Article de méthode

Le nématode Caenorhabditis Elegans - un modèle polyvalent In Vivo pour étudier les Interactions hôtes-microorganismes

9K vues

⸱

DOI :

10.3791/56487

⸱

18 octobre 2017

 ,  , 
1Biology and Biotechnology, Worcester Polytechnic Institute

Dans cet article

Résumé

Nous présentons ici le nématode Caenorhabditis elegans comme un modèle d’hôte polyvalent pour étudier l’interaction microbienne.

Résumé

Nous démontrons une méthode utilisant Caenorhabditis elegans comme un hôte de modèle pour étudier les interactions microbiennes. Les microbes sont introduites par le régime alimentaire, rendant l’intestin l’emplacement principal pour la maladie. L’intestin nématode structurellement et fonctionnellement imite les intestins chez les mammifères et est transparent, ce qui en fait se prêtent à l’étude au microscope de la colonisation. Ici, nous montrons que les agents pathogènes peuvent causer la maladie et la mort. Nous sommes en mesure d’identifier des mutants microbiennes qui montrent la virulence altérée. Sa réponse innée conservée aux stress biotiques rend c. elegans , un excellent système pour sonder les facettes des interactions immunitaires innées hôte. Nous montrons que hôtes présentant des mutations dans le gène de l’oxydase double ne peut pas produire des espèces réactives de l’oxygène et sont incapables de résister à une insulte microbienne. Nous démontrons plus loin la polyvalence de l’analyse de survie présenté en montrant qu’il peut être utilisé pour étudier les effets des inhibiteurs de la croissance microbienne. Ce test peut également être utilisé pour découvrir les facteurs de virulence fongique comme cibles pour le développement de nouveaux agents antifongiques, mais aussi de donner l’occasion de découvrir davantage les interactions hôtes-microorganismes. La conception de ce test prête bien à un débit élevé du génome entier écrans, tandis que la capacité à worms en cryo-preserve pour une utilisation future rend un modèle animaux rentable et attractif pour étudier.

Introduction

C. elegans a été utilisé comme un organisme modèle puissant depuis plus de 50 ans. Dans les années 1960, biologiste sud-africain Sydney Brenner pionnier de l’utilisation c. elegans afin d’étudier le développement neuronal, ouvrant la voie à une longue lignée de scientifiques pour étudier divers aspects de la biologie cellulaire et animale dans les nématodes. Cette lignée inclut des lauréats du prix Nobel Craig Mello et Andrew Fire pour leur travail de RNAi1, Robert Horvitz et John Sulston pour leurs travaux sur le développement des organes et l’apoptose2,3,4et Martin Chalfie pour ses travaux sur la protéine fluorescente verte5. Bien que cet organisme modèle a été utilisé traditionnellement pour étudier la biologie moléculaire et du développement, au cours des 15 dernières années, les chercheurs ont commencé à utiliser des c. elegans pour étudier la biologie des différents agents pathogènes humains, y compris Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus, Salmonella entericaet Serratia marcescens6,7,8,9,10. Ces études ont révélé que bon nombre des mécanismes impliqués dans l’interaction homme-pathogène sont conservées dans les nématodes, mais aussi qu’il y a des mécanismes immunitaires qui sont propres à ce modèle organisme11,12. Dans la nature, c. elegans rencontre une variété de menaces par des agents pathogènes ingérés présents dans le sol et cela a fourni une forte pression sélective à évoluer et à maintenir un système sophistiqué d’immunitaire inné dans la lumière intestinale. Plusieurs des gènes et des mécanismes impliqués dans la protection de la lumière intestinale sont orchestrés par des éléments hautement conservée qui existent aussi en plus les mammifères11,13. C. elegans représente donc un excellent modèle pour étudier les agents pathogènes gastro-intestinaux comme Salmonella enterica14, Shigella boydii15ou16de la Vibrio cholerae.

Ici, nous mettons en évidence la polyvalence remarquable de c. elegans comme un hôte de modèle pour l’étude des agents infectieux tels que c. albicans. C. elegans comme un hôte de modèle permet de criblage à haut débit pour la virulence qui est long et moins coûteux qu’un modèle de souris, ce qui est couramment utilisé pour étudier la candidose42.

Dans cette étude, nous montrons que ce modèle et le test de survie assosiated peuvent être utilisés efficacement pour l’étude des effecteurs immunitaires innées hôte importants lutter contre les infections, les déterminants pathogène qui animent la virulence, et pharmacologiques des composés qui peuvent intervenir dans la pathogenèse. Dissemblables aux déterminations décrites précédemment, cette méthode fournit un moyen d’étudier l’exposition à un agent pathogène sur la durée de vie de l’animal, du stade larvaire à l’âge adulte, plutôt que seulement l’âge adulte à mort43,44. En résumé, notre c. elegans - modèle de c. albicans est un outil puissant et polyvalent qui peut être utilisé non seulement pour étudier les bases génétiques qui animent et immunitaires mais aussi d’identifier de nouveaux composés pour l’intervention thérapeutique.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

1. préparation du nématode à croissance moyenne (NGM)

  1. pour 1 L de médias, mélanger 20 g de gélose, source d’azote organique 2,5 g (p. ex., bacto-peptone) et 3 g de chlorure de sodium dans un flacon de 2 L. Ajouter 975 mL d’eau stérile.
    1. Add dans un bar d’agitation stérile. Si vous utilisez un bec verseur automatique de médias, les tubes de l’autoclave et les médias pendant 15 min ; médias devrait être stérilisés à l’autoclave pour plus si un volume plus élevé est en.
  2. Set médias sur plaque de remuer et laisser pour refroidir.
    1. Une fois que le média est chaud au toucher (environ 60 ° C) aseptiquement ajouter 1 mL de 1 M MgSO 4 ● H 2 O, 1 mL de 1 M CaCl 2, 25 mL de KPO 4 et 1 mL de cholestérol de 0,5 % dans l’éthanol.
    2. Verser médias (à la main ou par pompe automatique) sous hotte à flux laminaire dans 35 x 10 mm plats de Pétri stériles. Laisser pour sécher sous capot pendant 1 à 2 jours avant l’utilisation.
      Remarque : Les plaques doivent être conservés à 4 ° C pour éviter la contamination.

2. Faire un ver Pick

  1. coupe un morceau de 1,5 cm de fil d’aluminium. Insérez avec précaution environ 0,5 cm de cette longueur dans l’embout de la pipette Pasteur.
    1. à l’aide d’un bec Bunsen ou la lampe à alcool, faire fondre l’embout de la pipette de verre en tournant lentement dans la flamme jusqu'à ce que le fil est fermement adhéré à la pipette, sans pour autant compromettre la forme originale de l’embout de la pipette.

3. Préparation de la Culture d’e. coli

  1. à l’aide d’une anse stérile, ensemencer la seule colonie d’e. coli de souche OP50 dans 200 mL de bouillon de Luria. Incuber pendant la nuit, avec agitation à 37 ° C.
  2. La culture liquide est prêt à être utilisé le jour suivant et peuvent être conservée à 4 ° C quand pas en service.
    Remarque : La souche e. coli, OP50, est utilisée comme source de nourriture pour elegans de c. Cette culture peut être utilisée pour jusqu'à plusieurs mois s’il est conservé à 4 ° C.

4. Essentiel c. elegans entretien

  1. graines préparé des boîtes de gélose NGM à e. coli en repérant environ 50-100 µL de prêt OP50 culture liquide vers le centre de la plaque.
  2. Plaques de recouvrement et laissez-les sécher à température ambiante pendant 24h. Une fois sec, placez les plaques à 37 ° C pendant la nuit pour une croissance rapide ou garder à température ambiante, si vous souhaitez une croissance plus lente.
  3. Ajouter vers la plaque soit par " chunking, " (voir protocole étape 5 " Chunking et cueillette vers "), cueillette vers individuellement, ou en plaçant des oeufs de ver directement sur la plaque (voir protocole étape 6 " oeuf préparation ").

5. Chunking et cueillette vers

Remarque : " Chunking, " se réfère à une pratique courante dans l’entretien de c. elegans. Il s’agit de couper une section de la gélose NGM qui contient les vers et transférer ce morceau sur une nouvelle plaque, transférant ainsi également un grand nombre de vers dans le processus. Contamination peut également être découpée dans la plaque de cette manière. Lors de la cueillette de worms, il est important de maintenir l’intégrité de l’agar, car les vers peuvent être perdus dans des trous dans la gélose. En outre, il est important de permettre le prélèvement refroidir avant de toucher la plaque afin d’éviter de faire fondre la gélose ou brûler les vers.

  1. Pour transférer rapidement de grandes quantités de vers sur les nouvelles plaques, couper un morceau d’agar NGM contenant les vers sélectionnés à l’aide d’une spatule. Retirez le morceau coupé et placez-le face vers le bas sur le bord de la pelouse de OP50 sur une nouvelle assiette.
  2. Transfert worms individuellement comme décrit ci-dessous dans protocole étape 8.2, " test de survie, " à l’aide d’un ver pick. Le fil dans le prélèvement de ver la flamme jusqu'à ce qu’il est rouge. Retirer du feu et laisser refroidir pendant quelques secondes.
  3. En utilisant le fil sur la pique, grattez légèrement la pelouse de la culture OP50 cultivée sur la nouvelle plaque, couvrant le fil sur la pique.
  4. La culture visqueuse couvrant l’extrémité du fil fait vers s’en tenir à la pointe du médiator, donc doucement ramasser sélectionné vers un mouvement glisser.
  5. Une fois vers sélectionnés sont réunis, placez-les sur une plaque de nouveau en glissant doucement la culture à travers l’agar. Placez le fil dans la flamme pour éliminer la culture restante sur la pique.

6. Préparation des oeufs

  1. Placer environ 20 animaux adultes (environ 2-3 jours après l’éclosion, lorsque cultivées à 20 ° C) par cueillette ou segmentation tel que décrit à l’étape de protocole 5, " Chunking et cueillette vers, " sur une plaque de graines avec 50 µL de souche d’e. coli, OP50.
  2. Pour recueillir les oeufs, recouvrir la plaque avec 10 mL de tampon de M9 après 1-2 jours. À l’aide d’une pipette sérologique de verre, tourbillon et agiter délicatement le contenu sur la gélose pour libérer les oeufs collés sur OP50 ou animaux adultes. Recueillir tout le liquide contenant les oeufs et les adultes.
  3. Solution de transfert M9 et OP50 dans un 15 mL conique tube. Centrifuger le tube conique de 15 mL à 2 100 x g pendant 2 min.
  4. Aspirer environ 9 mL du surnageant sans déranger le culot OP50.
  5. Resuspendre le culot dans 2 mL d’eau stérile, 1 mL d’eau de Javel et 1 mL de 0,25 M NaOH.
  6. Mélanger doucement en retournant jusqu'à ce que la majorité (environ 70 %) des animaux adultes apparaître lysée ; en général, œufs restent intacts pendant ce traitement de l’eau de Javel court à cause de leur coquille. Centrifuger le tube conique à 990 x g pendant 2 min.
  7. Aspiration surnageant sans déranger le culot. Resuspendre le culot dans 10 mL de tampon de M9.
  8. Centrifuger le tube conique en 990 x g pendant 2 min. aspirer surnageant sans culot inquiétante. Resuspendre le culot avec 200 µL de tampon de M9.
    Remarque : Préparation de l’oeuf peut-être nécessiter plusieurs essais. Œufs peuvent être détruits si ils sont exposés à l’eau de Javel pendant trop longtemps. Si les oeufs ne pas éclos, soit diminuer la concentration d’eau de Javel en solution ou diminuer la durée d’exposition à l’eau de Javel.

7. Infection par plaque de montage

  1. distribuer 3-5 mL de la DPJ dans un tube stérile et il inoculer avec une seule colonie Candida albicans à l’aide d’une anse stérile.
    1. Placer le tube sur un tambour rotatoire pour environ 16-18 h à 30 ° C.
  2. Label un 1,5 mL tube à centrifuger contenant c. albicans et un autre pour contenir OP50. Noter le poids de chaque tube vide.
    1. Place 500 µL de la nuit la culture de c. albicans dans tube marqué c. albicans et 1 500 µL de la culture OP50 durant la nuit (à l’étape 3.1) dans le tube étiqueté OP50.
    2. Centrifugation pendant 10 min à 16 100 x surnageant aspirat g. sans culot inquiétante.
    3. Une nouvelle suspension chaque granule avec 500 µL d’eau stérile. Centrifuger pendant 5 min à 16 100 x g.
    4. Aspiration surnageant sans déranger le culot. Noter le poids final des microtubes.
    5. Déterminer le poids de chaque granule en soustrayant le poids initial des microtubes du poids final.
  3. à l’aide de l’eau stérile, resuspendre le culot de c. albicans à 10 mg/mL et le culot OP50 à 200 mg/mL. Faire une infection maître mélanger en combinant les 7 µL d’eau stérile, 0,5 µL de la culture de c. albicans, 10 µL d’une solution de 50 mg/mL de streptomycine et 2,5 µL de culture OP50.
    1. Pour les plaques de contrôle, créez un mélange maître en remplaçant le volume de la culture de c. albicans avec de l’eau stérile. Graines de 20 µL du mélange d’infection ou la solution de contrôle sur les plaques de centre de NGM à l’aide d’une micropipette OP50.
      NOTE : Environ 100 vers sont nécessaires pour déterminer la signification statistique au cours de l’analyse. Ce dosage est généralement exécuté en trois exemplaires. Ainsi, un 3.2 x mélange d’infection ainsi qu’un 3.2 x solution de contrôle est effectuée. Ces mélanges sont faites pour être un peu plus de 3 x l’original pour s’assurer qu’un complet 20 µL est ensemencé sur chaque plaque, ce qui permet de place à l’erreur. Ce mélange maître est créé car le pharynx du ver est trop petit durant les premiers stades larvaires (L1-L3) à consommer c. albicans. Pour l’exposition à des agents pharmacologiques tels que le fluconazole ( Figure 3 b), l’agent est introduit dans le mélange de l’infection. La concentration de l’agent est déterminée empiriquement. Par exemple, dans la Figure 3 b, 50 µM Fluconazole est représenté, mais 0, 12,5, 25, 50 et 100 µM et Fluconazole furent également testés en utilisant le même protocole.

8. Analyse du phénotype de la région anale déformé (Dar) et test de survie

  1. visualiser le phénotype de Dar
    Remarque : Dar est mieux visualisé au stade L3 et au-delà. Dar se présente comme une petite saillie dans la région anale post du ver ( Figure 2 a), qui devient plus importante au fil du temps.
    1. Confirmer si un animal a Dar en appuyant rapidement sur la plaque sur la scène du microscope à dissection ; animaux sans volonté de Dar se déplacent en arrière immédiatement, tandis que les animaux avec Dar sera soit besoin répété tours de tapping pour inverser leur direction, ou ils ne sera pas du tout.
  2. Test de survie
    1. préparation oeuf complet comme décrite dans l’étape de protocole 6, " oeuf préparation ". Compter les oeufs dans le cadre de la dissection et diluer la solution oeuf avec M9 jusqu'à l’obtention d’une concentration d’environ 5-6 de œufs sains par µL. En utilisant une pipette, ajouter 20 µL d’échantillon contenant environ 30 œufs sur la plaque NGM préparé, dans la zone située entre la culture et du côté de la plaque (oeufs et ver alimentaire, OP50, sont à deux endroits distincts).
    2. Incuber les plaques à 20 ° C pendant 48 h. Sous le microscope à dissection, compter le nombre de vers vivants et morts adultes dans chaque assiette, ainsi que le nombre de vers avec Dar. Enregistrer les % avec Dar.
    3. Examiner un animal mort, si elle ne répond pas à l’écoute sur la tête par un fil d’aluminium ou tapant sur la plaque.
    4. Tous les jours, transférer vers adultes restantes de cueillette comme décrit à l’étape de protocole 5, " Chunking et cueillette vers, " sur une nouvelle plaque de contrôle ou d’infection. À ce stade, si nécessaire, effectuer un test de survie en vérifiant le nombre de vers vivants, morts et disparus chaque jour.
      Remarque : Ce test peut fonctionner pendant deux semaines, commençant par la préparation de l’oeuf. En outre, la solution de l’oeuf ne devrait pas être dispensée sur la culture bactérienne, comme la solution peut contenir des traces d’eau de Javel qui peut tuer la OP50. La solution devrait également être distribué environ 0,5 cm du bord de la plaque, car les œufs peuvent se coincer entre les côtés de la plaque et l’agar. En outre, en raison de la prolifération rapide de worms, transférant les adultes sur les nouvelles plaques est critique pour les séparer de leur progéniture.
  3. Analyser la survie
    1. analyser les résultats à l’aide du logiciel d’analyse courbe de survie (voir liste des matériaux).
    2. Comparer la survie de courbes à l’aide de la méthode Grehan-Breslow-Wilcoxon (en supposant que les données des périodes tôt de survie sont plus précises qu’ULTERIEUREMENT, pondérer les données en conséquence) ainsi que d’outils statistiques Logrank 45.
      NOTE : Par exemple, dans la Figure 4 b -C, la survie vers traités avec mutant c. albicans est comparée à ceux traités par les contrôles de type sauvage isogéniques ou complementarystrains.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Un dosage de pathogenèse (Figure 1) à l’aide de c. albicans et c. elegans a déjà été décrite par notre laboratoire17,18 et autres laboratoires19,20. Nous démontrons la susceptibilité de l’utilisation de c. elegans afin d’étudier la virulence de c. albicans montrant que les cellules de c. albicans so...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Les méthodes pour doser l’infection à c. elegans et la survie au cours de la durée d’exposition à c. albicans que nous avons décrite peuvent être modifiés pour tester un autre pathogène. Cultures en milieu liquide d’une autre bactérie ou champignon peuvent être faites et nourris de c. elegans de manière similaire. En outre, les infections séries peuvent être dosées en premier exposant la larve à un agent pathogène comme décrit et ensuite transférer les animaux sur une nouvelle assiette contenan...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été effectué à et soutenu par Worcester Polytechnic Institute.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Gélose (granulée, de qualité bactériologique)Apex BioResearch Products20-248
Fil d’aluminium (95 % Pt, calibre 32)Genesee Scientific59-1M32P
Axiovision Zeiss Microscope inverséAxiovision Zeiss
Bacto-PeptoneFisher BioReagantsBP1420-500
C. elegans souche Bli-3Caenorhabditis Centre de génétiqueBli-3(e767) CB767
Chlorure de calciumFisher ScientificBP51-250
Cholestérol, grade Sigma, minimum 99 %SigmaC8667-25G
(20 x 150 mm)FIsherBrand14-961-33
Microscope de dissection (illuminateur haute intensité NI-150)Nikon Instrument Inc.
E. coliCaenorhabditis Genetics CenterOP50
GraphPad Prism (logiciel d’analyse de la courbe de survie)Logiciel
LB Broth (Miller’s)Apex BioResearch Products11-120
Sulfate de magnésiumFisher Scientific10034-99-8
Boîtes de Pétri moyennes (35 X 10 mm)Falcon
Phosphate de potassium monobasiqueSigmaP0662-500G
Chlorure de sodiumFisher ScientificBP358-1
Phosphate de sodiumFisher ScientificBP332-500
Wildtype C. albicans SC5314ATCCSC5314
Wildtype C. elegansCaenorhabditis Genetics CenterN2
Tubes de culture jetables GraphPad353001

Références

  1. Fire, A., et al. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391 (6669), 806-811 (1998).
  2. Ellis, H. M., Horvitz, H. R. Genetic control of programmed cell death in the nematode C. elegans. Cell. 44 (6), 817-829 (1986).
  3. Hengartner, M. O., Ellis, R. E., Horvitz, H. R. Caenorhabditis elegans gene ced-9 protects cells from programmed cell death. Nature. 356 (6369), 494-499 (1992).
  4. Sulston, J. E., Horvitz, H. R. Post-embryonic cell lineages of the nematode, Caenorhabditis elegans. Dev Biol. 56 (1), 110-156 (1977).
  5. Chalfie, M., Tu, Y., Euskirchen, G., Ward, W. W., Prasher, D. C. Green fluorescent protein as a marker for gene expression. Science. 263 (5148), 802-805 (1994).
  6. Kong, C., Yehye, W. A., Abd Rahman, N., Tan, M. W., Nathan, S. Discovery of potential anti-infectives against Staphylococcus aureus using a Caenorhabditis elegans infection model. BMC Complement Altern Med. 14, 4(2014).
  7. Marsh, E. K., May, R. C. Caenorhabditis elegans, a model organism for investigating immunity. Appl Environ Microbiol. 78 (7), 2075-2081 (2012).
  8. Kaletta, T., Hengartner, M. O. Finding function in novel targets: C. elegans as a model organism. Nat Rev Drug Discov. 5 (5), 387-398 (2006).
  9. Sem, X., Rhen, M. Pathogenicity of Salmonella enterica in Caenorhabditis elegans relies on disseminated oxidative stress in the infected host. PLoS One. 7 (9), e45417(2012).
  10. Irazoqui, J. E., et al. Distinct pathogenesis and host responses during infection of C. elegans by P. aeruginosa and S. aureus. PLoS Pathog. 6, e1000982(2010).
  11. Kim, D. H., et al. A conserved p38 MAP kinase pathway in Caenorhabditis elegans innate immunity. Science. 297 (5581), 623-626 (2002).
  12. Bae, T., et al. Staphylococcus aureus virulence genes identified by bursa aurealis mutagenesis and nematode killing. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (33), 12312-12317 (2004).
  13. Couillault, C., et al. TLR-independent control of innate immunity in Caenorhabditis elegans by the TIR domain adaptor protein TIR-1, an ortholog of human SARM. Nat Immunol. 5 (5), 488-494 (2004).
  14. Aballay, A., Drenkard, E., Hilbun, L. R., Ausubel, F. M. Caenorhabditis elegans innate immune response triggered by Salmonella enterica requires intact LPS and is mediated by a MAPK signaling pathway. Curr Biol. 13 (1), 47-52 (2003).
  15. Kesika, P., Balamurugan, K. Studies on Shigella boydii infection in Caenorhabditis elegans and bioinformatics analysis of immune regulatory protein interactions. Biochem Biophys Acta. 1824 (12), 1449-1456 (2012).
  16. Cinar, H. N., et al. Vibrio cholerae hemolysin is required for lethality, developmental delay, and intestinal vacuolation in Caenorhabditis elegans. PLoS One. 5 (7), e11558(2010).
  17. Jain, C., Pastor, K., Gonzalez, A. Y., Lorenz, M. C., Rao, R. P. The role of Candida albicans AP-1 protein against host derived ROS in in vivo models of infection. Virulence. 4 (1), 67-76 (2013).
  18. Jain, C., Yun, M., Politz, S. M., Rao, R. P. A pathogenesis assay using Saccharomyces cerevisiae and Caenorhabditis elegans reveals novel roles for yeast AP-1, Yap1, and host dual oxidase BLI-3 in fungal pathogenesis. Eukaryot Cell. 8 (8), 1218-1227 (2009).
  19. Tampakakis, E., Okoli, I., Mylonakis, E. A C. elegans-based, whole animal, in vivo screen for the identification of antifungal compounds. Nat. Protoc. 3 (12), 1925-1931 (2008).
  20. Pukkila-Worley, R., Ausubel, F. M., Mylonakis, E. Candida albicans infection of Caenorhabditis elegans induces antifungal immune defenses. PLoS Pathog. 7 (6), e1002074(2011).
  21. Dieterich, C., et al. In vitro reconstructed human epithelia reveal contributions of Candida albicans EFG1 and CPH1 to adhesion and invasion. Microbiology. 148 (Pt 2), 497-506 (2002).
  22. Chen, C. G., et al. Non-lethal Candida albicans cph1/cph1 efg1/efg1 transcription factor mutant establishing restricted zone of infection in a mouse model of systemic infection. Int J Immunopathol Pharmacol. 19 (3), 561-565 (2006).
  23. Ricicova, M., et al. Candida albicans biofilm formation in a new in vivo rat model. Microbiology. 156 (Pt 3), 909-919 (2010).
  24. Fazly, A., et al. Chemical screening identifies filastatin, a small molecule inhibitor of Candida albicans adhesion, morphogenesis, and pathogenesis. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (33), 13594-13599 (2013).
  25. Lo, H. J., et al. Nonfilamentous C. albicans mutants are avirulent. Cell. 90 (5), 939-949 (1997).
  26. Koh, A. Y., Kohler, J. R., Coggshall, K. T., Van Rooijen, N., Pier, G. B. Mucosal damage and neutropenia are required for Candida albicans dissemination. PLoS Pathog. 4 (2), e35(2008).
  27. McDonough, K. A., Rodriguez, A. The myriad roles of cyclic AMP in microbial pathogens: from signal to sword. Nat Rev Microbiol. 10 (1), 27-38 (2011).
  28. Sonneborn, A., Tebarth, B., Ernst, J. F. Control of white-opaque phenotypic switching in Candida albicans by the Efg1p morphogenetic regulator. Infect Immun. 67 (9), 4655-4660 (1999).
  29. Li, F., Palecek, S. P. EAP1, a Candida albicans gene involved in binding human epithelial cells. Eukaryot Cell. 2 (6), 1266-1273 (2003).
  30. Staib, P., Kretschmar, M., Nichterlein, T., Hof, H., Morschhauser, J. Transcriptional regulators Cph1p and Efg1p mediate activation of the Candida albicans virulence gene SAP5 during infection. Infect Immun. 70 (2), 921-927 (2002).
  31. Korting, H. C., et al. Reduced expression of the hyphal-independent Candida albicans proteinase genes SAP1 and SAP3 in the efg1 mutant is associated with attenuated virulence during infection of oral epithelium. J .Med Microbiol. 52 (Pt 8), 623-632 (2003).
  32. Chamilos, G., et al. Drosophila melanogaster as a facile model for large-scale studies of virulence mechanisms and antifungal drug efficacy in Candida species. J Infect Dis. 193 (7), 1014-1022 (2006).
  33. Brothers, K. M., Newman, Z. R., Wheeler, R. T. Live imaging of disseminated candidiasis in zebrafish reveals role of phagocyte oxidase in limiting filamentous growth. Eukaryot Cell. 10 (7), 932-944 (2011).
  34. Brennan, M., Thomas, D. Y., Whiteway, M., Kavanagh, K. Correlation between virulence of Candida albicans mutants in mice and Galleria mellonella larvae. FEMS Immunol Med Microbiol. 34 (2), 153-157 (2002).
  35. Mallo, G. V., et al. Inducible antibacterial defense system in C. elegans. Curr Biol. 12 (14), 1209-1214 (2002).
  36. Chavez, V., Mohri-Shiomi, A., Maadani, A., Vega, L. A., Garsin, D. A. Oxidative stress enzymes are required for DAF-16-mediated immunity due to generation of reactive oxygen species by Caenorhabditis elegans. Genetics. 176 (3), 1567-1577 (2007).
  37. Moy, T. I., Mylonakis, E., Calderwood, S. B., Ausubel, F. M. Cytotoxicity of hydrogen peroxide produced by Enterococcus faecium. Infect Immun. 72 (8), 4512-4520 (2004).
  38. Hoeven, R., McCallum, K. C., Cruz, M. R., Garsin, D. A. Ce-Duox1/BLI-3 generated reactive oxygen species trigger protective SKN-1 activity via p38 MAPK signaling during infection in C. elegans. PLoS Pathog. 7 (12), e1002453(2011).
  39. Meitzler, J. L., Ortiz de Montellano, P. R. Caenorhabditis elegans and human dual oxidase 1 (DUOX1) "peroxidase" domains: insights into heme binding and catalytic activity. J Biol Chem. 284 (28), 18634-18643 (2009).
  40. Issi, L., et al. Zinc Cluster Transcription Factors Alter Virulence in Candida albicans. Genetics. 205 (2), 559-576 (2017).
  41. Ford, C. B., et al. The evolution of drug resistance in clinical isolates of Candida albicans. Elife. 4, e00662(2015).
  42. Naglik, J. R., Fidel, P. L., Odds, F. C. Animal models of mucosal Candida infection. FEMS microbiology letters. 283 (2), 129-139 (2008).
  43. Garsin, D. A., et al. A simple model host for identifying Gram-positive virulence factors. Proceedings of the National Academy of Sciences. 98 (19), 10892-10897 (2001).
  44. Sifri, C. D., Begun, J., Ausubel, F. M., Calderwood, S. B. Caenorhabditis elegans as a Model Host for Staphylococcus aureus Pathogenesis. Infection and immunity. 71 (4), 2208-2217 (2003).
  45. Jain, C., Yun, M., Politz, S. M., Rao, R. P. A pathogenesis assay using Saccharomyces cerevisiae and Caenorhabditis elegans reveals novel roles for yeast AP-1, Yap1, and host dual oxidase BLI-3 in fungal pathogenesis. Eukaryotic cell. 8 (8), 1218-1227 (2009).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Essai d infection fongiqueEssai de surviePr l vement de versPr paration d ufsCandida albicansColonisation intestinaleFacteurs de virulenceImmunit inn e

Articles connexes