticides affectent l’activité des abeilles adultes et ruches traitées peuvent être moins vigilant pour protéger les mangeoires de voler les abeilles 9.

6. Analyse de ruche cadre photos

Remarque : cadre photographies sont réalisées lors de chaque évaluation de la ruche. Informations peuvent être extraites les photos lorsque vous utilisez le protocole suivant.

  1. Activer un logiciel d’analyse image, par exemple ImageJ, qui permet de sélectionner une forme sur une photo avec un outil de suivi et de mesure de l’aire de la forme sélectionnée.
  2. Récupérer une photographie numérique d’une image. Sélectionnez ' fichier ' et cliquez sur ' ouvert '. Naviguez jusqu’au dossier où les photos sont conservées pour sélectionner une photo pour l’analyse. L’image sera désormais ouvert au sein du programme ImageJ, et la barre d’outils ImageJ sera actif.
  3. Sélectionner le ' polygone ' outil de la barre d’outils. Utilisez la souris pour cliquer sur chaque coin pour définir la zone du cadre recouvert de peigne. La forme se cassera ensemble quand le coin de départ est atteint.
  4. Une fois que la zone de peigne est définie à l’aide de l’outil Polygone, cliquez sur ' analyse ' et sélectionnez ' MeasureƆ une nouvelle boîte de dialogue s’affiche avec la mesure. Utilisez la colonne ' zone ' pour mesurer les pixels dans la zone définie qui a été dessiné.
    Remarque : La première fois que le programme est utilisé, définir les résultats escomptés à déclarer.
    1. Cliquez sur ' des résultats ' dans les résultats de la boîte de dialogue, puis sélectionnez ' définir des mesures '. Vérifier la zone, puis désactivez toutes les autres.
  5. Pour définir la zone couverte par couvée plafonnée, sélectionnez le ' Freehand ' outil. Enfoncer le bouton de la souris à un point de départ et trace autour du couvain. Lorsque le point de départ est atteint, relâchez le bouton de la souris ; la forme s’enclenchent.
    1. Cliquez ' analyse ' et sélectionnez ' mesure '. Si le modèle de couvain n’est pas solid, en raison de facteurs tels que la maladie, utiliser la ' multipoint ' outil de sélection pour compter les cellules au lieu de cela. Convertir des numérations globulaires directement en cm 2 pour faciliter la comparaison ; Il existe généralement des cellules environ 4,01/cm 2 20.
  6. Diviser la valeur de la forme de couvain tracée par la valeur de l’intérieur du cadre pour obtenir une couverture de trame pourcentage du couvain plafonné.
  7. Mesurer l’intérieur de cadres représentatifs pour obtenir une norme pour la surface couvain peut être convertie en cm 2.
    Remarque : Un cadre profond de Langstroth typique a une superficie d’environ 880 cm 2 20. Par exemple, si 20 % de l’intérieur d’un cadre profond Langstroth se trouve devant être couverts par des dragons, puis la surface arEA serait 0,20 x 880 cm 2 = 176 cm 2.
  8. En résumé la surface couvain de la ruche. Pour convertir cette mesure en masse, multipliez la surface par 0,77 g/cm 2 20.
  9. Calculer la surface de miel, non plafonnés de nectar et de pollen stockée, par exemple, en utilisant la méthode décrite aux étapes 6,3 et 6,6.
    Remarque : Si le nectar et le pollen sont considérés comme " magasins d’aliments naturels " cela réduit les composantes d’un cadre à deux (magasins d’alimentation et de couvain). Un cadre Langstroth typique avec Fondation en plastique et peigne dessinée vide pèse environ 556 g 20, donc pour calculer le poids des magasins d’aliments naturels, additionner le poids de l’armature avec un peigne dessiné vide et le poids de la masse de couvain et soustraire qui poids de la masse observée du cadre en question.

Résultats

Honey bee colonie croissance et la phénologie, mesurée au moyen des inspections régulières de ruche avec surveillance de poids continue, a révélé significativement plus faible production de couvain parmi les colonies exposés à l’imidaclopride à 100 ppb.
Les inspections ont montré que les masses de l’abeille adulte n’étaient pas significativement affectés par l’exposition à des concentrations sublétales deux de 5 à 100 ppb, mais analyse des photographies des cadres à couvain a révélé que la production de couvain dans le traitement de 100 ppb était significativement plus faibles (la ruche La figure 1). Ruche continue poids données montraient colonie différent taux de croissance parmi les groupes de ruches exposées à des concentrations différentes de l’imidaclopride. Les données de poids ruche continue ont été divisées en deux parties : les 25 h en cours d’exécution des données moyennes, qui sont liées à la croissance de la colonie et la réussite recherche de nourriture et différence entre les données brutes horaires et la 25 h, prix de revient moyen, horaire redressée données. Les amplitudes quotidiennes des données "detrended" sont liées à l’alimentation activité19,20 (Figure 2). Alors que la pesée des ruches occasionnellement peut ont décelé des différences de poids moyen à un certain moment, pesage continu fourni des données redressées pour plus d’informations sur le comportement de la colonie.

La traverse supérieure du cadre intermédiaire dans une ruche commerciale typique est une localisation efficace pour capteurs de température.
Les ouvrières adultes abeilles en colonies génèrent et maintiennent des températures élevées (33-36° C) en particulier en présence de couvain14 et le cluster proprement dit est mobile pour profiter de la nourriture stocke dans différentes parties de la ruche25,26. Pour réduire la perte de chaleur, grappes évitant d’avoir une grande surface de contact avec des parties extérieures de la ruche, comme les côtés ou en bas, donc la distance entre le haut au centre de la boîte et le cluster est rarement grande. Au haut de la boîte de couvée a été établi ont réduit la variabilité de la température par rapport à d’autres endroits dans la ruche, comme le haut au centre d’un cadre extérieur et le haut d’une zone de deuxième (« super ») en été et automne conditions20. Dans des conditions hivernales, dans lequel la différence entre la température ambiante et le cluster sont censée être les plus grands, au même endroit a été constaté que la température la plus élevée et la variabilité plus bas par rapport aux conditions ambiantes, indiquant la plus grande contribution du cluster lui-même (Figures 3 et 4; Tableau 1). Différences dans les régimes de température ne pourraient pas être attribuées à des différences dans la masse de l’abeille adulte (tableau 2).

Amplitudes de sinusoïdes ajustés aux données de température en continu étaient significativement plus élevés dans le traitement de 100 ppb que dans le traitement de 5 ppb alors qu’aucun groupe de traitement était significativement différente appartenant au groupe témoin 9 .
Les amplitudes sont directement proportionnels à la variabilité de la température, donc les amplitudes plus élevées indiquent des températures plus variables à ce moment-là dans la ruche. Amplitudes inférieures représentent la plus forte production de couvain dans les groupes de traitement de 5 ppb et contrôle par rapport au groupe de traitement 100 ppb (Figure 5). Ces résultats, combinés avec ceux de l’inspection de la ruche et données de ruche continue de poids, confirment que colonie-niveau comportement a été significativement affecté par l’exposition à l’imidaclopride 100 ppb.

figure-results-1
Figure 1 : Adulte couvée d’abeille et de mesures. Données d’inspection de mai 2014, au mars 2015, la ruche des colonies exposés au sirop contenant 0 (témoin), 5 à 100 ppb imidaclopride près de Tucson, AZ (A) moyenne (+ SEM) total masse d’abeilles ; (B) moyenne (+ SEM) scellé superficie couvain. Zone grise indique la période de traitement (4 à 6 kg de sirop de saccharose traitée par semaine par ruche pendant 6 semaines). Quatre colonies par groupe de traitement ; une colonie dans le 100 ppb est décédé au cours de l’hiver. Masses d’abeilles adultes ne étaient pas enregistrés en août. Données ici a été publiées précédemment et sont utilisées ici avec la permission de9. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

figure-results-2
Figure 2 : Données de poids de miel abeille ruche. Les données de poids continue de juin à décembre 2014, pour les colonies d’abeilles exposées à sirop contenant 0, 5 à 100 ppb imidaclopride près de Tucson, AZ Poids de la ruche Total (A) (± SEM) ; (B) les Amplitudes des sinusoïdes ajustés aux données de poids redressée à la même période. Zone grise indique la période de traitement (4 à 6 kg de sirop de saccharose traitée par semaine par ruche pendant 6 semaines). Quatre colonies par groupe de traitement ; une colonie dans le 100 ppb est décédé au cours de l’hiver. Données ici a été publiées précédemment et sont utilisées ici avec la permission de9. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

figure-results-3
Figure 3 : Températures de au sein de la ruche à différents endroits. Températures quotidiennes de moyenne (± SEM) (° C) pour 3 emplacements des capteurs à l’intérieur des ruches à miel. (A) 4 ruches boîtier unique conservé à un site de haute altitude (MLEM : 2412 m) ; et (B), 3 ruches gardé sur un site d’altitude plus faible (SRER : 719 m) près de Tucson, AZ dès décembre 2013 à février 2014. Ruches étaient en bois Langstroth boîtes profondes (capacité de 43,65 l) munis de couvercles intérieurs en bois et métal-doublé télescopage des couvercles. Sondes de température thermocouples ont été attachés aux barres supérieurs des cadres et une sonde de température/enregistreur de données intégré a été placée sur la traverse inférieure de l’armature centrale. Ces données montrent que la position de la sonde dans la partie supérieure du cadre moyen était constamment supérieure à l’ambiante par rapport aux autres postes capteur et donc instructif sur la gestion de la température par les colonies d’abeilles. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

figure-results-4
Figure 4 : Variabilité de la température à différents endroits dans la ruche. Amplitudes de moyenne (± SEM) quotidien pour sinus curves ajustée aux données de température redressée horaire pour 3 emplacements des capteurs à l’intérieur des ruches à miel. (A) 4 ruches gardé au site de haute altitude (MLEM : 2412 m) ; et (B), 3 ruches gardé sur un site d’altitude plus faible (SRER : 719 m) près de Tucson, AZ dès décembre 2013 à février 2014. Ruches étaient en bois Langstroth boîtes profondes (capacité de 43,65 l) munis de couvercles intérieurs en bois et métal-doublé télescopage des couvercles. Sondes de température thermocouples ont été attachés aux barres supérieurs des cadres et une sonde de température/enregistreur de données intégré a été placée sur la traverse inférieure de l’armature centrale. Ces données montrent que la position de la sonde dans la partie supérieure du cadre moyen était toujours plus faible dans la variabilité (ici mesurée par l’amplitude des sinusoïdes s’adapter aux horaires données redressées) qu’ambiante par rapport aux autres postes capteur et donc instructif sur gestion de la température par les colonies d’abeilles. Balances pour la température ambiante (ligne noire continue) sont sur la droite de chaque graphique. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

figure-results-5
Figure 5 : Des températures pour les colonies traitées au sein de la ruche. Données de température continue de juin à décembre 2014, pour les colonies d’abeilles exposées à sirop contenant 0, 5 à 100 ppb imidaclopride près de température moyenne ruche de Tucson, AZ (A) (± SEM) ; (B) les Amplitudes des sinusoïdes ajustés aux données de température redressée à la même période. Zone grise indique la période de traitement (4 à 6 kg de sirop de saccharose traitée par semaine par ruche pendant 6 semaines). Quatre colonies par groupe de traitement ; une colonie dans le 100 ppb est décédé au cours de l’hiver. Données ici a été publiées précédemment et sont utilisées ici avec l’autorisation (Meikle et al. 2016a). s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Comparaison detest tadj. PSiteDiff de prix moyen (° C)
Pos. 2 - pos 12.050.0485MLEM±0, 25 1,00
SRER±0.12 4,38
Pos. 2 - pos 30,841MLEM±0.21 2,05
SRER±0.11 0,12

Tableau 1 : Moyenne des différences de température et de la post-hoc comparaisons entre les positions de capteur différent dans les ruches miel. Poste 1 : cadre extérieur haut de la page ; Poste 2 : cadre moyen supérieur ; Position 3 : cadre intermédiaire inférieur. 4 boîtier unique ruches ont été maintenus à un site de haute altitude (MLEM : 2412 m) et 3 ruches ont été maintenus à un site d’altitude plus faible (SRER : 719 m) près de Tucson, AZ dès décembre 2013 à février 2014. Ruches étaient en bois Langstroth boîtes profondes (capacité de 43,65 l) munis de couvercles intérieurs en bois et métal-doublé télescopage des couvercles. Sondes de température thermocouples étaient attachés aux positions 1 et 2, et une sonde de température/enregistreur de données intégré a été affectée au poste 3.

GroupeDateMasse d’abeille adulte moyenne (± SEM) (g)Superficie couvée moyenne (± SEM) (cm2)
MLEM18 novembre 2013±412 21191372 ±396
SRER15 novembre 20132270 ±312± 30 53
MLEM13 février 20142171 ±1050
SRER11 février 20142027 ±487867 ± 79

Tableau 2 : Moyenne des masses de l’abeille adulte et masses couvain, estimées à l’aide de protocoles décrits ici, pour quatre ruches gardés sur un site de haute altitude (MLEM : 2412 m) ; et trois ruches gardé sur un site d’altitude plus faible (SRER : 719 m) près de Tucson, AZ dès décembre 2013 à février 2014. Ruches étaient en bois Langstroth boîtes profondes (capacité de 43,65 l) munis de couvercles intérieurs en bois et métal-doublé télescopage des couvercles. Sondes de température thermocouples étaient attachés aux positions 1 et 2, et une sonde de température/enregistreur de données intégré a été affectée au poste 3.

Discussion

Juste comme une culture scientifique nécessite des données exactes et précises pour évaluer les effets des différents traitements sur la croissance des plantes et le rendement, miel abeille chercheurs ont besoin de données exactes et précises pour évaluer l’activité et la croissance de colonies abeille. Ces types de données sont particulièrement importantes lorsque les effets du traitement peut être subtil et à long terme, tels que pouvait s’y attendre lorsque les abeilles sont exposés à de faibles concentrations de pesticides.

Ruche continue poids données contiennent beaucoup d’informations sur la croissance et l’activité des colonies à l’étude, ainsi que la réponse de ces colonies aux perturbations exogènes, tels que de voler des abeilles et de l’ajout de sirop de sucre à un chargeur9. Toutefois, une interprétation correcte du poids continue et les données de température nécessite quelques connaissances de la taille de la colonie sur une base périodique. Alors que la taille de la population d’abeilles peut être estimée les amplitudes quotidiennes des données horaires redressées au cours d’un flux de nectar, en raison du trafic accru ensileuses, en dehors d’un flux de nectar la relation ne tient-elle pas bien20. De même, poids de la colonie change en raison des succès de recherche de nourriture, la consommation d’aliments et cheptel d’abeilles augmente et diminue (tue les abeilles par exemple) est en partie fonction de la taille de la colonie. Colonies plus petites peuvent être en bonne santé mais montrent des taux de croissance plus faibles et moins de masse ensileuses, par exemple, simplement à cause de moins peuplées ensileuse.

Identifier une position fixe cohérente et instructive pour un capteur de température dans la ruche est crucial pour la production des résultats reproductibles, particulièrement avec l’hivernage. Recherches antérieures ont montré que la surveillance de la température à la traverse du haut d’un cadre central dans la boîte de couvée (en bas) étaient moins corrélées avec des températures ambiantes (externes), que plusieurs autres postes dans la ruche et étaient plus influencés par la colonie elle-même 20. au cours de l’hiver, les différences de température entre la grappe d’abeille colonie ambiant devrait être élevé et donc des différences entre les postes au sein de la ruche de même devrait être plus importante que pendant les mois chauds. En outre, la grappe d’abeille se déplacera à différents endroits dans la ruche d’exploiter des aliments ressources25,26. L’étude de l’hiver décrite ici montre que les températures à des positions horizontales, du milieu haut de la page vers le haut cadres extérieurs, étaient significativement différentes différences verticales sur le cadre moyen ne sont pas. Mouvement de l’air horizontal sur trames est relativement restreint alors que le mouvement vertical le long d’une image n’est pas, donc mélange vertical devrait être supérieure. Ces résultats confirment qu’une position de capteur sur la traverse supérieure du cadre intermédiaire est susceptible d’être informatif en ce qui concerne les influences de la température de la colonie.

Évaluations de la ruche tels qu’ils sont décrits ici résoudre certaines de ces questions. En soustrayant de la somme de la ruche pièces du poids total de ruche mesurée pendant l’inactivité, comme dans la nuit, l’estimation de l’abeille adulte, la masse est indépendante du nombre d’abeilles butineuses et donc insensible au moment de l’évaluation. Permet de consigner les données sur une échelle de peu de place à la subjectivité, et photographies de trame fournissent un enregistrement permanent, donc les analyses des surfaces couvée ou de la nourriture peuvent être réexaminées si nécessaire, réduisant ainsi la dépendance sur la formation de la personne effectuant les analyses.

Les méthodes décrites ici ne sont pas sans sources d’erreur. Ruche pièces doivent être aussi libre d’abeilles que possible et toutes pièces importantes du peigne ou autre matériel qui est supprimé doivent être pesées avant mis au rebut. La teneur en humidité des composants en bois peut changer au fil du temps et des ruches vides peuvent montrer mesurables oscillations quotidiennes du poids en raison des changements quotidiens à l’hygrométrie ambiante24. Une ruche contenant une colonie ne changera probablement pas autant parce que les abeilles ont tendance à maintenir un taux d’humidité relativement constant à l’intérieur de la ruche27, ce qui pourrait atténuer les effets ambiants. Ces méthodes dépendent également travailler rapidement. Une fois qu’une ruche est pris à part, les conditions de température et de gaz changent radicalement et températures fraîches peuvent avoir un impact santé couvain14. Démonter une ruche sans écran pour garder les abeilles des voisines des colonies peut favoriser à voler, particulièrement en période de pénurie de nectar.

Les modifications de ces procédures sont parfois nécessaires. Alors qu’il est dans l’intérêt des chercheurs pour recueillir autant de données que possible, à certaines occasions, par exemple lorsque plusieurs ruches doivent être inspectés, où voler la pression est élevée, ou lorsque les conditions météorologiques ne sont pas optimales, les travailleurs doivent se déplacer rapidement et renoncer à certaines données. Si les données sur les réserves alimentaires ne sont pas essentielles, cadres contenant seulement miel et/ou pollen ou cadres avec seulement la cire ou la Fondation, doivent être pesés mais pas photographiés. Niveaux de non plafonnés les larves et les oeufs sont également d’intérêt pour certains chercheurs et ils sont souvent détectés dans les photographies de trame ; Toutefois, afin d’éviter l’échantillonnage partialité un chercheur doit être assurée d’être en mesure de les détecter dans toutes les photographies. Souvent seulement plafonnée couvée peut être identifiée systématiquement et de façon fiable sur des photographies prises dans des conditions réelles. Quant à l’application du traitement, quelques ruches, en particulier ceux nourris avec des doses plus élevées de l’imidaclopride, peut devenir léthargiques, provoquant une diminution de leur consommation de sirop et leur capacité à défendre leur ruche. Si une colonie ne parvient pas à consommer son sirop après 5 à 7 jours, le sirop doit être enlevé, pesé et jeté (pour éviter toute contamination en raison de la fermentation) et la colonie a offert sirop de frais. En pesant le sirop mis au rebut, chercheurs auront rendu de combien chaque colonie consommé et ainsi peuvent de calculer la dose totale. Enfin, l’application des traitements dans le sirop de sucre est plus efficace lorsqu’il y a peu ou pas alternatif nectarifères. Sources de nectar alternative diluerait le traitement à un degré inconnu. Les chercheurs devraient garder à l’esprit comme l’a indiqué dans la section protocole, que les pesticides tels que l’imidaclopride sont associés à des niveaux de réduction de l’activité, y compris la protection de ruche, selon la concentration. Défense de la colonie réduite peut également conduire à voler une augmentation et une confusion possible des traitements.

Les résultats présentée ICIE Voir la ça continu de surveillance du poids de la ruche et de la température interne sont sensibles au niveau de la colonie de comportements, même avec l’égard de changements comportementaux induits par très faible (5 ppb) les concentrations de pesticides neurotoxiques. Outre l’application de ces méthodes d’autres neurotoxines et de pesticides avec d’autres modes d’action, tels que les régulateurs de croissance des insectes, augmenterait notre compréhension des effets des doses champ-réaliste sur les colonies d’abeilles.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun intérêt financier concurrentes.

Remerciements

Les auteurs remercient chaleureusement K. Anderson, J.J. Adamczyk, E. Beren, je Carstensen, Giansiracusa M. B. Mott, N. Holst et A.R. Stilwell pour des discussions sur la conception et l’exécution et pour aident dans le domaine.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Équipement de ruche Langstroth (boîte)Mann Lake Ltd, Hackensack, MNKD-700
Équipement de ruche Langstroth (cadre)Mann Lake Ltd, Hackensack, MNWW-900
Équipement de ruche Langstroth (couvercle et couvercle)Mann Lake Ltd, Hackensack, MNWW-302
  ;
Équipement de ruche Langstroth (base)Mann Lake Ltd, Hackensack, MNWW-316
Équipement de ruche Langstroth (alimentateur interne)Mann Lake Ltd, Hackensack, MNFD-505
Cordovan Reines italiennes et paquets d’abeillesC.F. Koehnen & Sons, Glenn, CA
Balance, banc (capacité max. de 100 kg) : modèle B-2418  ;TEKFA, Copenhague, DanemarkFin de série
Balance, banc (capacité maximale de 100 kg) : Diamond SeriesAvery Weigh-Tronix , Fairmont, MN1824-200
Imidacloprid, qualité analytique CAS # 138261-41-3Sigma-Aldrich, St. Louis, MO 6310337894
Balance électronique, précision (précision = 0,1 mg) : Adventurer Pro 260Ohaus,   ; Parsippany, NJAV264C
Balance électronique, portable (15 kg max. cap.) : Ranger Count 3000Ohaus, Parsippany, NJRC31P15
Sonde thermocouple : TMC6-HDOnset Computer Corp., Bourne, MATMC6-HD
Enregistreur de données, 12 bits : Hobo U-12Onset Computer Corp., Bourne, MAU12-012
Enregistreur de température et d’humidité relative : iButton HygrochronBaulkham Hills, NSW 2153, AustralieDS1923
Enregistreur de température : iButton ThermochronBaulkham Hills, NSW 2153, AustralieDS1922L
Bouteille en plastique NalgeneThermo Scientific, Rochester, NY2104-0032
Cassette d’enrobage de tissusThermo Fisher Scientific, Waltham, MAB1000731WH
Appareil photo numérique : Pentax K-01Ricoh Imaging Co., Ltd.15241
ImageJ version 1.47 logicielW. Rasband, National Institutes of Health, États-Unis
Tubes à centrifuger, 50 mlFisher Scientific, Asheville, NC14-959-49A

Références

  1. Krupke, C. H., Hunt, G. J., Eitzer, B. D., Andino, G., Given, K. Multiple routes of pesticide exposure for honey bees living near agricultural fields. PLoS ONE. 7 (1), e29268(2012).
  2. Pochi, D., Biocca, M., Fanigliulo, R., Pulcini, P., Conte, E. Potential exposure of bees, Apis mellifera L., to particulate matter and pesticides derived from seed dressing during maize sowing. Bull. Environ. Contam. Toxicol. 89, 354-361 (2012).
  3. Reetz, J., Zühlke, S., Spiteller, M., Wallner, K. Neonicotinoid insecticides translocated in guttated droplets of seed-treated maize and wheat: a threat to honeybees? Apidologie. 42, 596-606 (2011).
  4. Stoner, K. A., Eitzer, B. D. Movement of soil-applied imidacloprid and thiamethoxam into nectar and pollen of squash (Cucurbita pepo). PLoS ONE. 7 (6), e39114(2012).
  5. Zhu, Y. C., et al. Spray toxicity and risk potential of 42 commonly used formulations of row crop pesticides to adult honey bees (Hymenoptera: Apidae). J. Econ. Entomol. , 1-8 (2015).
  6. Mullin, C. A., et al. High levels of miticides and agrochemicals in North American apiaries: implications for honey bee health. PLoS ONE. 5, e9754(2010).
  7. Cresswell, J. E. A meta-analysis of experiments testing the effects of a neonicotinoid insecticide (imidacloprid) on honey bees. Ecotoxicol. 20, 149-157 (2011).
  8. Dively, G. P., Embrey, M. S., Kamel, A., Hawthorne, D. J., Pettis, J. S. Assessment of chronic sublethal effects of imidacloprid on honey bee colony health. PLoS ONE. 10 (3), e0118748(2015).
  9. Meikle, W. G., et al. Sublethal effects of imidacloprid on honey bee colony growth and activity at three sites in the U.S. PLoS ONE. 11 (12), e0168603(2016).
  10. Johnson, B. R. Within-nest temporal polyethism in the honey bee. Behav. Ecol. Sociobiol. 62 (5), 777-784 (2008).
  11. Moritz, R. F. A., Southwick, E. E. Bees as superorganisms: An evolutionary reality. , Springer. Heidelberg, Germany. (1992).
  12. Schmolz, E., Lamprecht, I., Schricker, B. A method for continuous direct calorimetric measurements of energy metabolism in intact hornet (Vespa crabro) and honeybee (Apis mellifera) colonies. Thermochem. Acta. 251, 293-301 (1995).
  13. Southwick, E. E., Mugaas, J. N. A hypothetical homeotherm: The honey bee hive. Comp. Biochem. Physiol. 40A, 935-944 (1971).
  14. Stabentheiner, A., Kovac, H., Brodschneider, R. Honeybee colony thermoregulation - regulatory mechanisms and contribution of individuals in dependence on age, location and thermal stress. PLoS ONE. 5 (1), e8967(2010).
  15. Delaplane, K. S., van der Steen, J., Guzman-Novoa, E. Standard methods for estimating strength parameters of Apis mellifera colonies. The COLOSS BEEBOOK. Dietemann, V., Ellis, J. D., Neumann, P. Volume I: standard methods for Apis mellifera research, J. Apic. Res. 52 (1) (2013).
  16. Beekman, M., Ratnieks, F. L. W. Long-range foraging by the honey-bee, Apis mellifera L. Functional Ecology. 14, 490-496 (2000).
  17. Buchmann, S. L., Thoenes, S. C. The electronic scale honey bee colony as a management and research tool. Bee Sci. 1, 40-47 (1990).
  18. Lecocq, A., Kryger, P., Vejsnæs, F., Bruun Jensen, A. Weight watching and the effect of landscape on honeybee colony productivity: Investigating the value of colony weight monitoring for the beekeeping industry. PLoS ONE. 10 (7), e0132473(2015).
  19. Meikle, W. G., Rector, B. G., Mercadier, G., Holst, N. Within-day variation in continuous hive weight data as a measure of honey bee colony activity. Apidologie. 39, 694-707 (2008).
  20. Meikle, W. G., Weiss, M., Stilwell, A. R. Monitoring colony phenology using within-day variability in continuous weight and temperature of honey bee hives. Apidologie. 47, 1-14 (2016).
  21. Meikle, W. G., Holst, N. Application of continuous monitoring of honey bee colonies. Apidologie. 46, 10-22 (2015).
  22. De Smet, L., et al. Stress indicator gene expression profiles, colony dynamics and tissue development of honey bees exposed to sub-lethal doses of imidacloprid in laboratory and field experiments. PLoS ONE. 12 (2), e0171529(2017).
  23. Danka, R. G., Rinderer, T. E., Hellmich, R. A., Collins, A. M. II Foraging population sizes of African and European honey bee (Apis mellifera L.) colonies. Apidologie. 17 (3), 193-202 (1986).
  24. Meikle, W. G., Holst, N., Mercadier, G., Derouané, F., James, R. R. Using balances linked to dataloggers to monitor honeybee colonies. J. Apic. Res. 45 (1), 39-41 (2006).
  25. Owens, C. D. The thermology of wintering honey bee colonies. , United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service. Technical Bulletin no. 1429 (1971).
  26. Szabo, T. I. Thermology of wintering honey-bee colonies in 4-colony packs. Am. Bee J. 189, 554-555 (1989).
  27. Human, H., Nicolson, S. W., Dietemann, V. Do honeybees, Apis mellifera scutellata, regulate humidity in their nest? Naturwissenschaften. 93, 397-401 (2006).

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Colonie d'abeilles domestiquessuivi du poids de la rucheanalyse par photographie des cadrescalcul de la masse des abeilles adultesmesure de la zone de couvaindétection de la température de la ruchetraitement à l'imidacloprideenregistrement des données des capteursévaluation de la santé de la colonie
Surveiller les effets de la colonie-niveau d’exposition aux pesticides sublétale sur les abeilles à miel
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.