Enregistrement de la pression intracaverneuse afin d’évaluer la fonction érectile chez les rongeurs

Résumé

Enregistrement de la pression intracaverneuse (ICP) est une méthode importante pour évaluer la fonction érectile d’animaux de laboratoire. Ici, un protocole détaillé est démontré pour la procédure d’enregistrement du pic par catheterizing pénis crura et puis électrique stimule les nerfs caverneux chez les rats.

Résumé

La dysfonction érectile (de) est définie comme l’incapacité à obtenir ou maintenir une érection du pénis, et cela est devenu un trouble sexuel masculin répandu. Les rongeurs sont employés par de nombreuses études à la recherche de la physiologie/pathologie de la fonction érectile. La fonction érectile chez les rongeurs peut être évaluée en mesurant la pression intracaverneuse (ICP). Dans la pratique, ICP peut être surveillé après stimulation électrique des nerfs caverneux (CNs). La pression artérielle de l’artère carotide (la pression artérielle moyenne) est utilisée comme référence pour pic. À l’aide d’ICP protocoles d’enregistrement, plusieurs paramètres clés de la fonction érectile peuvent être mesurées de la courbe de réponse du pic. La mesure des ICP fournit davantage d’informations que le test de l’apomorphine induites par l’érection du pénis et est moins cher que le suivi télémétrique du pénis corpus spongiosum, faire cette méthode la plus populaire pour évaluer la fonction érectile. Toutefois, par rapport à l’essai effectué facilement la fonction érectile induite par l’APO, bons enregistrements ICP nécessitent une attention au détail, la pratique et l’adhésion à la méthode de fonctionnement. Dans cet ouvrage, une introduction à l’enregistrement de pic chez les rats est fournie pour compléter la procédure efficacement.

Introduction

ED est défini comme l’incapacité à obtenir ou maintenir une érection du pénis et est devenue une commune des troubles sexuels masculins¹. Les animaux de laboratoire sont utilisés et fournissent des modèles reproductibles afin d’étudier la fonction érectile². Pendant une longue période, plusieurs grands modèles animaux ont été utilisés pour étudier la fonction érectile^3,4,5. Bien que les rongeurs sont relativement faibles par rapport aux autres animaux, ils sont également utilisés pour l’étude de la dysfonction érectile en raison présentant plusieurs avantages⁶. Tout d’abord, les caractéristiques sexuelles morphologiques et fonctionnelles des humains sont récapitulées dans les rongeurs. Deuxièmement, par rapport aux plus grands animaux utilisés dans les études de ED, rongeurs sont plus économiques à acheter, maison et à entretenir. Les modèles de rongeurs Troisièmement, génétiquement modifiés fournissent des avantages dans les études comportementales ainsi que neurophysiologiques reproductibles et suivantes. Par conséquent, les rongeurs sont rapidement devenus les animaux primaires utilisées dans l’étude de la dysfonction érectile.

Bénéficiant d’un patrimoine génétique pur et les conditions de culture uniforme, les modèles de rongeurs ont fourni des données constamment reproductible^5,6,7,8. Parmi les nombreuses études disponibles relies à plusieurs aspects des fonctions érectiles, l’apomorphine (APO)-la réponse érectile induite et le test de réponse ICP induites par la stimulation électrique sont les méthodes plus largement utilisés qui reflètent fidèlement érectile fonction^9,10,11,12. Le critère de la fonction érectile induite par l’APO, développé par Heaton et al. ¹³, est un bio-essai qui utilise le phénomène qu’administration d’apomorphine chez le rat provoque des érections et bâillements. Comme un simple, non invasif et stable bio-test pour évaluer la fonction érectile, le test de la fonction érectile induite par l’APO est largement utilisé dans de nombreuses études. Toutefois, ce test ne reflète pas adéquatement la qualité des érections ou les changements dynamiques dans la circulation sanguine associée à une réponse érectile¹⁴. Mesures ICP ont été initialement développés par Quinlan et al. ¹⁵. dans cette méthode, un cathéter est placé dans l’artère carotide pour mesurer la pression artérielle systémique, et un autre cathéter est inséré dans le corps caverneux de crus pour enregistrer le Pack client international. Avant ou pendant le pic d’enregistrement, un agent vasoactif et/ou une stimulation électrique du ganglion pelvien majeur (mi/gal) ou CN ont été souvent donné à des rats¹⁴. Cet essai a été un outil fiable pour évaluer les traitements et médicaments pour ED et sera probablement utilisé comme une méthode d’évaluation vitale dans le futur⁶.

Par rapport au test effectué facilement la fonction érectile induite par l’APO, bons enregistrements ICP nécessitent une attention aux détails, pratique et l’adhésion à la méthode de fonctionnement. Donc, ici, nous fournir une description détaillée de la façon d’effectuer l’enregistrement de l’ICP.

Protocole

Trois mois et 18 mois des rats Sprague-Dawley ont été utilisés dans la présente étude. Tous les animaux ont été traités conformément aux directives NIH pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvées par le Comité d’éthique et de locaux institutionnels animalier avec un effort pour minimiser les souffrances animales. Les protocoles ont été approuvées par l’animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC) à l’Université de technologie de Nanjing (Nankin, Chine).

Les rats ont été divisés en deux groupes selon leur âge et leur performance préliminaire dans le test de la fonction érectile induite par l’APO avant enregistrement ICP : les jeune normaux (groupe YN) et âgé de la dysfonction érectile group (groupe d’évacuation aéromédicale)¹⁰.

1. préparation avant la chirurgie

1. Manuellement, faire une paire d’électrodes bipolaires pour l’enregistrement de l’ICP (Figure 1). Légèrement plier les extrémités des électrodes et régler la distance entre deux électrodes sur 1-2 mm de large, comme le montre la Figure 1 a.
2. Connecter les électrodes au stimulateur à l’aide de deux pinces crocodile (Figure 1 aB).
3. Assemblage du système de cathéter : Tout d’abord, connectez une aiguille hypodermique de 23G à un robinet à 3 voies avec tubulure, puis le robinet vers le transducteur de pression. Ensuite, fixez une seringue de 10 mL à la troisième fin de robinet pour fournir une solution saline de l’héparine.
4. Vérifier soigneusement des fuites après avoir rempli l’ensemble du système avec une solution saline de l’héparine (200 U/mL). Tourner ensuite le robinet à 3 voies pour fermer le canal de la seringue ou le canal de transducteur de pression (Figure 1).
5. Soulevez l’aiguille 20 cm au niveau de la garniture en bois. Ensuite de calibrer la pression enregistrement système à 20 cm H₂O. Ensuite, déplacez la hauteur de l’aiguille pour vérifier l’exactitude de l’enregistrement de système. Répéter l’étalonnage jusqu'à ce que l’exactitude a été confirmée.
6. Transférer les rats de l’animalerie à la salle de chirurgie et permettez-leur de s’habituer à la salle de chirurgie au moins 30 min.
7. Les instruments stérilisés à l’autoclave sont pulvérisés avec de l’éthanol 70 % juste avant la chirurgie

2. procédure de chirurgie

1. Anesthésier le rat avec une injection intrapéritonéale de pentobarbital de sodium à une dose de 45 mg/kg de poids corporel et attendre 5-10 min. pincer les orteils pour confirmer une bonne anesthetization.
2. Raser la fourrure de l’abdomen et le cou avec un rasoir électrique et placez le rat sur le dos sur un coussin chauffant.
3. Essuyer la zone de chirurgie avec des boules de coton imbibée de solution 10 % povidone-iode suivies de boules de coton imbibée d’éthanol 70 %. Aussi, appliquer une pommade ophtalmique pour empêcher les yeux ne se dessèchent pas.
4. Section de l’artère carotide gauche.
   1. Saisir la peau du cou avec une pince et faire une incision horizontale au milieu du cou. Inciser les muscles, soigneusement exposer l’artère carotide gauche et isoler une section de 5 mm du navire.
   2. Soigneusement séparer la carotide du nerf avec une pincette, dessiner une suture de soie sous la carotide et mettre une cravate lâche sur l’extrémité caudale du navire, puis faire un autre noeud serré sur l’extrémité crânienne du navire.
   3. Direction caudale serrez le navire avec un collier de bouledogue au-dessus de la suture pour arrêter l’écoulement de sang.
   4. Soigneusement faites une incision sur le navire avec des ciseaux de microchirurgie et insérer le cathéter artériel vers le cœur avec l’aide du micro-dissection crochet et pince.
   5. Serrer le garrot caudal lâche autour du cathéter pour le fixer. Enlever le collier de bulldog pour récupérer le flux sanguin.
5. Isoler la CN et placer l’électrode
   1. Soulever la peau et des muscles de l’abdomen avec une paire de pinces. Avec les ciseaux de dissection, couper à travers le bas de l’abdomen vers le pénis pour faire une incision médiane.
   2. Poussez doucement l’intestin avec l’écouvillon dans la partie supérieure de la cavité abdominale.
   3. Saisir la vessie avec une paire de pinces et tirer sur la vessie de la cavité abdominale. Exposer le lobe ventral de la prostate, qui se trouve sur la partie ventrale de l’urètre.
   4. Retirer le lobe ventral de la prostate, vésicules séminales et canal déférent pour exposer le lobe dorsal de la prostate. Trouver le point de l’adhérence du canal déférent et de la prostate.
   5. Séparer l’espace entre la prostate et le canal déférent. Soigneusement exposer la capsule fibreuse, qui se trouve postérieur jusqu’au point de jonction de la prostate et le canal déférent. Ensuite, trouvez le ganglion pelvien important (Figure 2).
      Remarque : Le ganglion pelvienne majeure et les nerfs caverneux sont visibles à la surface de la prostate.
   6. Sécher soigneusement la zone NC avec un écouvillon stérile. Soigneusement isoler et accrochez le nerf caverneux droit avec les électrodes bipolaires.
6. Section les piliers gauche
   1. Couper une petite incision dans la peau du pénis avec des ciseaux de dissection et ensuite soigneusement DDE la peau de l’arbre du pénis.
   2. Disséquer la musculature striée du pénis. Trouver la branche supérieure de l’os du pubis.
   3. Exposer le muscle bulbospongieux, qui couvre le bulbe spongieux.
   4. Diviser le muscle bulbospongieux du muscle d’ischiocavernosus à l’aide de la pince courbée.
   5. Soigneusement isoler le muscle ischiocavernosus avec une pince courbée et couper le muscle ischiocavernosus pour exposer la blanc albuginée des corps caverneux crus.
   6. Suite à la direction anatomique du corps caverneux crus, soigneusement Insérez l’aiguille dans le corps caverneux de crus par le biais de l’albuginée blanc.
      NOTE : Ceci est une étape cruciale pour le succès cathétérisme. Une petite quantité de sérum physiologique hépariné peut être injectée, et une légère tumescence pénienne doit être observée, si l’aiguille est insérée correctement.
   7. Soigneusement libérer l’aiguille et d’éviter tout glissement de l’aiguille ou la perturbation de la tube de raccordement. Inspecter l’étanchéité.

3. stimuler la CN

1. Ouvrez le logiciel pour l’enregistrement de signaux de pression et commence l’enregistrement de signaux de pression.
2. Réglez les paramètres de la stimulation : 15 Hertz, largeur d’impulsion de 5 millisecondes, 5 volts et une durée de s 60. Stimuler la CN à une fréquence de 15 Hz, avec une largeur d’impulsion de 5 ms.
   Remarque : Vous pouvez observer une forte hausse de l’ICP en appliquant la stimulation électrique.
3. Laissez un intervalle de 30 minutes de repos entre les stimulations. Le maximum de stimulation consécutive chez chaque animal est trois fois.

4. mettre fin à la procédure

1. Après l’enregistrement, administrer l’euthanasie par injection d’une surdose de pentobarbital sodique à une dose de 150 mg/kg de poids corporel. Confirmer la mort des rats en vérifiant leur pression artérielle. Enlever les rats et nettoyer les outils de chirurgie.

5. analyse

1. Enregistrer et exporter les données depuis le logiciel. La réponse est généralement exprimée en ratio du pic de la pression artérielle systémique moyenne (PAM). Le rapport du pic Pic/MAP a été calculé pour évaluer la fonction érectile.
2. Regrouper les données des rats au moins cinq et d’analyser avec le logiciel statistique. Différences sont considérés comme statistiquement significatifs lorsque p < 0,05, en utilisant le test t de Student.

Résultats

De nombreuses études ont montré que la dysfonction érectile en âge les hommes devient un problème courant. Cependant, un traitement médical est limité dans la gestion de liées au vieillissement ED¹⁶. Dans les modèles de rongeurs de la dysfonction érectile liées au vieillissement, beaucoup de thérapies est testés sur la fonction érectile des rats âgés. Comme nous l’avons présenté ci-dessus, le critère d’enregistrement ICP pourrait servir à distinguer les animaux ED ...

Discussion

Comme une mesure directe de la fonction érectile, ICP est une méthode fiable de¹⁴. Il permet pour le plateau de l’acquisition de données sur basale pic, pic, pic, pic, temps en temps l’érection et la détumescence, durée d’intervention, etc.. Sans compter que ces directs des paramètres mesurés, il y a quelques autres paramètres d’index : « T80 » (1), le temps d’atteindre 80 % du pic Pic ; (2) « D20 », à la fois être ramené à 20 % du pic Pic ; (3) « ΔT80 », le taux d’augmentation de pressio...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Animal
Rats			Souche : Sprague-Dawley Âge : 2-3 mois
Rats			Souches : Sprague-Dawley Âge : 15-18 mois
Nom	Company	Numéro de catalogue	Comments
s
salins	Sigma-Aldrich, S7653		dissoudre 8,5 grammes de chlorure de sodium dans de l’eau distillée solution
sodique de pentobarbital	Sigma-Aldrich, P3761		dissoudre 1 gramme dans 100 ml de solution saline
de povidone iodée	BTP Pharmaceutical Co. Limited		10 % (V/V)
Éthanol	China National Pharmaceutical Group Corporation (SINOPHARM)		70 % (V/V)
Héparine	Sigma-Aldrich, H3149		dissoudre l’héparine 20000U dans 100 ml de solution saline
Nom	Company	Numéro de catalogue	>Comments
Materials
Aiguille hypodermique	Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.  ;	Seringue 23G
	Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd	10 ml
Robinet d’arrêt à trois voies	Chengdu Usine d’instruments	TSK 01
Électrode	Chengdu Usine d’instruments	JST-1
Tube de cathéter	Chengdu Usine d’instruments	PE-10, PE-50
Ciseaux de fonctionnement	Shanghai Équipement d’opération usine	J22010, J22020
Ciseaux opératoires ophtalmiques Shanghai	équipement d’opération usine	Y00010, Y00020
Pince ophtalmique	Shanghai équipement d’opération usine	JD1010, JD1020
MicroScissors	World Precision Instruments	WAA260
suture en soie	Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.  ;	5-0
Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Comments
Equipment
Stimulator	Nanjing medease science and technology co. ltd (modèle 4C501H)		15 Hz, impulsion de 5 ms, 5 V, durée de 60 s et intervalle de 5 minutes
Système de traitement de la collecte de signaux multicanaux	Nanjing medease science and technology co. ltd (modèle 4C501H)		Modèle de pression artérielle
Transducteur de pression	Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Company Limited (modèle YP100)		40KPa