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Article de méthode

La régulation génique et thérapie ciblée dans le Cancer de l’estomac métastase péritonéale : les résultats radiologiques de double énergie CT et PET/CT

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DOI :

10.3791/56526

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22 janvier 2018

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1Department of Radiology, Ruijin Hospital, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine, 2Department of Nuclear Medicine, Ruijin Hospital, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine, 3GE Healthcare China, 4Department of Surgery, Cedars-Sinai Medical Center

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit la valeur de Biénergie CT et PET/CT méthodes en évaluation d’imagerie et de l’efficacité de tumeur d’imagerie. Cet article décrit les méthodes de recherche et les résultats acquis par Biénergie CT et TEP/CT à évaluer la régulation génique et traitement ciblé de métastases péritonéales de cancer gastrique.

Résumé

Le cancer gastrique reste quatrième dans le monde entier avec une survie à cinq ans de seulement 20 à 30 % l’incidence du cancer. Métastases péritonéales est le type le plus fréquent des métastases qui accompagne le cancer gastrique non résécable et est un déterminant définitif de pronostic. Prévenir et contrôler le développement des métastases péritonéales pourraient jouer un rôle en aidant à prolonger la survie des patients atteints de cancer gastrique. Une technique d’imagerie non invasive et efficace nous aidera à identifier l’invasion et le processus de métastase de métastases péritonéales et à surveiller les changements dans les nodules de la tumeur en réponse aux traitements. Ceci nous permettra d’obtenir une description précise du processus de développement et des mécanismes moléculaires du cancer gastrique. Nous avons récemment décrit expérience utilisant Biénergie CT (DECT) et/calculé tomographie par émission de positons (TEP/CT) plates-formes pour la détection et le suivi des métastases de la tumeur gastrique dans les modèles de souris nude. Nous avons montré que le suivi continu hebdomadaire avec DECT et TEP/CT peut identifier des changements dynamiques dans les métastases péritonéales. La sFRP1-surexpression dans les modèles de souris de cancer gastrique a montré positive performance radiologique, une absorption plus élevée de FDG et amélioration croissante et le SUVmax (valeur normalisée de l’absorption) des nodules a montré une tendance à l’altération évidente réponse à la thérapie ciblée de TGF-β1 inhibiteur. Dans cet article, nous avons décrit les modalités d’imagerie non invasive pour mener des recherches plus complexes sur les métastases péritonéales cancer gastrique à l’aide de modèles animaux et fourni des résultats représentatifs de l’imagerie. L’utilisation de techniques d’imagerie non invasives devrait nous permettre de mieux comprendre les mécanismes de la tumorigenèse, surveiller la croissance de la tumeur et évaluer l’effet des interventions thérapeutiques pour le cancer gastrique.

Introduction

Cancer de l’estomac (GC) reste la malignité quatrième plus commune et la deuxième cause de mortalité de cancer dans le monde1. Bien que la précision dans le diagnostic et le traitement du cancer gastrique a été grandement améliorée, métastase péritonéale est le point clé plus de pronostic du cancer de l’estomac ou de la réapparition et est un déterminant définitif de décès postopératoire2. Il est généralement admis que la dissémination péritonéale est un mode mortelle de métastase, où la maladie devient incontrôlable et le pronostic du patient est pauvre, une fois établie la dissémination péritonéale. Par conséquent, la détection et l’évaluation d’effet thérapeutique des métastases péritonéales de cancer gastrique est cruciale pour la pratique clinique.

L’incidence et la mortalité du cancer gastrique croissante avaient sous l’impulsion de chercheurs d’identifier ses mécanismes moléculaires. La forte expression de gènes tels que de la protéine sécrétée crépus liées 1 (sFRP1) pourrait mener à l’activation de la voie de signal dans les premiers stades du cancer gastrique, favorisant le processus de tumeur de croissance, la prolifération, la différenciation et l’apoptose3 , 4 , 5 , 6 , 7. sFRP1-surexpression cellules montrent une augmentation dans l’expression du TGFβ, ses objectifs en aval et EMT induite par le TGFβ8. Des études antérieures ont démontré que la concentration de TGF-β1 est corrélée avec métastases péritonéales et les étapes de la classification TNM du cancer gastrique. Nous avons décrit les changements dans la prolifération des cellules cancéreuses réglementés par la surexpression de sFRP1 et inhibition de TGF-β1 et animal établi des modèles pour les métastases péritonéales montrer les performances de l’imagerie tumorale sous l’effet de régulation génique.

Des modèles animaux de cancer gastrique sont des outils indispensables pour des recherches sur le développement de tumeurs et d’expérimenter avec différentes stratégies thérapeutiques sans avoir à sacrifier des animaux. Modèles animaux sont avérés utiles pour étudier les mécanismes de formation des tumeurs et cellules d’origine, pour déterminer l’existence de cellules souches cancéreuses et en examinant les diverses nouvelles stratégies thérapeutiques. Par conséquent, une technique non-invasive en temps réel peut fournir une description précise du développement des tumeurs gastriques et de la réponse tumorale aux traitements, ce qui permet d’identifier le développement des nodules péritonéaux métastases chez la souris nude et de surveiller les changements d’une tumeur en réponse à diverses interventions expérimentales et thérapeutiques.

Actuellement, détecteur multifonction CT (MDCT) joue un rôle important dans la mise en scène du TNM des cancers gastriques et est utile pour prédire la résécabilité de la tumeur avant l’opération9. Cependant, les études radiologiques des patients présentant le carcinome gastrique histologiquement prouvé ont principalement été fondées sur la morphologie. DECT imagerie étend les paramètres afin de tenir compte des informations fonctionnelles en fournissant des images monochromatiques et peut s’avérer utile pour améliorer la N mise en scène de précision pour les cancers gastriques. En outre, cette technique permettra l’acquisition d’images de décomposition de la matière, qui peut être utile de faire la différence entre différenciée et indifférencié carcinome gastrique et entre les ganglions métastatiques et non métastatiques10 . Avec l’introduction de DECT, l’aspect d’imagerie fonctionnelle de la CT a également été ajouté aux applications cliniques, contribuer aux évaluations de l’efficacité thérapeutique et de prédire les pronostics patient11,12,13. TEP/CT est une technique d’imagerie très utile pour la détection et la stadification du cancer de l’estomac et peut évaluent la réapparition de la tumeur efficacement14. Prolifération des cellules tumorales et angiogenèse ont toutes deux jugé nécessaire dans le développement d’une tumeur décelable15, nodules de tumeur a montré une performance positive avecmax de plus SUV sur base de la TEP/CT. sur leur préférence pour aérobie la glycolyse, 18F-FDG, un analogue du glucose, a été exploitée comme traceur prometteur dans le diagnostic des tumeurs malignes, combinée à la TEP/CT16. Cette méthode s’appuie sur la consommation de glucose rapide des tissus tumoraux et dispose de larges applications cliniques, y compris aider à la détection, mise en scène et l’évaluation du pronostic des tumeurs, ainsi que le suivi de réponse des tumeurs, les thérapie17 , 18. comme les méthodes non invasives, DECT et TEP/CT ont été utilisées pour diagnostiquer les tumeurs malignes et d’évaluer la réponse tumorale aux diverses thérapies.

Notre groupe emploie cette méthode d’imagerie non invasive avec DECT et TEP/CT scanner pour détecter et surveiller le processus de la croissance tumorale et les métastases vie souris19. Nous avons examiné les résultats d’imagerie induites par la surexpression de sFRP1 dans le cancer gastrique cellules in vivo à l’aide de la souris Nudes, DECT et TEP/CT et décrit le traitement de modifications de la SUVmax valeur suite ciblés par l’inhibiteur de TGF-β1 pour confirmer le développement des nodules de tumeur dans le péritoine après l’induction de gènes et a également étudié les changements dans les nodules de la tumeur en réponse à des traitements expérimentaux. Dans cet article, nous présentons des procédures détaillées pour la modélisation des métastases péritonéales tumeur gastrique chez les souris et sa détection et surveillance avec DECT et TEP/CT.

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Protocole

Ce travail a été réalisé en stricte conformité avec les normes établies par les directives pour le soin et l’utilisation du laboratoire animaux de Shanghai Jiao Tong University et a été approuvé par le laboratoire Animal éthique Comité de l’Hôpital Ruijin.

1. gastric Cancer péritonéal métastases modèle Animal

  1. Diviser une lignée de cellules de cancer de l’estomac humain SGC-7901 modérément différenciée en un groupe de SGC-7901/sFRP1 et un groupe de SGC-7901/vector. Groupes de culture les deux cellules séparément dans RPMI 1640 additionné de sérum de veau fœtal 10 %, 100 unités/mL de streptomycine et 100 µg/mL de pénicilline à 37 ° C en atmosphère humidifiée avec 5 % de CO2.
  2. Utilisez 4 à 6 semaines-vieilles femelles BALB/c nus souris athymiques avec un poids de 25 à 30 g. Place animaux dans des conditions spécifiques dans une animalerie exempts de micro-organismes pathogènes.
  3. Diviser la souris au hasard dans le groupe de la surexpression de sFPR1 et le groupe sFPR1 de chargement vide.
    Remarque : Chaque groupe avait dix souris nues ; Vingt souris ont été répartis aléatoirement dans le groupe de traitement de TGF-β1 et TGF-β1, groupe témoin, avec jusqu'à 5 souris nues par cage animaux.
  4. Créer le groupe de modèles de xénogreffes de métastases péritonéales sFPR1-surexpression en administrant des suspensions µL (2 x 106 cellules/mL) 150 de SGC-7901/sFRP1 les cellules par l’intermédiaire de la cavité abdominale ; SGC-7901/vecteur cellules sont administrés afin d’établir le groupe de chargement vide.
    Remarque : Utilisez un hémocytomètre méthode de comptage pour déterminer la concentration de cellules20.
  5. Créer le groupe de modèles de xénogreffes de métastases péritonéales en administrant des suspensions de (2 x 106 cellules/mL) 150 µL de cellules SGC-7901 via la cavité abdominale. Administrer la thérapie de la cible de TGF-β1 inhibiteur SB431542 après une période de deux semaines de croissance par injection intrapéritonéale à une dose de 100 µL/10 g de poids corporel chaque jour d’autres à des souris dans le groupe de traitement.
    1. Administrer un soluté physiologique à la même dose à des souris du groupe témoin.
  6. Réalisez les DECT et TEP/CT scanner 1 jour avant le traitement et 1 jour, 7 jours, 14 jours et 21 jours après le traitement.

2. DECT pour métastases péritonéales modèle Animal

Remarque : L’animal d’imagerie expérience a été réalisée sur la Biénergie tomodensitomètre (voir Table des matières). Nous avons créé le protocole d’imagerie associé de DECT selon les études précédentes.

  1. Programme d’installation pour DECT protocole d’imagerie
    1. Sur l’ordinateur d’imagerie de la console, sélectionnez l’icône « gestion du protocole » pour accéder à l’interface suivante, puis cliquez sur l’option « "protocol gestion » pour afficher l’écran de gestion de protocole.
    2. Dans l’interface « User protocol », sélectionnez la zone de l’abdomen pour accéder à la liste de protocoles abdomen.
    3. Cliquez sur l’espace vide dans les listes de protocole, puis cliquez sur le bouton « Nouveau » taper le nom d’un nouveau protocole : « Animal DECT Scan ». Appuyez sur la touche « Entrée » du clavier et cliquez sur le bouton « Scout » dans le menu contextuel, cliquez sur « OK » pour installer la série de scout (la première série).
    4. Sélectionnez le mode « XY » pour « Point de référence anatomique » et « tête première décubitus dorsal » pour « L’Orientation Patient ». Cliquez sur l’option « transfert automatique » et sélectionnez l’emplacement de la station de travail où les séries d’images seront téléchargées. Nom de la « Phase de Scout » dans la Description de la série.
    5. Dans l’écran « Vue modifier », assurez-vous que les paramètres d’analyse pertinents sont définis comme suit : « Lieu de départ » et les options de « Lieu de la fin » sont retrouvent à « S50 » et « I50 » respectivement, « KV » à « 100 », « mA » « 80 », « 90° » pour « Position du scout latérale », « 0° » pour la position de scout de AP « « et le WW/WL « scout » à « 400/40".
    6. Créez ensuite la seconde série pour la numérisation de non amélioré. Cliquez sur « Créer nouvelle série », dans la fenêtre pop-up pour sélectionner les icônes « Axial » et « Créer après ».
    7. Nom de la série comme «-C phase » dans la Description de la série et tourner « localizer Show » sur. Dans l’interface de type Scan, sélectionnez le type « balayage » et 0,5 s pour « Temps de Rotation », cliquez sur l’option Vitesse « épaisse » pour définir les paramètres (couverture de détecteur à 40 mm, épaisseur hélicoïdale à 0,625 mm, de hauteur et de vitesse à 0.516:1/20.62, temps de Rotation à 0,5 s) dans la fenêtre contextuelle fenêtre, intervalle à 0,625 mm, Tit portique à 0, SFOV select petit corps, kV à 100, cliquez sur « mA » puis tapez 600 pour mA manuelle.
    8. Cliquez sur l’icône « Paramètres Recon » et ouvrez la fenêtre contextuelle de l’Option « Recon ». Sélectionnez « Plus » en Mode Recon ; Cliquez sur l’icône « Tranche » pour sélectionner le mode « ss50 tranche 50 % » dans l’écran de « ASiR Setup ». Définissez les autres paramètres comme suit : DFOV à 25 cm, R/L et A / P Centre à 0 cm, type Recon select « Stnd », taille de la matrice à 512.
    9. Créer la troisième série de scan pour un meilleur balayage en répétant l’étape 2.1.8, nommez-le comme « + QC C phase » et activer « Afficher Loc » ; le premier groupe est la configuration de série de la phase artérielle.
    10. Dans l’interface « Analyse type », cliquez sur « GSI (pierre précieuse à l’imagerie spectrale) » et sélectionnez « balayage » type, sélectionnez le protocole « GSI-52"dans la fenêtre « Abdomen GSI préréglage sélection ». Jeu commencez emplacement et emplacement selon le balayage non amélioré.
      1. Cliquez sur l’icône « Paramètres Recon » et ouvrez la fenêtre contextuelle de l’Option « Recon ». En Mode Recon, sélectionnez « Plus » et dans « option GSI » cliquez sur « QC » ; les autres paramètres sont les mêmes qu’à l’étape 2.1.8.
    11. Cliquez sur l’icône « R2 » et sélectionnez « Oui » dans l’onglet « Recon activé » Select « épaisseur » à 0,625 puis tapez 0,625 « Intervalle ». Ouvrez la fenêtre contextuelle d’Option « Recon », en Recon Mode select « Plus » ; dans options de GSI, cliquez sur « Mono » et définissez le keV à 70 keV ; dans la fenêtre Paramètres de l’ASiR, sélectionnez le « GS40 40 % « mode pour le paramétrage de l’ASiR GSI. Les autres paramètres sont définis avec l’étape 2.1.8. Nommez cette étape comme « + C 70keV phase ».
    12. Cliquez sur l’icône « R3 » et sélectionnez « Oui » dans l’onglet « Recon activé » Set « épaisseur » à 1,25 et type 0,625 pour « Intervalle ». Ouvrez la fenêtre contextuelle d’Option « Recon », en Recon Mode select « Plus » et « Qi amélioré » ; dans les options de GSI, cliquez sur « Mono », définissez le keV à 70 keV et cliquez sur « Fichier de données de GSI » ; Assurez-vous que la configuration de l’ASiR GSI est conformément à l’étape 13. Les autres paramètres sont définis comme à l’étape 2.1.8. Nommez cela comme « + C Mono phase ».
    13. Cliquez sur « Ajouter un groupe » pour créer deux scan groupes pour représenter le portail et la phase de retard, respectivement. Assurez-vous que les gammes « Emplacement de démarrage » et « Lieu de la fin » de chaque phase de balayage sont compatibles et les autres paramètres sont les mêmes que la phase artérielle. Tapez le délai en « Groupe de préparation » : le premier groupe (phase artérielle) à 0 s, le deuxième groupe (phase portail) à 8 s et le troisième groupe (phase de retard) à 16 s.
    14. Cliquez sur l’option « Accepter » pour sauver le protocole après que tous les réglages sont effectués.
  2. Processus d’imagerie DECT
    1. Sélectionnez les souris nues au hasard dans les groupes de traitement et de contrôle avant chaque scan. Placer les animaux sélectionnés dans des nouvelles cages et marquez-les séparément.
    2. Rapide des souris pendant 4 h avec de l’eau, mais sans nourriture ou de la literie.
    3. Retirer les souris de laboratoire du centre d’expérimentation animale 1 h avant le scan et veillez à ce que les souris sont placés dans un nouvel environnement chaud jusqu'à ce que le scan commence.
    4. Toutes les souris expérimentales avec une injection intrapéritonéale de 2,5 % pentobarbital sodique (1,0 mL/kg de poids corporel) avant DECT scan imaging anesthésier et confirmer la profondeur de l’anesthésie par le réflexe de pincée d’orteil. La pommade sur les yeux pour prévenir le dessèchement tandis que sous anesthésie.
      Remarque : Vérifiez que la tête de chaque souris nues est en position basse quand injecter de la drogue, réduisant ainsi les dommages aux organes internes. Attention au site d’injection et la profondeur de l’injection. Placer l’embout de la seringue à un angle de 45° vers l’intérieur de l’abdomen inférieur gauche/droite et faire en sorte que la profondeur de l’aiguille est telle que l’injection dans l’intestin et d’autres organes est évitée.
    5. Cliquez sur l’icône « Nouveau Patient », saisir les informations de base sur la souris, y compris ses patients ID et name. Dans le « protocole d’utilisateur », cliquez sur le « protocole de ventre » et sélectionnez le protocole « Animal DECT Scan » pour ouvrir l’interface d’opération.
    6. Une fois que l’anesthésie est induite, déplacez chaque souris sur une plate-forme de luminaire animaux en décubitus dorsal et fixer sa queue avec du ruban adhésif pour s’assurer qu'il n’infléchit pas. Stérilisez la queue avec de l’alcool pour injection d’agent de contraste ultérieures dans la veine caudale.
    7. Déplacer le lit de CT scan pour que le laser de ligne positionnement externe se trouve sur le bas ventre de l’animal. Lorsque le positionnement est terminé, cliquez sur le bouton « reset ».
      Remarque : La mise en place de lignes de positionnement externes sur le bas ventre de l’animal s’assure que les animaux soient trouvent dans la mesure du possible à l’extérieur de la machine pour l’administration agent simple contraste dans la veine caudale.
    8. Cliquez sur l’icône « Valider » et suivre l’ordre clignotant des touches sur le clavier pour terminer le scout à balayage. Sélectionnez la « prochaine série » icône après le scout de numérisation est terminée et accéder à l’interface pour la numérisation de non amélioré.
    9. Dans l’écran de droite, régler la « Start Location » et « Lieu de la fin » sur le scout vues pour définir l’intervalle de balayage. Maintenir la même gamme « Scout latérale » et « scout AP » et couvrir le volume de l’ensemble du corps de l’animal.
    10. Cliquez sur l’icône « Valider » et suivre l’ordre clignotant des touches sur le clavier pour terminer le scout à balayage.
    11. Injecter chaque souris avec iopamidol à une dose de 0,2 mL/100 g par l’intermédiaire de la veine caudale.
      NOTE : Nous avons choisi d’administrer l’opacifiant manuellement et de maintenir le débit d’injection aussi stable que possible. Il est plus propice pour capturer l’amélioration rapide de la tumeur en imagerie.
    12. Cliquez sur « prochaine série » pour effectuer la numérisation accrue. Selon l’analyse non amélioré la valeur « Start Location » et « Ligne locale ». Cliquez sur l’icône « confirmer » et suivre l’ordre clignotant des touches sur le clavier pour compléter la dynamiques améliorées scans, includingarterial phase, phase portail et retard de phase.
      Remarque : Cliquez sur l’icône « Confirmer » immédiatement pour lancer le balayage après que l’agent de contraste est injecté. C’est essentiel et crucial pour la numérisation accrue afin d’assurer que la meilleure image possible de la phase artérielle est capturée. Cependant, quelque retard après en cliquant sur l’icône « confirmer » peut faire en sorte que le personnel de laboratoire s’est retiré en toute sécurité de la salle d’examen.
    13. Cliquez sur « Fin examen » pour quitter l’interface de numérisation, une fois la numérisation terminée ; les séries d’images seront automatiquement téléchargés sur le poste de travail.
    14. Placer l’animal dans une cage vide après l’achèvement de la numérisation avec toutes les souris et les observer jusqu'à ce qu’ils ont repris connaissance. Ne laissez pas un animal sans surveillance jusqu'à ce qu’il a repris connaissance suffisante pour maintenir le décubitus sternal. Puis transférer les souris dans une salle propre animale.
  3. Poste DECT analyse d’imagerie
    1. Trouvez la série de la souris sur le workstationinterface DECT (voir Table des matières) et sélectionnez le « + C Mono phase » listes de série. Ouvrez « GSI Volume Viewer » et sélectionnez « Général de GSI VV » protocole depuis l’interface "GSI Protocol Manager".
    2. Cliquez sur l’annotation active « Type d’affichage » dans le coin supérieur gauche des fenêtres image et sélectionnez l’orientation « coronaire » dans le menu déroulant.
    3. Pour une image fenêtre, cliquez sur l’annotation active « Volume 1 » à l’angle supérieur gauche et sélectionnez les volumes « Mono » dans le menu déroulant. De même, dans une autre fenêtre de l’image, sélectionner les volumes de « Iode (eau) ». Cliquez et maintenez enfoncé le bouton gauche de la souris, faites glisser l’image de viewport « Iode (eau) » en « Mono » et cochez la case « mélanger les vues » pour obtenir les images couleur fusionnée.
    4. Cliquez et faites glisser depuis le centre de l’icône « Image Scroll » d’observer les images. Enregistrer les images qui montrent des résultats positifs sous forme d’images couleur fusionnée.

3. la TEP/CT pour métastases péritonéales modèle Animal

Remarque : Consultez la table des matières pour l’imageur de TEP/CT utilisé. Nous avons créé la TEP/CT connexe d’imagerie protocole conformément à cet article21.

  1. Configurer le protocole d’imagerie Micro-TEP/CT
    1. Pour un corps entier CT scan, fixé actuellement à 500 µA, tension à 80 kV, durée d’exposition à 200 ms et 240 marches pour la rotation de 240°. Pour le détecteur de rayons x, sélectionnez résolution à « grossissement faible système » à champ d’imagerie axial de 78 mm avec lit simple mode. Utilisez la méthode de « Reconstruction commune de faisceau conique » et sélectionnez l’option « en temps réel la reconstruction », afin que l’ordinateur hôte peut se connecter avec l’ordinateur de reconstruction en temps réel dédié (Cobra) pour lancer la tâche.
    2. Pour PET acquisition, dans l’option « acquérir de temps » la valeur « temps d’acquisition fixe » 600 s (10 min). La valeur « étude isotopique » F-18 et « vitalité » à 350-650 keV.
    3. Pour produire l’histogramme de PET, définir le « cadre dynamique » comme « noir » de traiter les données comme un cadre pour l’ensemble de la durée atteindre l’analyse statique. Définissez type d’histogramme pour « 3D » et sélectionnez l’option « aucune correction de dispersion ».
    4. Pour la reconstruction de PET, reconstruire des images en utilisant un algorithme de OSEM3D suivi par carte ou Carte Fast22 fournies par workstationsoftware TEP/CT (voir Table des matières).
  2. Préparation avant l’imagerie TEP/CT
    1. Rapide les souris qui ont subi des expériences DECT pendant 4 h et transférer les souris dans de nouvelles cages animaux 30 min avant l’imagerie.
    2. Peser les souris et noter leur poids.
    3. Suivez les procédures de sécurité de l’Institut afin d’acquérir et de transporter le colis contenant des matières radioactives (RAM). Utilisez un bouclier de protection pour transporter le 18F-FDG (5 mCi), et de mesurer la radioactivité totale 18F-FDG avec un calibreur de dose.
    4. Diluer le 18F-FDG avec un soluté physiologique à la radioactivité appropriée de l’injection de la souris.
      Remarque : L’activité diluée de 18F-FDG devrait être disponible à 100-200 µCi/100 µL de chaque souris.
      1. Attirer 200 µL 18solution F-FDG dans une seringue de 1 mL. Mesurer la radioactivité de la seringue entière avec un calibreur de dose et d’enregistrer le temps de préparation de 18F-FDG.
    5. Injecter chaque souris avec 200 µL 18solution F-FDG par voie intraveineuse queue et enregistrer le temps d’injection de 18F-FDG. Après l’injection des souris, mesurer la radioactivité résiduelle de la seringue avec le calibrateur de dose immédiatement et enregistrer l’heure où les mesures ont été prises après la fin de l’injection.
    6. Calculer l’activité injectée 18F-FDG pour chaque souris par la formule suivante : injecté activité (µCi) = activité dans la seringue avant l’injection - activité dans la seringue après injection.
  3. Processus d’imagerie TEP/CT
    1. Mettre l’animal dans une chambre d’induction de l’anesthésie ; anesthésier la souris à l’aide d’inhalé 3 % Isoflurane en oxygène après l’achèvement de l’injection de 18F-FDG.
      Remarque : Suivez toutes les directives de protection des animaux appropriés pour l’opération ; garder au chaud les souris en utilisant le coussin chauffant. La pommade sur les yeux pour prévenir le dessèchement tandis que sous anesthésie.
    2. Une fois que l’anesthésie est induite, déplacez la souris sur le lit de balayage micro-CT tout en conservant l’anesthésie continue et réchauffement de la planète. Positionner la tête de la souris dans un masque de cône assurant continuellement Isoflurane (2 %) dans l’oxygène à un débit de 2 L/min. Place la souris en décubitus dorsal pour que la posture soit conforme à celle dans les analyses DECT.
    3. Déplacez l’animal à l’entrée du scanner TEP/CT, cliquez sur l’icône « laser » à partir du visualiseur de barre d’outils, utilisez l’interface de contrôle de touchpad pour déplacer le lit de sorte que l’abdomen de la souris se trouve dans le centre de la TEP et CT champ de vision (FOV) lors de la numérisation. Dans la fenêtre « Laser Align », sélectionnez « premier scan type » comme « Scanner » et « PET acquisition incluse dans les flux de travail » comme option.
    4. Ouvrez la fenêtre « Scout View » et d’acquérir une vue scout radiographie aux rayons x. Régler la position du lit animaux afin que le champ centre de vision de la CT est situé dans le centre du corps de la souris.
    5. Sélectionnez le protocole établi précédemment (à l’étape 3.1). Inscrire le nombre de souris pour être photographié (successivement) dans la fenêtre pop-up, puis cliquez sur l’option « Configuration », puis saisissez le poids. Cliquez sur l’option « Setup » à nouveau, puis suivez les instructions de la fenêtre contextuelle pour terminer l’installation.
    6. Cliquez sur l’icône « Démarrer le flux de travail » pour lancer la numérisation.
    7. Évaluer la qualité des images CT et PET acquises après que toutes les analyses sont terminées. Transférer les données via le réseau vers le poste d’imagerie analyse pour une étude plus approfondie.
      Remarque : Ajuster la largeur de la fenêtre et le niveau de la fenêtre de l’image pour faire en sorte que le contraste des organes est correctement affiché. Vérifier la résolution des organes dans les images pour vérifier la qualité de l’imagerie.
    8. Retirer l’animal de l’imageur et euthanasier immédiatement par dislocation cervicale. Utilisez le système d’imagerie pour l’animal suivant successivement.
  4. Poster de TEP/CT, analyse d’imagerie
    1. Ouvrez le logiciel workstation TEP/CT, importer les données de séries d’images CT et PET dans le logiciel. Dans la fenêtre « Enregistrement », cliquez sur l’option « Analyse générale » pour enregistrer les images CT et PET ensemble et choisir le modèle « Ciel » sous la fenêtre de « Révision » de montrer un alignement parfait entre les images de CT et PET.
    2. Identifier les nodules péritonéaux avec références fournies par les images co enregistrées dans la fenêtre « Région d’intérêt (ROI) Quantification ».
    3. Dans la fenêtre « Région d’intérêt (ROI) Quantification », dessiner le ROI avec des outils sur les images fusionnées, modifier la taille et la forme du ROI, reporter la valeurmax de SUV, puis sortie et enregistrer les images fusionnées sélectionnées.

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Résultats

DECT et TEP/CT à balayage ont été réalisées sur des souris Nudes après deux semaines d’injections de ligne cellulaire. Images GSI donné d’excellents résultats pour l’affichage des métastases sous-cutanée au-delà du contour de l’abdomen pour le groupe de la surexpression de sFRP1, et métastase avec rehaussement périphérique a été confirmée par l’image couleur-échelle (Figure 1a à c). Images de la TEP/CT représenté absorption FDG focalement ano...

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Discussion

Des modèles animaux ont été largement utilisées dans l’étude des mécanismes moléculaires qui sous-tendent le cancer de l’estomac et d’expérimenter différentes stratégies thérapeutiques23,24,25. Dans cette étude, nous avons décrit un protocole détaillé pour souris Nudes de cancer de l’estomac métastase péritonéale modélisation, à l’aide de DECT et TEP/CT à des tumeurs gastriques image permettant d’identifier la prolifération des ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la FNSC (no. U1532107) et Shanghai Jiao Tong University Biomedical Engineering project (no. YG2014MS53). Les auteurs aimerait Jianying Li et Yan Shen pour leurs commentaires utiles et les efforts de soutien technique dans le domaine de la DECT et TEP/CT, méthode d’imagerie.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
IohexolBEJING BEILU PHARMACEUTICAL CO,LTDNMPN :produit de contraste non ionique pour le balayage DECT
normalsalin HUNAN KELUN PHARMACEUTICAL CO,LTDNMPN :placebo du groupe témoin
BALB/c souris nudeSLAC ANIMAL DE LABORATOIREBALB/cASlac-numodèle animal
SGC-7901  ; cellulesBibliothèque de culture typique de l’académie chinoise des sciencesTCHu 46cellule cancéreuse gastrique  ;
SB431542Selleckn° S1067TGF-&beta ; 1 inhibiteur
GE Discovery CT750 HDScanner CT spectral bi-énergie GE Healthcare
AW Volumeshare5GE Healthcarestation de travail de tomodensitométrie spectrale bi-énergie
Siemens Inveon micro-TEP/CTSolutionTomographie par émission de positons/tomodensitométrie
Poste de travail d’acquisition d’Inveon SolutionprécliniquePoste de travail TEP-CT
H20053800 H43020455   ; préclinique Siemens Siemens

Références

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