Article de méthode

Systèmes inductibles et constitutives génétique In Vivo modification des hépatocytes de souris à l’aide d’Injection dans la veine queue hydrodynamique

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DOI :

10.3791/56613

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2 février 2018

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1Department of Medicine II, Klinikum rechts der Isar, Technische Universität München, 2Department of Pneumology, Center for Medicine, Medical Center University of Freiburg

Dans cet article

Résumé

Injection dans la veine des vecteurs d’intégration axée sur le transposon queue hydrodynamique permet une transfection stable d’hépatocytes murins in vivo. Nous présentons ici un protocole pratique pour les systèmes de transfection qui permet l’expression constitutive à long terme d’un transgène seule ou combinée expression constitutive et doxycycline-induisible d’un transgène ou miR-shARN dans le foie.

Résumé

Dans les modèles de recherche d’un cancer du foie, régénération, l’inflammation et la fibrose, systèmes flexibles pour in vivo l’expression des gènes et silencieux d’échappement sont très utiles. Injection dans la veine queue hydrodynamiques de constructions axée sur le transposon est une méthode efficace de manipulation génétique des hépatocytes chez la souris adulte. En plus de l’expression du transgène constitutive, ce système peut servir pour des applications plus avancées, telles que l’implication de précipitation, de gènes shARN du système CRISPR/Cas9 pour induire des mutations du gène, ou systèmes inductibles. Ici, la combinaison de l’expression constitutive de CreER avec expression inductible d’un transgène ou miR-shARN de choix est présenté comme un exemple de cette technique. Nous couvrons la procédure plusieurs étape à partir de la préparation de la belle au bois dormant-transposon constructions, à l’injection et le traitement de souris et la préparation des tissus hépatiques pour analyse par immunohistochimie. Le système proposé est une approche fiable et efficace pour réaliser des manipulations génétiques complexes dans les hépatocytes. Il est particulièrement utile en combinaison avec Cre/loxP-basée des souches de souris et peut être appliqué à une variété de modèles dans la recherche d’une maladie du foie.

Introduction

Hépatopathie chronique présente un fardeau de majeurs pour la santé dans le monde1. Les modèles de recherche sur les animaux sont des outils essentiels dans l’étude des maladies du foie et ont aidé à répondre à des questions complexes dans la régénération du foie, inflammation hépatique et stéatose ainsi que le cancer du foie2. Un nombre important de ces modèles animaux reposent sur la modification génétique des cellules du foie. Par conséquent, des outils efficaces pour manipuler l’expression des gènes dans les hépatocytes sont utile3. Des méthodes reconnues telles que l’élevage de lignées de souris génétiquement modifiées ou la génération de vecteurs viraux pour infection hépatocytes sont soit harbor chronophage, problèmes de sécurité, ou rendement médiocre transgene expression dans les hépatocytes en vivo 4 , 5. injection dans la veine queue hydrodynamique (HTVI) est une méthode alternative pour la transfection de in vivo des hépatocytes permettant une interrogation simple, rapide et rentable de la fonction du gène dans le foie. Pour HTVI, un vecteur transportant la séquence d’ADN désirée est dissoute dans un volume de solution saline correspondant à 10 % du poids corporel de l’animal injecté. La solution est ensuite injectée dans la veine caudale dans 5-10 s6. Dépassant le débit cardiaque, la solution saline se jette de la veine cave inférieure dans les veines hépatiques, conduisant à l’élargissement du foie et de transfection hydrodynamique des hépatocytes7. Pour parvenir à une intégration génomique stable, la méthode a été combinée avec des vecteurs axée sur le transposon, tels que le système de transposon sleeping beauty. Ce système intervient dans la recombinaison des vecteurs de la cible avec les sites de recombinaison génomique catalysées par un sleeping beauty -transposase8,9. Pour les modèles de la fibrose du foie ou de la cancérogenèse, il est souvent souhaitable d’overexpress ou du silence des gènes à certains moments du modèle de la maladie. À cette fin, des outils pour l’expression des gènes inductibles tels que le Cre/LoxP-system ou le système d’expression de gène inductible par la tétracycline (Tet-On) peut être utilisé10.

Nous décrivons ici un protocole pour la transfection de in vivo des hépatocytes murins à l’aide de HTVI d’un système transposon belle au bois dormant . Outre un protocole pour l’expression stable, constitutive d’un transgène sous le contrôle d’un promoteur spécifique du foie, les auteurs décrivent un système de vecteur plus avancé qui combine l’expression constitutive tamoxifène dépendant Cre recombinase (CreER) avec la expression inductible d’un transgène ou adaptés microARN shARN (miR-shARN), appelé le pTC TET-système11. Dans ce système de vecteur, inductible transgènes ou miR-interférents pour expression dépendant de tétracycline sont clonés dans le vecteur de la colonne vertébrale avec un système de clonage de recombinaison, permettant la génération rapide et facile de nouveaux vecteurs12. Ce guide vidéo couvre la préparation de vecteurs appropriés, injection et le traitement de souris pour atteindre l’expression de transgènes/miR-shARN inductible et enfin la préparation du tissu hépatique pour l’analyse. La méthode décrite dans le présent protocole a été conçue pour permettre la combinaison de n’importe quel système de souris Cre/loxP médiée par l’expression ou la précipitation de n’importe quel gène de choix, ce qui en fait un système largement applicable dans la recherche d’une maladie du foie.

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Protocole

Toutes les expériences animales ont été effectuées conformément aux lignes directrices pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire et ont été approuvées par les autorités responsables (Regierung von Oberbayern, Munich, Allemagne et Stanford Institutional Animal Care et utiliser Comité, Stanford, CA, é.-u.). Une liste de tous les plasmides de clonage (étapes 1 à 4) est fournie dans une table supplémentaire S1.

1. clonage d’un transgène pour l’Expression des gènes constitutifs

  1. Concevoir des amorces pour le transgène amplification13,14.
  2. Ajouter des sites de restriction pour PacI (TTAATTAA) à l’extrémité 5' de l’amorce vers l’avant. Ajouter des sites de restriction pour AscI (GGCGCGCC) ou FseI (GGCCGGCC) à l’extrémité 5' de l’amorce de marche arrière.
  3. Amplifier le transgène par PCR à l’aide de conditions optimisées pour le transgène désiré14. Purifier à l’aide d’un kit de purification ADN disponible dans le commerce.
    Remarque : Recuit temps dépend des amorces conçues à l’étape 1.1., allongement temps dépend de la longueur de la construction. Par exemple, pour une construction de 1 000 bp longueur utilisation 60 s de temps de l’élongation.
  4. Digérer transgene et vecteur d’expression de gène constitutif15 nucléases de restriction respectifs (Voir l’étape 1.2) et un tampon dans un volume total de 50 µL à 37 ° C pendant la nuit. Par exemple, digérer construct avec 5 unités PacI et 5 unités FseI le cas échéant (voir étape 1.2).
  5. Gel de purifier vecteur digérée et insérer à l’aide d’un kit d’extraction gel commercial selon les instructions du fabricant. Effectuer une ligature standard de 100 ng du vecteur et de 100 à 1 000 ng de l’insert à l’aide de 400 U T4 ligase à 14 ° C pendant 16 h. chaleur inactiver à 65 ° C pendant 10 min.
  6. Transformer des bactéries compétentes en utilisant une chaleur-choc-protocole standard16.
  7. Plaque sur la gélose plaques contenant 100 ampicilline de µg/mL. Incuber à 30 ° C pendant 24 h.
  8. Prélever des colonies unique, purifier l’ADN de plasmide utilisant un kit de miniprep commerciale selon les instructions du fabricant et vérifier la séquence de séquençage Sanger17 (amorce de séquençage : 5' TGCTGGAGTTCTTCGCC 3').
  9. Utilisation positive de colonies pour maxi échelle d’amplification d’ADN plasmidique et purifient à l’aide d’un plasmide exempte d’endotoxine préparation kit18 selon les instructions du fabricant.
  10. Construction est prête pour l’injection, donc passez à l’étape 5.

2. le clonage d’un transgène pour l’Expression des gènes inductibles

  1. Concevoir des amorces pour le transgène amplification13,14.
  2. Ajouter des sites de restriction pour SacI (GAGCTC), SpeI (ACTAGT) ou KpnI (GGTACC) à l’extrémité 5' de l’amorce vers l’avant. Ajouter des sites de restriction pour NotI (GCGGCCGC) ou XhoI (CTCGAG) à l’extrémité 5' de l’amorce de marche arrière.
  3. Amplifier le transgène par PCR à l’aide de conditions optimisées pour le transgène désiré14. Purifier à l’aide d’une trousse commerciale de purification ADN.
  4. Digérer le transgène purifié et 4 µg du vecteur d’entrée (pEN_TTmcs-vecteur, voir Table des matières)19 séparément avec les nucléases de restriction appropriée (Voir l’étape 2.2) et un tampon dans un volume total de 50 µL à 37 ° C pendant la nuit.
  5. Gel de purifier vecteur digérée et insérer à l’aide d’un kit d’extraction gel commercial selon les instructions du fabricant. Effectuer une ligature standard avec 100 ng du vecteur et de 100 à 1 000 ng de l’insert à l’aide de 400 U T4 ligase à 14 ° C pendant 16 h. chaleur inactiver à 65 ° C pendant 10 min.
  6. Transformer des bactéries compétentes en utilisant une chaleur-choc-protocole standard16.
  7. Plaque sur la gélose plaques contenant gentamicine 15 µg/mL. Incuber à 37 ° C pendant 16 h.
  8. Prélever des colonies unique, purifier l’ADN plasmidique et vérifier les insérer par séquençage de17 à l’aide de l’apprêt avant de pCEP : 5' AGAGCTCGTTTAGTGAACCG 3'.
    NOTE : PCR sur des colonies individuelles peut être effectuée sans purification préalable avec amorces pCEP avant et pCEP inverser (AGA AAG CTG GGT LTC GAT ATC TCG 3' 5'). Cette étape peut utile pour la présélection des colonies positives.
  9. Passez à l’étape 4.

3. clonage d’un miR-shARN de gènes inductibles par précipitation

  1. Concevoir des oligonucléotides de miR-shARN selon la pSLIK clonage Protocole19. Recuire et purifier les oligonucléotides et diluer à 01:20 dans ddH2O.
  2. Digest 3 µg du vecteur d’entrée avec 5 U BfuAI à 50 ° C pendant 3 h, puis inactiver la réaction à 65 ° C pendant 20 min.
    Remarque : Si vous souhaitez la co-expression de la protéine fluorescente verte (GFP), utilisation pEN_TTGmiRc19 comme vecteur d’entrée, sinon utilisez pEN_TTmiRc219.
  3. Gel de purifier digérée vecteur comme au point 2.5. Effectuer une ligature standard de 100 ng du vecteur et 1 µL de purifié et dilué shARN oligonucléotides (étape 3.1) à l’aide de 400 U T4 ligase à température ambiante pendant 1 h. chaleur inactiver à 65 ° C pendant 10 min.
  4. Transformer des bactéries compétentes en utilisant une chaleur-choc-protocole standard16.
  5. Plaque sur la gélose plaques contenant gentamicine 15 µg/mL. Incuber à 37 ° C pendant 16 h.
  6. Prélever des colonies unique, purifier l’ADN plasmidique et vérifier les insérer par Sanger séquençage17 (amorce de séquençage : 5' TAGTCGACTAGGGATAACAG 3').
  7. Passez à l’étape 4.

4. recombinaison de clonage pour produire des Clones de prêt-à-Injection

  1. Mix 150 ng du vecteur d’entrée (de l’étape 2 ou 3) et 150 ng de pTC TET-vecteur20.
  2. Ajoute un volume total de 8 µL de tampon TE (pH = 8).
  3. Transférer le mélange enzymatique clonase LR II (voir Table des matières) à la glace, incuber pendant 2 min. Vortex deux fois.
  4. Ajouter 2 µL de mélange enzymatique de LR-clonase II dans la réaction et incuber à 25 ° C pendant 1 h.
  5. Arrêter la réaction en ajoutant 1 µL de protéinase K-solution. Incuber à 37 ° C pendant 10 min.
  6. Transformer Stbl3 bactéries compétentes avec 2 µL de recombinaison clonage mélangent à l’aide d’une norme de chaleur-choc-protocole16.
  7. Plaque sur la gélose plaques contenant 100 ampicilline de µg/mL. Incuber à 30 ° C pendant 24 h.
  8. Prélever des colonies unique, purifier l’ADN de plasmide utilisant un plasmide exempte d’endotoxine préparation kit18 selon les instructions du fabricant et vérifier l’intégrité de vecteur par Sanger séquençage17 (amorce de séquençage 5' AGGGACAGCAGAGATCCAGTTTGG 3').
  9. Construction est prête pour injection, passez à l’étape 5.

5. préparation de Solution pour Injection dans la veine queue hydrodynamique

NOTE : Préparation des constructions pour l’expression des gènes inductibles et constitutive sont décrits à l’étape 1, 2, 3 et 4.

  1. Préparer la solution saline 0,9 % stérile pour injection (font pas usage PBS). Utiliser le volume correspondant à environ 10 % du poids de la souris. Exemple : pour une souris pesant 20 g, préparer 2 mL de solution.
  2. Préparer les vecteurs d’injection qui ont été purifiés à l’aide d’un plasmide exempte d’endotoxine purification kit18 (Voir l’étape 1.8 ou 4.8, respectivement).
  3. Ajouter 10 µg ou 15 µg d’endotoxine libres dormant vector construction (de l’étape 1, utilisez 10 µg, d’après l’étape 4 utilisation 15 µg, respectivement) et 1 µg d’endotoxine-free pc-HSB521 / mL de sérum physiologique stérile.
  4. Solution de boutique pendant 4 h à 4 ° C. Ne pas congeler.

6. effectuer l’Injection dans la veine queue hydrodynamique

  1. Utiliser une drisse pour injection dans la veine queue (commerciale ou préparée à partir d’un tube de 50 mL conique avec trous pour respirer et pour la queue). Remplissez le fond du tube avec papier de soie.
  2. Pour injection, utilisez souris d’environ 8 – 10 semaines d’âge avec des poids de 20 à 25 g.
  3. Peser la souris avant l’injection et de préparer le volume d’injection selon le poids corporel (correspondant à 10 % du poids corporel, reportez-vous à l’étape 5.1). Préparer une stérile 3 mL-seringue avec une aiguille à 27 G à injection et remplissez-le avec le volume requis.
  4. Placez la souris sur la drisse. Ajuster la quantité de papier de soie (Voir l’étape 6.1) de laisser seulement un minimum d’espace pour le mouvement mais assez d’espace pour respirer.
  5. Veiller à ce que la souris est respirer régulièrement.
  6. Chaud la queue en utilisant une lampe infrarouge pour 30 à 60 s. soigneusement attentif aux signes de surchauffe.
  7. Nettoyer la queue avec un tampon imbibé d’alcool.
  8. Insérez l’aiguille presque horizontalement dans l’un des deux nervures latérales arrière près de la base de la queue.
    NOTE : S’il est placé avec succès, une petite quantité de sang peut couler dans le cône de l’aiguille. Il n’est pas recommandé d’aspirer activement comme n’importe quel mouvement supplémentaire de l’aiguille peut entraîner son déplacement et/ou des blessures de la veine.
  9. Injecter le volume total dans la veine caudale dans 8-10 s.
  10. Retirez immédiatement la souris de la drisse. Compresser les injection enroulé pendant au moins 30 s ou jusqu'à ce que tout saignement disparaisse.
  11. Placez la souris dans une cage séparée. Une fois que la souris a récupéré de la procédure (environ 30 à 60 min), transférer la souris vers sa cage originale. Vérifier sur la souris régulièrement pour les prochaines 24 heures.
    Remarque : Un sédatif léger de la souris est régulièrement observé jusqu'à 2 h après l’injection.
  12. Avant de procéder à davantage d’expériences (p. ex., étape 7), attendez 10 à 15 jours pour le dédouanement des vecteurs non intégrées.

7. induction de CreER transfectée avec le tamoxifène

ATTENTION : Tamoxifène est-il dangereux, peut être cancéreux ou endommager la fertilité. Veuillez vous reporter à la fiche de données de sécurité.

  1. Plan des injections intrapéritonéales de tamoxifène sur trois jours consécutifs.
  2. Jour 1, dissoudre 10 mg de tamoxifène dans l’éthanol 40 µL. Incuber à 55 ° C pendant 10 min. Vortex plusieurs fois jusqu'à ce que le tamoxifène a dissous.
  3. Ajouter l’huile de maïs 960 µL. Incuber 5 min à 55 ° C. Vortex plusieurs fois pour obtenir une solution claire.
  4. Préparer la solution dans une seringue de 1 mL insuline avec une aiguille de 27 G.
  5. Scruff la souris en saisissant le cou de la souris délicatement avec le pouce et la deuxième, la queue entre la base de la main et le quatrième et cinquième doigt de fixation.
  6. Injecter par voie intrapéritonéale 0,1 mL (= 1 mg de tamoxifène) de la solution dans le quadrant inférieur gauche de l’abdomen.
  7. Répéter les injections deux et trois jours.

8. induction de tétracycline-dépendant du gène ou de shARN Expression

ATTENTION : La Doxycycline peut être nocif. Veuillez vous reporter à la fiche de données de sécurité.

Remarque : Selon le type et la durée de l’expérience, doxycycline peut être fourni en eau potable (étape 8.1) ou chow (étape 8.2)

  1. Pour des expériences de courte durée (< 10 jours) administrer la doxycycline par l’eau potable en utilisant le protocole suivant.
    1. Dissoudre 5 g de saccharose dans 100 mL d’eau du robinet. Autoclave.
    2. Dissoudre 100 mg de doxycycline-hyclate dans 5 mL de solution de saccharose (point 8.1.1) dans un tube conique de 15 mL.
    3. À l’aide d’une seringue de 10 mL, filtre stérile, la solution à travers un filtre à 0,2 µm. Ajoutez à la solution de saccharose préparée à l’étape 8.1.1.
    4. Fournir une solution de sucrose-doxycycline comme l’eau potable à la souris. Vérifier tous les jours et les remplacer quand la solution devient trouble indiquant la pullulation microbienne (remplacer la solution claire après trois jours au plus tard).
  2. Pour les expériences à long terme (> 10 jours) ou expériences sensibles aux changements métaboliques, utiliser la doxycycline-chow commerciale (p. ex., Doxycycline Hyclate Chow 0,625 g/kg) pour éviter la déshydratation et/ou les changements induits par le saccharose dans le foie des animaux traités.

9. préparation du foie de souris pour l’analyse par immunomarquage

ATTENTION : Paraformaldéhyde peut être nocif. Veuillez vous reporter à la fiche de données de sécurité.

Remarque : Le validant quand les souris seront analysées dépend de l’expérience. Il est recommandé d’analyser le tissu hépatique après pas moins de trois jours de traitement doxycycline pour assurer suffisamment induction de l’expression de transgènes ou shARN.

  1. Préparez une seringue de 1 mL avec une aiguille de 27 G avec 1 mL de solution à 4 % paraformaldéhyde (PFA).
  2. Euthanasier la souris par une méthode appropriée selon un protocole approuvé animale.
    Remarque : Les lignes directrices pour les méthodes d’euthanasie appropriées peuvent varier selon l’établissement.
  3. À l’aide de ciseaux de dissection et pince anatomique, ouvrez avec précaution la cavité abdominale avec une laparotomie médiane pour exposer le foie. Déplacer l’intestin grêle vers la droite pour exposer la veine porte et la veine cave inférieure (VCI).
  4. Insérer l’aiguille de la seringue préparée (voir étape 9.1) dans la VCI et couper la veine porte. Injecter 1 mL de PFA lentement dans la VCI pour perfuse le tissu hépatique et supprimer auto-fluorescent culots globulaires (souhaitables si immunofluorescence sera effectué).
  5. Retirez le foie. Rincer à l’eau et transfert à 5 – 10 mL de solution PFA de 4 %.
  6. Pour les sections de paraffine, fix tissu pour 36 – 48 h. tissu est prêt pour déshydratation et enrobage de paraffine.
  7. Pour les coupes congelées, Difficulté tissu chez 4 % PFA pendant 1 h.
    1. Pour cryoprotection, transférer à une solution de 10 % de saccharose. Incuber 60 min.
    2. Transfert à la solution de sucrose à 20 %. Incuber 60 min.
    3. Transfert à la solution de sucrose à 30 %. Incuber les 12 et 16 h. Embed en enrobage composé pour coupes congelées et congeler à-20 ° C.

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Résultats

Efficacité de transfection par injection dans la veine queue hydrodynamique : Le pourcentage des hépatocytes murins qui sont transfectées hydrodynamique en une seule injection est variable et dépend de plusieurs paramètres tels que le volume d’injection, le temps d’injection, la quantité d’ADN injecté et la taille de la construction injecté6, 22,23. En outre, l’efficacité de la ...

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Discussion

Transfection d’hépatocytes avec injection dans la veine queue hydrodynamique est devenu une méthode établie depuis son introduction il y a plus de 15 ans6. Le volume injecté dépasse le débit cardiaque et coule de la veine cave inférieure dans les sinusoïdes du foie7, conduisant à la transfection d’environ 10 à 20 %, dans certains cas jusqu'à 40 % des hépatocytes25,26. Facteurs prédictifs d’une transfection réussie s...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la Deutsche Krebshilfe, Allemagne (numéro de licence 111289 à l’UE), le Lucile Packard Foundation pour la santé enfantile (Ernest et Amelia Gallo doué bourse de recherche postdoctorale - numéro de licence de CSTC UL1 RR025744 à l’UE). Nous remercions le Dr Mark A. Kay constructions vectorielles et conseils expérimentaux et Dr Julien Sage pour les souris et expérimentale.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
General Material
GeneRuler 1 kb Plus Échelle d’ADNThermo Fisheréchelle d’ADN pour l’électrophorèse
Tissue-Tek O.C.T.Sakura4583encastrement de cryo-sections
Biozym LE AgaroseBiozym840004
Bromure d’éthidiumSigma-AldrichE7637-1G
D(+)-SaccharoseCarl Roth4621.1Pour l’édulcoration de la solution de doxycyline
Ampicilline Sel de sodiumAppliChemA0839,0010Pour la sélection de clones résistants à l’amplis
LB Agar (Luria/Miller)Carl RothX969.1
LB Bouillon (Luria/Miller)Carl RothX968.1
S.O.C. MediumThermo Fischer15544034
Gentamicinsulfate AppliChemA1492,0001Pour la sélection de clones résistants à la gentamicine
Roti-Histofix 4 %Fa. RothP087.6solution de paraformaldéhyde
T4 DNA LigaseNew England BioLabsM0202S
GatewayTM LR ClonaseTM II Enzyme Mixinvitrogen/ThermoFisher11791-020contient LR-clonase enzyme mix II et protéinase K
DB3.1 Cellules compétentesThermo Fisher11782-018
Stbl3 E. coli chimiquement compétentThermo FisherC737303
NomCompanyNuméro de catalogueComments
Restriction Enzymes
PacINew England BioLabsR0547S
AscINew England BioLabsR0558S
FseINew England BioLabsR0588S
SacINew England BioLabsR0156S
SpeINew England BioLabsR0133S
KpnINew England BioLabsR0142S
NotINew England BioLabsR0189S
XhoINew England BioLabsR0146S
BfuAINew England BioLabsR0701S
NameCompanyNuméro de catalogueComments
Kits
QIAquick Gel Extraction KitQiagen28704Pour l’extraction de l’ADN du gel
NucleoSpin et la PCR Clean UpMacherey & Nagel740609.10
NucleoBond PC20Macherey & Nagel740571Extraction de plasmides (Mini prep)
NucleoBond PC500Macherey & Nagel740574Extraction de plasmides (Maxi prep)
Phusion High-Fidelity DNA PolymeraseThermo FisherF530S
NomEntrepriseNuméro de catalogueComments
>Materials for Mouse Experiments
Seringue Injekt F 1 mlBraun9166017VPour injection intrapéritonéale
Omnifix Luer 3 mlBraun4616025VPour injection intraveineuse
Canule Sterican 24GCanule
Sterican 27GBraun4657705
TamoxifèneSigma-AldrichT5648-1GPour l’activation CreER
Huile de maïsSigma-AldrichC8267-500MLSupport pour injections de tamoxifène
Hyclate de doxycyclineAppliChemA2951,0025Activation de l’expression dépendante de la tétracycline
Injekt 10 ml SeringueBraun4606108V
Filtropur S 0.2Sarstedt831,826,001Pour la filtration de la doxycycline
NaCl 0,9 %Braun3200905Support pour injections intraveineuses
Falcon Tube Conique 50mlCorning Life Science352095
Lampe InfrarougeN/AN/A N/APour le réchauffement de la queue de souris
IVISPerkin Elmer124262Système d’imagerie in vivo
NomEntrepriseNuméro de catalogueComments
Plasmides pour le clonage de vecteurs transposons de la belle au bois dormant pour HTVI.
pTCn/aVecteur pour l’expression génique constitutive, réf. 15
pEN_TTmcsAddgene #25755Vecteur d’entrée pour l’expression génique inductible, réf. 19
pEN_TTGmiRc2Addgene #25753Vecteur d’entrée pour l’expression inductible de miR-shRNA avec co-expression de GFP, réf. 19
pEN_TTmiRc2Addgene #25752Vecteur d’entrée pour l’expression inductible de miR-shRNA sans co-expression de GFP, réf. 19
pTC ApoE-TetAddgene #85578Vecteur d’expression pour l’expression de gène inductible ou de miR-shRNA avec promoteur ApoE.HCR.hAAT, réf. 11
pTC-CMV-TetAddgene #85577Vecteur d’expression pour l’expression d’un gène inductible ou d’un miR-shRNA avec promoteur de CMV, réf. 11
#SM1331 4657675

Références

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