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Culture de cellules mammifères dans les échafaudages de Peptide en trois dimensions

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DOI :

10.3791/57259

⸱

13 juin 2018

 ,  , 
1Tissue Engineering Research Laboratory, Department of Bioengineering, IQS-School of Engineering, Ramon Llull University, 2Hebe Biolab

Dans cet article

Résumé

Nous présentons ici un protocole afin d’obtenir des systèmes 3D-culture en auto-assemblage peptide échafaudages pour promouvoir la différenciation des chondrocytes articulaires humains dédifférenciées en tissu cartilagineux.

Résumé

On décrit une technique utile pour la culture des cellules dans un échafaudage d’auto-assemblage nanofibres en trois dimensions (3D). Ce système de culture recrée un environnement qui imite étroitement les caractéristiques structurales des tissus non polarisé. En outre, la structure particulière de nanofibres intrinsèque de l’échafaudage rend transparent à la lumière visuelle, qui permet de faciliter la visualisation de l’échantillon en microscopie. Cet avantage a été utilisé pour étudier la migration cellulaire, organisation, prolifération et différenciation et ainsi toute évolution de leur fonction cellulaire par coloration avec des colorants spécifiques ou des sondes. En outre, dans ce travail, nous décrivons la bonne performance de ce système pour étudier facilement la redifférenciation des chondrocytes articulaires humains élargis dans le tissu cartilagineux. Cellules ont été encapsulés dans auto-assemblage peptide échafaudages et cultivées dans des conditions spécifiques pour promouvoir chondrogenèse. Cultures en trois dimensions a montré la bonne viabilité pendant les quatre semaines de l’expérience. Comme prévu, les échantillons cultivés avec des inducteurs de chondrogéniques (par rapport aux témoins non induite) teint fortement positifs pour le bleu de toluidine (dont les taches glycosaminoglycanes (GAG) qui sont très présents dans la matrice extracellulaire du cartilage) et a exprimé des marqueurs moléculaires spécifiques, y compris le collagène de type I, II et X, selon analyse Western Blot. Ce protocole est facile à réaliser et peut être utilisé dans les laboratoires de recherche, industries et dans les cours de laboratoire à des fins éducatives.

Introduction

Pendant de nombreuses décennies, la culture de cellules de mammifères a été effectuée dans des conditions expérimentales utilisant des systèmes de la culture classique à deux dimensions (2D) en raison de problèmes pratiques et économiques, quels que soient les aspects non physiologiques. Même si ce système de culture permet d’étudier et de comprendre plus les mécanismes moléculaires et cellulaires, nous savons aujourd'hui que les nouveaux paradigmes de la culture de cellules sont nécessaires pour étudier les systèmes cellulaires plus complexes. Par conséquent, systèmes tridimensionnels (3D) sont nécessaires pour recréer un micro-environnement biophysiques, biomécanique et biologiquement plus semblable à celui des tissus naturels. Ces dernières années, les systèmes de culture 3D, en général, sont devenus plus répandues parmi les chercheurs et l’industrie parce qu’elles représentent un nouveau modèle d’étude ou de dépistage dans les cellules peuvent se développer dans l’espace, créer cellule-cellule ou interactions cellule-à-matrice, migrer et finalement la différence en lignées cellulaires spécifiques.

L’objectif global de cette méthodologie consiste à recréer un in vitro microenvironnement cellulaire qui s’en écarte le microenvironnement in vivo . En particulier, l’échafaud de peptide de l’auto-assemblage synthétique (SAPS) est un type de biomatériau ayant des propriétés uniques ; il forme un réseau des pores de taille nanométrique fabriqués à partir des interactions faibles entre les peptides aux propriétés mécaniques et structurales semblables celles des matrices extracellulaires naturelles. En d’autres termes, la rationalité derrière l’utilisation de ce matériau est qu’il crée un environnement 3D vraiment qui est idéal pour l’obtention de tissus de pseudo-3D ou des unités de l’orgue. Mais, surtout, le contexte 3D permet la structure 3D d’acquérir de nouvelles fonctions biologiques qui ne sont normalement pas présentes dans les plates-formes 2D de la culture, telles que les propriétés associées à l’architecture des tissus, des phénomènes de transfert de masse, structuration de cellules et, éventuellement, morphogenèse de tissus, qui sont des facteurs clés dans la recherche future et le développement des tissus fonctionnels et des organes1,2. En outre, un avantage des programmes d’ajustement structurel sur leurs homologues naturels (collagène, Matrigel) est qu’ils sont très stables à la température ambiante et ne nécessitent pas de conditions spéciales pour la post production, de distribution ou de stockage3,4, 5 , 6 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 , 13 , 14 , 15. programmes d’ajustement structurel est facile à manipuler, quand on le souhaite ; Gels 3D peuvent être obtenus simplement en augmentant la force ionique ou en ajustant le pH de neutralité1,2. Enfin, la méthode décrite ici a été largement utilisé in vitro pour promouvoir l’entretien, la croissance et la différenciation d’un certain nombre de types de cellules, y compris les chondrocytes, hépatocytes, cellules endothéliales, ostéoblastes, les cellules neuronales ainsi comme les cellules souches embryonnaires et somatiques3,4,5,6,7,8,9,10, 11 , 12 , 13 , 14 , 15. dans le présent travail, nous décrivons l’utilisation d’un système 3D-culture se différencier humains élargi des chondrocytes articulaires (hACh) en tissu cartilagineux comme décrit précédemment11.

Ici, on décrit une méthode de cellules en culture dans un système 3D à l’aide de programmes d’ajustement structurel. Dans ce biomatériau synthétique, les cellules sont mélangés au préalable avec une solution de peptide, qui est induite par la suite à s’auto-assembler, créant un réseau de dimensions nanométriques autour des cellules et créant ainsi un environnement véritablement 3D (Figure 1). Il est important de considérer que le comportement cellulaire est affectée par des valeurs de rigidité de matrice (c.-à-d., prolifération, migration et différenciation). Par conséquent, un contrôle méthodologique commun est aux cellules de culture sur le dessus de l’échafaud de peptide avec les mêmes valeurs de rigidité (culture sur deux dimensions).

Protocole

1. auto-assemblage Peptide échafaudage (SAPS) préparation

  1. Préparer une solution à 0,5 % du peptide RAD16-j’en sucrose à 20 % (p/v), dans un tube à centrifuger-micro. Laisser agir la solution de peptide pendant 20 min dans un bain ultrasonique à la puissance maximale et à température ambiante (RT) afin d’assurer un mélange homogène.
    Remarque : Le volume de solution d’être prêt dépendra du nombre d’encapsulations désiré. RAD16-j’ai peptides ne souffrent pas de dégradation dans ces conditions la sonication.
  2. Diluer la solution de peptide préparée à l’étape 1.1 avec le volume nécessaire de 10 % (p/v) de sucrose pour obtenir la concentration finale souhaitée.
    Remarque : Un facteur important à prendre en considération est l’ajustement de la concentration initiale de peptide puisque la rigidité de la matrice finale dépendra de ce paramètre. Le RAD16-j’ai peptide solution devrait être 2 x plus concentré que la concentration finale souhaitée de la construction 3D. Normalement, le RAD16 final-j’ai utilisées des concentrations de peptide sont entre 0,15 et 0,5 % (p/v).
  3. Placez le micro-centrifuge tube contenant la solution de peptide dans un bain à ultrasons à ta pendant 20 min afin d’assurer un mélange homogène.
    Remarque : La solution de peptide, si ne pas utilisée immédiatement, peut être stockée pendant plusieurs mois à 4 ° C.

2. cellule préparation de la solution

  1. Centrifuger la suspension cellulaire (obtenue après traitement par la trypsine) 60 x g et RT pendant 5 min.
  2. Retirez le surnageant à l’aide d’une pipette Pasteur connectée à une ligne vide et suspendre le culot cellulaire en 3 à 5 mL de saccharose de 10 % (p/v) à l’aide d’une micropipette. Passez à compter les cellules à l’aide d’un compteur de cellules manuel ou automatique.
    Remarque : La solution de sucrose à 10 % (p/v) est un milieu isotonique et non ionique qui permet pour l’entretien de la cellule et évite la gélification de peptide pendant le malaxage.
  3. Centrifuger la suspension de cellules à 60 x g et RT pendant 5 min. Retirez le surnageant et le culot cellulaire de suspendre encore dans le volume nécessaire de 10 % (p/v) de sucrose pour obtenir double la concentration cellulaire finale désirée (recommandable environ 4 x 106 cellules / mL).
  4. Placer un nombre désiré d’inserts de culture cellulaire dans chaque puits d’une plaque de 6 puits (un insert par encapsulation).
  5. Laisser agir la solution de peptide préparée à l’étape 1 à la puissance maximale et RT pendant 5 min.
  6. Pipette et placer 40 µL de la suspension cellulaire (obtenue en 2.3) pour chaque encapsulation désirée plus environ 10 – 15 % de volume supplémentaire dans un tube à centrifuger-micro standard.

3. 3D Cell Encapsulation dans les programmes d’ajustement structurel

  1. Mélanger un volume égal de la RAD16-j’ai solution à 10 % de saccharose (p/v) (40 µL par encapsulation) avec un volume égal de la suspension cellulaire (40 µL par encapsulation) préparée à l’étape 2 pour obtenir une suspension de cellules dans la concentration de peptide désiré (dans 10 % de saccharose). La composition de pipetage lentement monter et descendre d’environ 10 fois. Eviter la formation de bulles lors du mélange.
    Remarque : Cette étape est essentielle et doit être effectuée avec beaucoup d’attention étant donné que les cellules sont dans des conditions hostiles en raison de la peptide de pH faible (environ 3,5 à 4,0).
  2. À l’aide d’une micropipette, soigneusement charger 80 µL de la suspension dans chaque insertion.
  3. Ajouter 0,5 mL de milieu de culture au fond du puits de mouiller l’insert membrane, permettant aux médias diffusion promouvoir le peptide auto-assemblage et formation d’hydrogel. Laissez le peptide de gel pendant environ 20 min dans le cabinet de flux.
    Remarque : La manipulation des échantillons pendant le réglage heure pourrait se terminer par la rupture de gel.
  4. Très lentement, ajouter 40 µL de milieu à l’insert et laissez-le glisser vers le bas de la paroi interne au gel.
    Remarque : Normalement, le chargement de ce volume devrait prendre entre 20 et 30 s.
  5. Placer la plaque dans l’incubateur (37 ° C, 5 % de CO2, atmosphère humidifiée) pendant 20 min. Cette étape et les additions moyennes successives favorisera le lessivage de la saccharose et équilibrage des cellules avec le milieu de culture.
  6. Ajouter 60 µL de milieu à la paroi interne de l’insert, ce qui lui permet de couler le long du mur. Aspirer le milieu du puits, qui est riche en saccharose, et ajouter 0,5 mL de milieu frais.
  7. Ajouter 60 µL de milieu lentement à l’insert et placer la plaque dans l’incubateur (37 ° C, 5 % de CO2, atmosphère humidifiée) pendant 10 min.
  8. Aspirer le milieu du puits et ajouter 2,5 mL de milieu frais dans le puits. Ajouter 200 µL de milieu dans l’insert. Placer la plaque dans l’incubateur (37 ° C, 5 % de CO2, atmosphère humidifiée) pour maintenir les cellules dans les conditions appropriées.
  9. Changer le support de tous les jours. Enlever le milieu ancien du fond du puits. Ajouter 2,5 mL de milieu frais pour le bien et 200 µL de l’insert.
    NOTE : Si la différenciation des cellules se poursuit, les médias inducteurs spécifiques seront ajoutés aux cultures, ce qui entraîne l’engagement de type cellule désirée (voir ci-dessous, la différenciation de cellules).

4. cellule viabilité dans 3D-SÈVES


  1. Remarque : L’analyse de viabilité de cellules est connu comme le Live/Dead — viabilité/cytotoxicité ainsi.
  2. Dans un tube de 15 mL, préparer le volume nécessaire de solution fraîche de calcéine µM 2 AM et 2 µM d’éthidium homodimère-1 (EthD-1) dans du PBS au vortex pour 10 s. conserver dans l’obscurité.
    Remarque : Le volume à utiliser pour chaque échantillon dépendra de la taille bien selon ce qui suit : 2 mL pour chaque puits d’une plaque multiwell-6 ; 1 mL pour chaque bien d’une plaque de 12-multiwell et 0,5 mL pour chaque puits d’une plaque multiwell-24.
  3. À l’aide d’une micropipette, rincez les échantillons 3D-SAPS 3 fois avec 2 mL de PBS et ensuite, couvrez-la avec la solution préparée à l’étape 4.1. Incuber à ta pendant 40 min dans le noir.
  4. À l’aide d’une micropipette, rincer les constructions avec 2 mL de PBS 5 fois.
  5. Visualiser les échantillons sous un microscope à fluorescence à l’aide de 10 X ou 20 X grossissement.

5. la différenciation cellulaire

  1. Cellules en culture (37 ° C, 5 % de CO2, atmosphère humidifiée) en chondrocytes basale moyenne (CBM) avec une croissance complète.
    Remarque : La préparation du support est décrit dans les instructions du fabricant (voir Table des matières).
  2. Induire la différenciation de la cellule au jour 2 avec chondrogéniques moyen humain recombinant contenant transformant le facteur de croissance-b1 [TGFb1] (10 ng/mL), l’acide L-ascorbique 2-phosphate [AA2P] (25 µg/mL) et de la dexaméthasone (100 nM).
  3. Maintenir la culture pendant 4 semaines dans un incubateur avec une atmosphère humidifiée à 37 ° C et 5 % de CO2. Changer chondrogéniques moyenne tous les deux jours.

6. toluidine bleu coloration (TB)

  1. Lavez les cultures 3D-SAPS deux fois en ajoutant et en supprimant puis 2 mL de PBS avec une micropipette. Fixez-les en ajoutant 2 mL de 2 % (p/v) p-formaldéhyde dans du PBS pendant 2 h à température ambiante.
  2. Laver deux fois avec 2 mL de 0,1 % de Triton X-100 dans PBS (PBST).
  3. Incubez avec 2 mL de TB de 0,05 % dans l’eau pendant 20 min à température ambiante.
  4. Laver plusieurs fois (au moins 3 fois) avec 2 mL de PBS jusqu'à ce que la solution de PBS supprimée est claire.
  5. Analyser des échantillons par inspection visuelle sous un microscope stéréoscopique11,13,14.
    NOTE : TB forme des complexes avec des glycoconjugués anioniques à la matrice extracellulaire, tels que des protéoglycanes (PG) et de glycosaminoglycanes (GAG), qui sont principalement sécrétée par les cellules chondrocytes. Les échantillons positifs sont colorés en bleus.

7. Western Blot

Remarque : La procédure utilisée dans le présent protocole a été précédemment décrit dans référence11.

  1. Lyse 3D-constructions dans RIPA tampon contenant inhibiteur de protéase cocktail de pipetage.
  2. Préparer l’acrylamide gel selon les exigences de gel-volume (de l’équipement en cours d’exécution de gel spécifique) et exécutez les lysats cellulaires pendant 90 min à 150 V16.
    Remarque : Le gel d’Acrylamide est habituellement préparé à une concentration de 7,5 à 10 % (p/v), en fonction du poids moléculaire de la protéine.
  3. Transférer les protéines contenues dans le gel sur une membrane de polyvinylidène difluoride (PVDF) par application de 40 V pendant 2 h à température ambiante.
  4. Incuber la membrane PVDF à ta pendant 2 h dans un tampon bloquant (4 % (p/v) de lait en poudre dans du PBST) dans un récipient séparé avec un volume suffisant pour couvrir la membrane.
  5. Incuber la membrane RT pendant 1 h avec des anticorps primaires à une concentration finale de 1 mg/mL dans du PBST. Voir Table des matières.
  6. Ajouter des anticorps secondaires à une concentration de 1 mg/mL. Consultez la Table des matières.
  7. Préparer la membrane pour la détection de hP avec un substrat chimioluminescent16. Voir Table des matières.
  8. Prendre des images par chimiluminescence16.

Résultats

Dans ce travail, un protocole simple et plus rapide aux cellules de culture en 3D à l’aide de programmes d’ajustement structurel est décrite pour obtenir des données qualitatives et quantitatives fiables. Programmes d’ajustement structurel crée un micro-environnement 3D ayant des propriétés uniques qui permettent à des cellules cultivées dans des conditions souhaitées pour procéder à l’entretien des cellules, prolifération et/ou différenciation3,4,5,6 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12. dans notre groupe, plusieurs études ont été effectuées en utilisant des tissus adipeux humains provenant des cellules progénitrices (hAPC), élargi les chondrocytes articulaires humains (hACh) et fibroblastes dermiques humains normaux (hNDF) à la culture, développez et différencier en tissu cartilagineux10,11,12. Nous décrivons ici la culture 3D et la re-différenciation des hACh élargi en tissu cartilagineux, comme décrit précédemment11. Par conséquent, nous encapsuler des cellules en 3D-programmes d’ajustement structurel et leur culture dans un milieu d’induction chondrogéniques, tel que décrit à la Figure 1 (et dans le protocole). Après 24h, les échantillons ont été évalués pour la viabilité avec le test de viabilité/cytotoxicité Live/Dead. Les résultats indiquent qu’un faible pourcentage de cellules était mort (rouge) après 5 jours d’encapsulation et presque pas les cellules mortes ont été observés après 4 semaines de culture (Figure 2). Ensuite, nous les colorés pour des dépôts de glycosaminoglycanes (GAG) à la matrice extracellulaire à l’aide de la méthode de coloration bleu de Toluidine. Comme prévu, le groupe d’induction répond bien au traitement, présentant une forte coloration (Figure 2).

Enfin, les marqueurs moléculaires des marqueurs chondrogenèse et hypertrophie, y compris le collagène de type I, II et X, ont été analysés par western blot (Figure 3). Le collagène de type qu'i (COL1) ai observé dans les systèmes 2D et 3D mais une bande inférieure de ~ 130 kDa (représentant les protéines transformées de COL1 mature pour être assemblés à la matrice extracellulaire) a été observé uniquement en 3D. Ce résultat indique clairement que les cellules subissant la différenciation en trois dimensions passe d’une manière plus physiologique. Fait remarquable, le collagène de type II (COL2) a été détecté - comme une seule bande d’attendus poids moléculaire présent à la matrice extracellulaire - seulement dans les constructions 3D cultivées dans des conditions chondrogéniques. Enfin, le collagène de type X (COL10) a été détectée dans les constructions de 2D et 3D, cultivées dans des conditions de chondrogéniques, ce qui indique une certaine hypertrophie après 4 semaines de culture.

figure-results-1
Figure 1 : représentation schématique de l’encapsulation de la cellule en 3D-SAPS. Représentation schématique de l’encapsulation de hACh est décrite afin d’obtenir des cellules dispersées au hasard dans les 3D-programmes d’ajustement structurel. 1. auto-assemblage préparation de peptide d’échafaudage (SAPS) ; 2. cellule de préparation de la solution ; et 3. 3D-cell encapsulation dans les programmes d’ajustement structurel. Notez que le schéma ne montre que des mesures 3.1 à 3.4.

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Figure 2 : cellule performance et chondrogéniques la différenciation dans les cultures de 3D-SAPS. La coloration de la viabilité de cellules effectué à 5 jours et 4 semaines de culture détecté sous un microscope à fluorescence (cellules vivantes dans les cellules vertes et mortes en rouge). Barreaux de l’échelle = 200 µm. engagement général chondrogenèse évalué par le bleu de Toluidine coloration (sulfatées glycosaminoglycanes en bleu) de constructions 3D-SAPS cultivées dans les médias de contrôle et chondrogéniques. Barreaux de l’échelle = 500 µm. Ce chiffre a été modifié par L. Recha-Sancho et al. 11. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

figure-results-3
Figure 3 : collagène I, II et X l’expression de hACh subissant chondrogenèse. hACh, cultivée dans une monocouche-2D et 3D-SAPS après 4 semaines de chondrogéniques médias et contrôles ont été évalués pour l’expression du collagène de type I (COL1), collagène de type II (COL2) et du collagène de type X (COL10). Actine expression a été utilisée comme témoin interne. Ce chiffre a été modifié par L. Recha-Sancho et al. 11. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Discussion

Auparavant, notre groupe et autres ont décrit l’utilisation de plates-formes en trois dimensions (3D) culture avec cellule divers systèmes3,4,5,6,7,8 ,9,10,11,12,13,14,15. Dans le présent travail, nous décrivons une méthode simple et fiable d’obtenir culture 3D systèmes qui s’appliquent à n’importe quel type de cellules de mammifères y compris n’importe quel type de cellule fonctionnelle, adulte ou embryonnaire de cellules souches, ou par la suite, les cellules dysfonctionnelles isolement de des biopsies ou des tumeurs et ainsi de suite. En outre, de manière indépendante, si les cellules souches sont d’origine embryonnaire ou adulte ils auraient une meilleure capacité d’engagement de lignée dans l’environnement 3D que dans la culture classique 2D plats10,11,12, 13,14,15. Par conséquent, la culture de cellules dans ce système conduirait à différenciation dans des structures ressemblant à des tissus fonctionnels pouvant servir dans des applications différentes, de biomédecine réparatrice ou régénératrice aux plates-formes toxicologiques et pharmacologiques.

Nous avons montré un gain évident en fonction de la cellule, car le microenvironnement cellulaire est semblable à celle des tissus naturels en ce qui concerne la structure de la matrice et les paramètres biomécaniques, biophysiques et biologiques. Néanmoins, que le système devient plus complex, le nombre de paramètres qui doivent être réglementés également des augmentations, qui comprend la nécessité d’une plate-forme de support externe (par exemple, un système de perfusion active pour éviter les problèmes associés aux phénomènes de transfert de masse ). En trois dimensions des cellules plus performants en termes de régulation des activités essentielles, telles que la différenciation, la prolifération et la migration. Ils pourraient constituer des réseaux complexes permettant la diaphonie cellulaire accrue, qui est de loin une conséquence essentielle de la croissance et la différenciation en 3D. Le fait que les sucs pourrait créer des conditions in vitro semblable à ces matrice extracellulaire protéines représente un avantage depuis une étude rationnelle de l’effet produit pour chaque composant ajouté à l’échafaud (facteur de croissance, polysaccharide ou signalisation peptide) pourrait facilement être menée.

Les avantages évidents de l’utilisation des programmes d’ajustement structurel par rapport aux autres échafaudages naturels, tels que le collagène de type I et Matrigel, sont les suivants : 1) programmes d’ajustement structurel est un biomatériau synthétique avec une variation minimale du lot de production par lots ; 2) programmes d’ajustement structurel a la capacité d’être fonctionnalisés avec des motifs de peptide spécifique ; et 3) présente des programmes d’ajustement structurel faible biodégradabilité in vitro, qui permet le maintien de la construction 3D avec les mêmes propriétés biophysiques, biomécaniques et structurelles au fil du temps. Toutefois, la limitation de l’utilisation de sucs par rapport aux autres échafaudages se trouve durant l’étape de l’encapsulation, où les cellules sont dans un milieu hostile en raison de la faible pH. C’est donc une étape cruciale dans la méthodologie décrite. En outre, il est important de définir la concentration des programmes d’ajustement structurel pour chaque type de cellule spécifique avant de commencer toute expérience. En fait, c’est essentiel lorsque les cellules sont cultivées sur ou dans ces biomatériaux, étant donné que chaque type de cellule en particulier présentera les conditions optimales de croissance biomécaniques.

Enfin, nous pensons que la conception et la fabrication de ce type d’échafaudage de biomatériau renforcerait l’élaboration de modèles de tissu 3D plus physiologique et plus fiable pour aider l’industrie pharmaceutique pour développer de meilleures approches thérapeutiques pour la médecine régénérative, cancer ou tout traitement médical.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les recherches effectuées par les auteurs a été soutenu en partie par des subventions de l’Union européenne septième Programme-cadre (7e PC/2007-2013) au titre de la subvention contrat no 229239 et de la Fondation AO, exploratoire Recherche Collaborative Research Programme aiguë Cartilage blessure/lésion/défaut (CRP ACI) dans le cadre du projet Bioactive et biomimétiques échafaudages pour la régénération du Cartilage (BIOCART).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Chondrocytes articulaires humains (Ach)LonzaCC-2550
Solution peptidique RAD16-I (PuraMatrix)Corning354250
Saccharose (qualité culture tissulaire)SigmaS0389
Inserts de culture cellulaire (0.4 µ ; pore, 12 mm de diamètre)MilliporePICM01250
Chondrocyte Milieu Basal (CBM)LonzaCC-3217
SingleQuots de suppléments de croissanceLonzaCC-4409
Kit de viabilité/cytotoxicité vivant/mortInvitrogenL3224
Sérum de veau fœtal (FBS)LonzaDE14-801F
DexaméthasoneSigmaD8893
Acide L-ascorbique 2-phosphate (AA2P)SigmaA8960
Facteur de croissance transformant humain-&beta ; 1 (TGF-&beta ; 1)MilliporeGF111
RIPA tamponSigmaR0278
Cocktail d’inhibiteurs de protéaseRoche11836153001
Membrane de difluorure de polyvinylidène (PVDF)InvitrogenLC 2005
SuperSignal West Pico Substrat chimiluminescentThermo Scientific34080
Anti-actineSCBTsc-1615
Anti-collagène IAbcamab138492
Anti-collagène IIAbcamab3092
Anti-collagène XAbcamab182563
Anti-chèvre IgG-HRPAbcamab97100
Anti-souris IgG-HRPAbcamab97023
Anti-lapin IgG-HRPAbcamab97051

Références

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