Méthode pour l’étiquetage des transcriptions dans les cellules individuelles Escherichia coli pour Single-molecule Fluorescence In Situ des expériences d’hybridation

Résumé

Ce manuscrit décrit une méthode pour l’étiquetage individuel ARN messager (ARNm) transcriptions avec sondes d’ADN marquées fluorescent, pour une utilisation en single-molecule fluorescence in situ (smFISH) expériences d’hybridation chez e. coli. smFISH est une méthode de visualisation qui permet la détection simultanée, de localisation et quantification des molécules d’ARNm uniques dans des cellules individuelles fixes.

Résumé

On décrit une méthode pour l’étiquetage individuel ARN messager (ARNm) transcriptions chez les bactéries fixes pour utilisation en single-molecule fluorescence in situ (smFISH) expériences d’hybridation chez e. coli. smFISH permet la mesure de la variabilité de la cellule-cellule au nombre de copies d’ADN messagère des gènes d’intérêt, ainsi que la localisation subcellulaire des transcriptions. Les principales étapes sont la fixation de la culture de la cellule bactérienne, la perméabilisation des membranes cellulaires et l’hybridation des transcriptions cible avec jeux de sondes oligonucléotidiques fluorescent marqué disponible dans le commerce du court. smFISH peut permettre à l’imagerie de la transcription de gènes multiples dans la même cellule, avec les limitations imposées par le chevauchement spectral de différents marqueurs fluorescents. Après avoir terminé le protocole illustré ci-dessous, les cellules peuvent être facilement photographiées à l’aide d’un microscope couplé avec un appareil photo destiné à faible intensité fluorescence. Ces images, ainsi que de la cellule des contours obtenus de segmentation d’images de contraste de phase, ou de coloration de membrane cellulaire, permettent le calcul de la distribution de nombre de copie ARNm d’un échantillon de cellules à l’aide de logiciels libres ou écriture personnalisée. La méthode étiquetage décrite ici peut également être appliquée aux transcriptions d’image avec la microscopie stochastique reconstruction optique (tempête).

Introduction

Stochasticité est un aspect fondamental et incontournable de l’expression génique et donne naissance à des cellules hétérogénéité¹, tant au niveau de transcription et protéines^2,3. Quantification de la variabilité entre les cellules dans des conditions bien définies offre un guichet unique dans les processus de base qui sous-tendent l’expression des gènes et son règlement. Une importante source d’hétérogénéité des cellules chez les bactéries se déroule au niveau transcriptionnel. Nombres de transcription varient non seulement en raison de la stochasticité de transcription, mais aussi à des processus tels que la régulation post-transcriptionnelle par petit RNAs et RNAases². Une façon d’accéder directement à cette hétérogénéité de façon quantitative est de marquage fluorescent des relevés de notes individuels d’un gène donné en smFISH. Cette méthode permet la détection et la localisation subcellulaire de molécules d’ARN particulières en fixe, les cellules bactériennes individuelles⁴. ARNm est hybridées avec un ensemble d’oligonucléotides de base-long de ~ 20 fluorescent-étiquetés qui visent à lier sélectivement aux transcriptions d’intérêt^5,6. Plusieurs étiquetage garantit une détection au-dessus de fluorescence de fond et des molécules d’ARNm individuelles apparaissent comme des taches de diffraction-limited sous un microscope de fluorescence⁷ (voir Figure 1). Il existe d’autres approches pour l’étiquetage des molécules d’ARNm, dans laquelle les sondes oligomère complémentaire portent des haptènes conjugués (p. ex., biotine ou digoxigénine) qui sont détectés à l’aide de techniques secondaires journaliste fluorescent marqué⁸.

Il existe d’autres méthodes qui fournissent des informations quantitatives sur les relevés de notes, en plus de smFISH. Certains, comme le Northern blot ou PCR quantitative, la majeure partie de la sonde et ainsi permet de mesurer le nombre de copies d’ADN messagère ni leur position dans des cellules individuelles. C’est pourquoi ces méthodes ne conviennent pas quantifier la variabilité de cellule à cellule. Une technique récente basée sur une image qui permet la quantification des fois le nombre de copies d’ARN dans les cellules ainsi que leur localisation intracellulaire, appelé multiplexés hybridation in situ fluorescence erreur-robuste (MERFISH) a été mis au point. MERFISH est basé sur l’attribution d’un code à barres unique consistant en une combinaison définie d’un nombre fixe de sondes oligonucléotidiques fluorescent marqué. Ces codes barres sont lus en séries séquentielles de smFISH mesures, avec photoblanchiment après chaque ronde de l’hybridation, augmentant ainsi le débit par deux ordres de grandeur^9,10. Cette technique nécessite un fluides automatisé système et la conception adéquate de l’ensemble de la sonde.

La combinaison de multiples fluorescence étiquetage des relevés de notes individuels, ainsi que des techniques de Super-résolution roman comme reconstruction optique stochastique microscopie (tempête)¹¹, permet de décupler la résolution dans le localisation sous-cellulaire des transcriptions. Dans la tempête, une combinaison appropriée de sondes fluorescentes et tampon d’imagerie permet de multiples cycles d’émission de fluorescence par molécule de sonde (clignotant). TEMPÊTE peut également être utilisé pour l’image du transcriptome d’e. coli et observer l’organisation spatiale de génome d’ARN, par marquage simultanément toutes les transcriptions d’intérêt¹².

Toutes les méthodes unicellulaires examinées ci-dessus reposent sur l’imagerie des transcriptions dans les cellules fixes. Par conséquent, ils ne fournissent pas toutes les informations concernant les propriétés cinétiques des transcriptions dans les cellules. Pour suivre les transcriptions dans des cellules vivantes¹³, ARNm peut être marqué par la fusion du gène d’intérêt dans un tableau des sites de liaison. Ces derniers sont alors reconnus par une protéine de liaison à l’ARN, tels que le bactériophage MS2 protéine de capside, qui est fusionnée à une protéine fluorescente comme la protéine fluorescente verte (GFP)^10,14,15.

Nous décrivons ici une méthode pour l’étiquetage différents mRNAs avec un ensemble de sondes d’ADN marquées fluorescent, pour une utilisation dans des expériences de smFISH, en particulier chez e. coli. De plus, nous montrons que le même schéma d’étiquetage peut-être être utilisé pour les mesures de la tempête avec des modifications mineures.

Protocole

1. conception de la sonde

Remarque : Ce protocole utilise des sondes oligonucléotidiques disponibles dans le commerce déjà étiquetés avec des fluorophores. Les sondes sont constitués d’un ensemble de séquences spécifiques complémentaires à une cible ADN messagère, chaque sonde étant conjugué à une seule molécule fluorescente. Alternativement, il est possible d’attacher des marqueurs fluorescents aux sondes, tel que décrit ailleurs^5,16.

1. Sondes de smFISH de conception en utilisant l’algorithme de¹⁶ sonde Designer développé par Arjun Raj (van Oudenaarden Lab, Massachusetts Institute of Technology) ; séquences de smFISH sondes utilisées dans ce manuscrit sont répertoriés dans la table des matières.
   Remarque : Le nombre minimum de sondes dans un ensemble pour un signal détectable est ~ 30. Le nombre exact peut varier selon le gène d’intérêt, surtout si les relevés de notes très courtes sont mesurés.
2. Choisissez un colorant qui correspond à la configuration optique (voir table des matières).
   Remarque : La teinture de Cy3 ou un colorant optiquement équivalent avec une faible sensibilité à la photo-blanchiment est recommandé. Un candidat pour le double étiquetage est Cy5 ou un équivalent optiquement teindre (voir table des matières). Colorants appropriés pour l’imagerie de la tempête du mRNA marquées sont caractérisés par leur capacité de multiples cycles d’émission de fluorescence. Certains colorants smFISH peuvent être utilisés pour l’imagerie de la tempête (voir table des matières). Pour deux (ou plusieurs) relevés de notes correspondant à des gènes différents dans la même cellule de l’image, on devrait choisir des sondes oligonucléotidiques conjugués aux colorants dont les spectres ont peu ou pas de chevauchement.

2. préparation du réactif

Remarque : Il est important de garder les échantillons RNAse-libre à l’aide de RNase-libre consommables tels que les tubes et les pointes de pipette filtrée et de garder n’importe quel environnement de travail propre. Afin d’éviter la dégradation de la transcription de la cible, tous les réactifs utilisés après fixation de la cellule doivent être exempte de nucléase (voir table des matières) ou diéthylpyrocarbonate (DEPC)-traités et stérilisés.

1. Tampons pour smFISH
   1. Préparer la RNase-libre 1 x PBS (tamponné phosphate salin, solution avec une concentration de tampon phosphate 0,01 m et une concentration de chlorure de sodium de 0,154 M, (pH 7,4)). Diluer la RNase-libre 10 x PBS (voir table des matières) dans exempte de nucléase l’eau (voir table des matières) à un 01:10 rapport v/v.
      1. Vous pouvez également préparer traitée DEPC 1 x PBS.
   2. Préparer la RNase-libre 2 x SSC (tampon citrate de sodium-saline, 0,3 M de NaCl dans le citrate de sodium 0,03 M, (pH 7,0)). Diluer la RNase-libre 20 x SSC (voir la table des matières) dans une eau exempte de nucléase à un 01:10 rapport v/v.
      1. Vous pouvez également préparer 2 traitée DEPC x SSC.
2. Solution mère de sonde oligonucléotide.
   1. Dissoudre à nouveau le mélange de sonde oligonucléotide séchée dans 200 µL de tampon TE (10 mM Tris-HCl, EDTA 1 mM, pH 8,0) pour créer un stock de sonde de 25 µM. Mélangez bien en pipetage de haut en bas et puis de vortex et centrifuger brièvement.
   2. Pour éviter le gel et le dégel du tube de la solution mère, faire plusieurs parties aliquotes de la solution mère, correspondant au montant devrait être utilisé en une seule expérimentation exécute. Conserver la solution stock à-20 ° C ou moins et protéger de la lumière.
      Remarque : Un ensemble de sonde de 5 nmol peut fournir jusqu'à 250 réactions d’hybridation.
3. Tampon d’hybridation (suite de Skinner et al. ( ⁷ ) :
   1. Ajouter 5 mL d’eau exempte de nucléase dans un tube à fond conique polypropylène 50 mL. Ajouter 1 g de sulfate de dextran à l’eau et dissoudre par agitation vigoureuse. Mélanger le contenu dans un agitateur orbital jusqu'à disparaissent des bulles (~ 30 min).
   2. Ajouter à la µL de solution 3 530 du formamide désionisée, 10 mg d’e. coli ARNt, 1 mL de 20 x SSC, 100 µL de 200 mM de vanadyle-ribonucléosides complexe et 40 µL de 50 mg/mL de BSA. Porter le volume final à 10 mL par addition d’eau traitée DEPC ou eau exempte de nucléase et vortex la solution jusqu'à ce qu’elle soit homogène.
      Remarque : Pour éviter le gel et le dégel de la solution, faire plusieurs parties aliquotes de la solution mère, correspondant au montant devrait être utilisé en une seule expérimentation exécute. Conserver la solution stock à-20 ° C. N’oubliez pas de laisser le formamide chaud à température ambiante avant d’ouvrir la bouteille. Pour réduire le fond, il est suggéré de calibrer la concentration optimale de formamide (ratio de 10 à 40 % v/v).
      Mise en garde : MISE EN GARDE ! Formamide est hautement toxique et un agent tératogène connu. Éviter tout contact avec les yeux ou la peau, inhalation ou l’ingestion. Le manipuler sous une hotte de laboratoire tout en portant une blouse et des gants de protection.
   3. Stérilisez la solution en le faisant passer à travers un filtre de 0,22 µm. Garder en aliquotes et stocker à-20 ° C jusqu'à un an.
4. Préparer, tampon de Fixation (4,6 % de formaldéhyde dans du PBS 1 x) en ajoutant le formaldéhyde 37 % (v/v) de PBS 1 x (voir 2.1.1) à un rapport v/v et un vortex 1:8.
   MISE EN GARDE : ATTENTION ! Le formaldéhyde est hautement toxique et cancérogène connu. Le manipuler sous une hotte de laboratoire tout en portant une blouse et des gants de protection.
5. Préparer le tampon de lavage pour smFISH (20 % formamide dans 2 x SSC) en ajoutant la formamide déionisée à 2 x SSC (voir 2.1.2) à un rapport v/v et un vortex 1:4.
6. Préparer le tampon d’imagerie pour smFISH en ajoutant 5 mM par la cystéamine et l’oxygène charognards (7 µM glucose oxydase, 56 catalase nM et 10 % de glucose (p/v)) pour le tampon de lavage (20 % formamide dans 2 x SSC)
7. Tampons pour STORM
   1. Préparer les tampons A en ajoutant les Tris-HCl 50 mM et 10 mM NaCl à eau exempte de nucléase.
      NOTE : Conserver à RT pour années.
   2. Préparer le tampon B en ajoutant 50 mM Tris-HCl 10 mM NaCl et 10 % p/v glucose à eau exempte de nucléase.
      NOTE : Conserver à 4 ° C pendant un an.
   3. Préparer tampon MEA en dissolvant la cystéamine 77 mg dans 1 mL de tampons A (en fait une solution de 1 M).
      Remarque : Il peut être stocké à 4 ° C pendant 1 mois.
   4. Préparer Gloxy tampon en ajoutant 8 440 UA (unités arbitraires) glucose oxydase et catalase de AU 70 200 à 1 mL de tampon A.
      NOTE : Fait 50 x solution-mère, il peut être stocké à 4 ° C pendant 1 mois.
   5. Préparer le tampon d’imagerie pour STORM en ajoutant 50 mM de tampon MEA et 1 x Gloxy à tampon B.
      Remarque : Le tampon d’imagerie pour l’orage est composé de 5 mM cystéamine, oxygène charognards (56 nM catalase et oxydase de glucose 7 µM) en 50 mM Tris avec 10 mM NaCl et 10 % de glucose à un pH de 8,0. Préparer juste avant de l’imagerie, il peut être stocké et utilisé à ta pendant environ 2 h.

3. échantillon Fixation

1. La croissance des cellules bactériennes (p. ex., E.

coli MG1655) dans les milieux de culture de choix (p. ex., milieu LB) nuit inan agitateur orbital à 260 tr/min et 37 ° C.
Remarque : Pour déterminer le fond en raison de la liaison non spécifique des sondes, des mesures dans une souche dont le gène d’intérêt a été supprimé se fasse, suivant les mêmes procédures (voir Δgalk dans la Figure 1 et ΔsodB dans La figure 2).

Diluer la nuit 1/100 de la culture dans un milieu frais et mesurer la densité optique (OD₆₀₀) dans un spectrophotomètre chaque ~ 1 h, jusqu'à une valeur de 0,2 - 0,4 ; une culture de 4 mL devrait suffire.
Remarque : Si le microscope choisi n’a pas de contraste de phase ou de capacités de contraste d’interférence différentielle, e. coli membranes externes peuvent être étiquetés avec le marqueur fluorescent lipophiles de 2 μM (voir table des matières), qui doit être ajoutée à la suspension bactérienne 20 min avant fixation¹⁷. Fixation et traitements additionnels sont réalisées comme décrit ci-dessous. Il faut choisir un marqueur fluorescent ayant un spectre d’émission différent, afin de minimiser le chevauchement spectral avec l’ensemble de la sonde marquée.

Culot de cellules par centrifugation pendant 5 min à 4 500 g à 4 ° C. Retirez le surnageant de tous les tubes.

Ajouter 1 mL de solution 1 PBS x dans chaque tube et Resuspendre le culot pour minimiser l’agrégation de cellule à cellule. Puis ajouter 4 mL de tampon de fixation et vortex doucement.

Incuber les échantillons dans un agitateur orbital à 260 tr/min pendant 30 min à 24 ° C.

Culot de cellules par centrifugation pendant 10 min, 1 000 g, 4 ° C. Retirez le surnageant. Ajouter 1 mL 1 x PBS.

Transfert des suspensions à 1,8 tubes à micro-centrifuger conique-fond µL (voir table des matières) et répétez l’étape 3.6 deux fois.

4. l’échantillon perméabilisation

1. Retirez le surnageant avec beaucoup d’attention. Utiliser des pipettes de petit volume, si nécessaire, de retirer tout le liquide à l’extérieur de la pastille.
2. Remettre en suspension dans l’eau traitée DEPC µL 300 ou de l’eau exempte de nucléase. Ajouter 350 µL haut grade d’éthanol absolu (99 %) et mélanger doucement en retournant le tube. Ajouter un autre 350 µL d’éthanol et mélanger à nouveau, pour atteindre une concentration finale de l’éthanol 70 % (rapport v/v).
   MISE EN GARDE : ATTENTION ! L’éthanol est inflammable.
3. Faire tourner l’échantillon avec une coiffe de tube à 20 tr/min pendant 1 h à température ambiante (RT), ou à 4 ° C pendant la nuit. Échantillons peuvent être conservés à 4 ° C jusqu'à une semaine.

5. l’hybridation

1. Culot de cellules par centrifugation pendant 7 min, 750 x g, 4 ° C. Retirez le surnageant.
2. Ajouter 1 mL 20 % tampon aux échantillons de laver et laisser reposer pendant plusieurs minutes, ou pipette pour dissoudre le culot complètement.
3. Culot de cellules par centrifugation pendant 7 min, à x 750 g, 4 ° C.
4. Retirez le surnageant très doucement en pipettant également. Utiliser des pipettes de petit volume si nécessaire de retirer tout le liquide à l’extérieur de la pastille.
5. Ajouter la sonde oligonucléotide valeur solution mère l’aliquote de tampon d’hybridation afin que la concentration finale d’oligonucléotide est de 250 nM ; vortex vigoureusement.
   Remarque : On peut marquer deux ou plusieurs ARNm cible différents à la fois dans la même cellule. Ensembles de sonde de ces deux objectifs s’ajoute le tampon d’hybridation. Il faut choisir des colorants ayant différents spectres d’émission pour réduire au minimum le chevauchement spectral (p. ex., Cy3 et Cy5). S’assurer que les échantillons destinés à l’imagerie de la tempête sont hybridés avec une sonde d’oligonucléotides conjuguée avec un colorant néc STORM (par exemple, dans la table des matières).
6. Suspendre les échantillons (voir étape 5.4) dans 50 µL de tampon d’hybridation qui contient les sondes oligonucléotidiques, tout en évitant la production de bulles (la solution est assez visqueuse).
7. Laisser une nuit échantillons sur un bloc chaud à 30 ° C dans l’obscurité.
   NOTE : Suite à cela, les échantillons peuvent être conservés pendant 6 mois à 4 ° C.

6. laver

1. Utiliser un tube de microcentrifuge nouveau pour chaque échantillon d’image. Ajouter 1 mL de tampon de lavage.
2. Ajouter 10 à 15 µL des échantillons hybride dans le nouveau tube qui contient le tampon de lavage et de mix/vortex.
3. Culot de cellules par centrifugation pendant 7 min, 750 g de x à 4 ° C. Retirez le surnageant.
   Remarque : Pour réduire le fond, incuber pendant 1 heure à 30 ° C.
4. Laver deux fois plus (resuspendre dans 1 mL de tampon de lavage, centrifuger et enlever la pastille).
5. Resuspendre dans 25 µL de tampon de lavage.
   Remarque : Afin de réduire une photo-blanchiment pouvez ajouter au tampon de lavage un oxygène nettoyage système (2,6) pour améliorer la stabilité de la teinture en single-molecule fluorescence expériences⁶.

7. préparation des échantillons pour l’imagerie

Remarque : Les cellules ont besoin d’être immobilisé afin de permettre la bonne imagerie sous un microscope à fluorescence et contraste de phase. Les méthodes suivantes peuvent servir à préparer les échantillons dans lesquels les différents champs de vision peut être photographiées à différents plans focaux.

1. Préparation du gel d’agarose
   1. Ajouter 150 mg d’agarose à 10 mL 2 x SSC de tampon. N’ajoutez pas de 2 x SSC sur gel d’agarose, sinon il se dissoudra pas correctement.
   2. Cuire au four pendant 10-15 s chaque fois jusqu'à ce que les grosses bulles commencent à se former. Mis de côté pour laisser refroidir pendant quelques minutes.
   3. Poser un cadre de silicone séparant sur la diapositive afin que le centre de la diapositive reste exposé.
   4. Placez un anneau rigide de 10 mm (1-2 mm d’épaisseur) de l’échelle au centre de la diapositive et déposez une petite quantité de gel dans ce document, pour l’étanchéité. Attendez quelques minutes pour lui à se durcir.
   5. Ajouter plus de gel jusqu'à forme une forme de dôme élevé. Attendre 10 min pour elle à se durcir et enlever l’anneau (à l’aide de pinces fines ou toute autre méthode).
   6. Déposer environ 10 μL de cellules bactériennes lavées (voir 6.5) sur le gel et le joint avec une lame de lamelle #0.
2. Préparation des échantillons pour smFISH chambre
   1. Vous pouvez également (à l’étape 7.1) préparer les échantillons pour l’imagerie par les cellules bactériennes lavées (voir 6.5) sur verre enduits poly-D-lysine bas jetable en plastique Pétri de l’immobilisation.
   2. Incuber les échantillons dans l’obscurité, à température ambiante, pendant la nuit avant la visualisation pour permettre l’adhérence des cellules à la surface. Avant visualisation laver une fois avec le tampon de lavage (. 5) ; conserver l’échantillon humide avec du tampon de lavage buffer(2.5) ou imagerie pour smFISH (2,6).
3. Préparation d’échantillons de chambre pour STORM
   1. Préparer les échantillons pour STORM pour l’imagerie sur verre enduits poly-D-lysine bas jetable en plastique Pétri.
   2. Incuber les échantillons dans l’obscurité, à la droite, jusqu’au lendemain. Avant lavage visualisation une fois avec le tampon de lavage pour smFISH (2.5) ; et ajouter le tampon d’imagerie pour STORM (2.7.5).

8.Visualisation de la transcription

1. Image de cellules avec un microscope à fluorescence grand-angulaire équipé d’une platine motorisée (voir table des matières).
   Remarque : Pour la modification de la tempête, utiliser les cellules marqués par un agent capable de multiples cycles d’émission de fluorescence. L’échantillon à l’aide du système d’imagerie 3D Super-resolution d’image (par exemple, voir la table des matières).
2. Utilisation (recommandée) une 60-100 x N.A > 1,3 huile d’immersion phase contraste lentille d’objectif avec une forte source de lumière, tel qu’un mercure ou la lampe à halogénures métalliques ; Sources lumineuses à base de LED sont également recommandés.
3. Utilisation d’une norme refroidi par caméra CCD, idéalement optimisé pour une faible luminosité imagerie niveau plutôt qu’à vitesse (nous utilisons une caméra avec 16 µm taille de pixel) (voir la table des matières).
   Remarque : L’utilisation d’une EMCCD refroidi (électrons multipliant à dispositif de couplage de charge) caméra CCD est nécessaire pour réduire le bruit thermique qui empêche la détection, en particulier des molécules simples.
4. Utiliser le filtre définit approprié pour les fluorophores choisis.
5. Pour déterminer correctement les limites d’une cellule, acquérir des images de différents champs de vision dans chaque échantillon avec optique de contraste de phase, soit par marquage fluorescent de la membrane externe de la cellule. Acquisition d’images à différents plans focaux (z-pile) pour tous les canaux (habituellement 13 tranches séparant par 250 nm sont prises).
   Remarque : La platine motorisée de la loupe et les jeux de filtres doit être commandé par commercial (voir table des matières) ou un logiciel interne qui permet de capturer une pile d’images dans l’ordre.

9. analyse des données

1. Convertir les piles d’image en un format approprié pour l’analyse des données.
2. Estimer le nombre de copies de la cible ADN messagère de l’intensité totale des foyers fluorescents dans la cellule, plutôt que de comptage discrets « points » comme dans d’autres protocoles actuellement disponibles.
3. Effectuer des analyses de l’image avec le logiciel open-source¹⁸ ou avec un programme sur mesure. Pour plus d’informations, de données d’imagerie et d’analyse voir Skinner et al. ⁷

Résultats

Nous avons effectué des mesures de smFISH de galK et sodB transcrits en cellules d’Escherichia coli . Les transcriptions ont été hybridées avec un ensemble de séquences spécifiques complémentaires de la séquence cible, chaque sonde étant conjugué à une seule molécule fluorescente (voir table des matières). La fluorescence et la phase de contrastent des images de MG1655 sauvage (WT) de la souche e. coli ou d’une souche de galK-supprimé de JW0740 (collection de Keio)

Discussion

Dans notre laboratoire, nous avons mesuré le nombre de transcription des gènes dans les cellules d’Escherichia coli à l’aide de la méthode de smFISH². En bref, cette procédure se compose des étapes suivantes : fixation cellulaire, perméabilisation des membranes permettant la pénétration de la sonde, sonde d’hybridation et déguster d’imagerie à l’aide d’un microscope à fluorescence standard. Cette procédure est basée sur celles déjà publiées avec quelques modifications⁶

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Sulfate de dextran sel	sodique Sigma-Aldrich	D8906
Éthanol pur, 99,5 %, réactif ACS, absolu	Mallinckrodt Baker - Avantor	8025.25
Diéthylpyrocarbonate (DEPC)	Sigma-Aldrich	D5758
Sans RNase 20X SSC	Life Technologies/Ambion	AM9763
Sans RNase 10X PBS	Life Technologies/Ambion	AM9625
Tampon TE (10 mM Tris-HCl, 1 mM EDTA, pH 8,0) BioUltra, pour la biologie moléculaire	Sigma-Aldrich	93283
eau sans nucléase	Thermo Fisher Scientific	10977035
Solution de formaldéhyde pour la biologie moléculaire, 36,5-38 % dans l’eau	Sigma-Aldrich	F8775
Formamide désionisé, sans nucléases	Thermo Fisher Scientific/Ambion	AM9342
ARNt d’E. coli (acide ribonucléique, transfert de type xx à partir de l’escherichia)	Sigma-Aldrich	R1753-500UN
UltraPure BSA (50mg/ml)	Thermo Fisher Scientific/Ambion	AM2616
Complexe vanadyl-ribonucléoside, VRC, 200 mM	New England Biolab	S1402S
Poly-L-Lysine	Sigma	P4707
Cysteamine et oxygène	Sigma-Aldrich	30070
Glucose oxydase d’Aspergillus niger, Type VII, 50KU	Sigma-Aldrich	G2133
Catalase	Sigma-Aldrich	C40
D-glucose	Sigma-Aldrich	G8270
D-fucose	Sigma-Aldrich	F8150
Vybrant DiO Cell-Labeling Solution Life	Technologies	V2286
Agarose, réactif à bas point de fusion	Sigma-Aldrich	A9414
Isolateur adhésif en silicone 24-2mm Dia. X 1.8 mm profondeur JTR24R-A2-2.0	Grace Bio-Labs	JTR24R-A2-2.0 666208
Fond en verre recouvert de poly-D-lysine Plats de culture à fond en verre	MatTek Corporation	P35GC-1.5-14-C
Gants d’examen en nitrile non poudrés Super life	Supermax	TC-N-9889
Ruban d’incubation de stérilisation	de marque Sigma-Aldrich	BR61750
Tubes à microcentrifuger (1,8 ml)	Axygen - Corning Life Sciences	MCT-175C
Falcon Tubes en polypropylène à fond rond (14 ml)	BD Biosciences	352059
Centrifugeuse à fond conique en polypropylène tubes (50 ml)	Corning	430828
Pipettes sérologiques (Corning 5 ml)	Corning Life Sciences	4051
Pipettes sérologiques (Corning 10 ml)	Corning Life Sciences	4488
Pipettes sérologiques (Corning 25 ml)	Corning Life Sciences	4251
Spectrophotomètres cuvettes	Sarstedt	67.742
Pointes de pipette sans RNase 0,2 - 20 &mu ; l	FroggaBio	FT20
Pointes de pipette sans RNase 10 - 200 &mu ; l	Axigene/corning	TF-200
Pointes de pipette sans RNASE 100 - 1000 &mu ; l	FroggaBio	FT1000
Pointes de pipette sans nase 100 - 1000 &mu ; l	Sorenson	14200
Seringue jetable 10 mL aiguille G-21	Becton Dickinson, Biosciences	BD-309643
Minisart 0,2 um Seringue Filtre	Sartorius	16534 K
Instruments Nikon microscope type A huile d’immersion A, 8cc	Nikon	MXA20233
Lames de microscope 76 x26, 3"x1"x1mm	Thermo Fisher Scientific	421-004ET#
0 lamelle 24x60	Thermo Fisher Scientific/Menzel	BNBB024060A0
Agitateur orbital	M.R.C	TOU-50
Hot block	M.R.C
Vortex	Fried Electric Company	G-560-E
Microcentrifugeuse	Eppendorf	5427R
Centrifugeuse	Eppendorf	5810R
Portable Pipet-Aid XP2, Contrôleur de pipette	Drummond Scientific Company	4-000-501-I
Spectrophotomètre OD600 pour les taux de croissance bactérienne DiluPhotometer	Midsci	OD600-10
iXon X3 Caméra EMCCD	Andor	DU-897E-CS0-#BV
Microscope Eclipse Ti	Nikon	MEA53100
CFI plan apochromat DM 100X objectif à huile lambda PH-3 N.A 1.45 WD 0.13	Nikon	MRD31905
Jeu de filtres (TRITC/CY3) : EX - ET545/30X ; EM - ET620/60M ; BS - T570LP	Nikon	49005
Jeu de filtres (CY5) : EX - ET640/30X ; EM - ET690/50M ; BS - T660P	Nikon	49009
Nis-elements AR logiciel de recherche automatique	Nikon	MQS31000
STORM microscope	Vutara	SR-200
NA 1.2 objectif d’immersion dans l’eau	Olympus
SRX logiciel d’acquisition et d’analyse d’images	Vutara
Evolve 512 EMCCD	Photométrie
Stellaris® ; Sondes FISH, dosage personnalisé avec CAL Fluor® ; Red 590 Dye	Biosearch Technologies Inc	SMF-1083-5
Probe Séquence pour l’ARNm galK :
gtgttttttttttcagactc
tagccaaatgcgttggcaaa
ctgaatggtgtgagtggcag
caccaatcaaattcacgcgg
acgaaaccgtcgttgtagtc
tgataatcaatcgcgcaggg
gtggtgcacaactgatcacg
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Stellaris® ; Sondes FISH, dosage personnalisé avec Quaser Fluor® ; Red 670 Dye	Biosearch Technologies Inc	SMF-1083-5
Probe Séquence pour l’ARNm sodB :
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