Article de méthode

Ablation d’une Population neuronale à l’aide d’un Laser à deux photons et son évaluation à l’aide d’imagerie calcique et enregistrement comportemental chez les larves de poisson zèbre

DOI :

10.3791/57485

⸱

2 juin 2018

 , 
1Division of Molecular and Developmental Biology, National Institute of Genetics, Department of Genetics, SOKENDAI (The Graduate University for Advanced Studies)

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous présentons ici un protocole pour l’ablation d’une sous-population génétiquement marquée de neurones par un laser à deux photons de larves de poisson zèbre.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pour identifier le rôle d’une sous-population de neurones dans le comportement, il est essentiel de tester les conséquences du blocage de son activité dans les animaux vivants. Ablation par laser de neurones est une méthode efficace à cet effet lorsque les neurones sont sélectivement marquées avec des sondes fluorescentes. Dans la présente étude, les protocoles pour laser ablation une sous-population de neurones à l’aide d’un microscope biphotonique et l’essai de ses conséquences fonctionnelles et comportementales sont décrits. Dans cette étude, le comportement de capture des proies chez les larves de poisson zèbre est utilisé comme un modèle d’étude. Le circuit pretecto-hypothalamique est connu pour sous-tendre cette proie pilotée par visuellement capture le comportement. Poisson zèbre prétectum étaient ablation au laser, et l’activité neuronale dans le lobe inférieur de l’hypothalamus (ILH ; la cible de la projection pretectal) a été examinée. Comportement de capture des proies après ablation pretectal a également été testé.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pour comprendre comment le comportement résulte de l’activité neuronale dans le cerveau, il est nécessaire d’identifier les circuits neurones qui sont impliqués dans la génération de ce comportement. Au stade larvaire, le poisson-zèbre fournit un modèle animal idéal pour étudier le fonctionnement du cerveau associées le comportement parce que leur cerveau petit, transparent permettre d’enquêter sur l’activité neuronale à une résolution cellulaire dans un vaste domaine de la cerveau tout en observant le comportement1. Imagerie de l’activité neuronale dans les neurones spécifiques est devenue possible grâce à l’invention des indicateurs génétiquement encodé calcium (Ca) (GECIs) comme GCaMP2. GCaMP zebrafish transgénique ont révélé utile permettant d’associer le circuit neuronal fonctionnel avec un comportement en procédant à l’imagerie Ca en se comportant des animaux3.

Alors que l’imagerie Ca peut démontrer les corrélations entre l’activité neuronale et comportement, pour montrer le lien de causalité, suppression de l’activité neuronale et les essais de ses conséquences sur le comportement sont des étapes importantes. Il existe différentes façons d’y parvenir : l’utilisation de la mutation génétique qui altère les circuits neuronaux spécifiques4, expression des neurotoxines de neurones spécifiques5,6, utilisation d’outils d’optogenetic comme halorhodopsin7, et laser ablation de neurones ciblés8,9. Ablation laser est particulièrement adaptée pour l’élimination de l’activité dans un relativement petit nombre de neurones spécifiques. Facilite l’élimination irréversible de l’activité neuronale en tuant les neurones évaluant les conséquences comportementales.

Un comportement intéressant que l'on peut observer au stade larvaire chez le poisson zèbre est la capture des proies (Figure 1A). Ce comportement guidé visuellement, ciblé fournit un système expérimental favorable pour l’étude de l’acuité visuelle10, visuomotor transformation11,12,13, perception visuelle et la reconnaissance des objets14,15,16,17,18et19de la prise de décision. Comment proies est reconnu par les prédateurs et comment la détection des proies mène à proie capture le comportement a été une question centrale dans la neuroéthologie20. Dans cet article, nous nous concentrons sur le rôle du circuit pretecto-hypothalamique formé par les saillies d’un noyau dans le prétectum (noyau pretectalis superficialis pars magnocellularis, ci-après, simplement remarqué que le prétectum) à la ILH. Ablation au laser de la prétectum a été montré pour réduire l’activité de capture des proies et d’abolir l’activité neuronale dans la ILH associé à la proie visual perception21. Ici, des protocoles pour l’exécution de laser ablation et tester son effet à l’aide de Ca2 + imagerie et enregistrement comportemental chez le poisson zèbre, les larves sont décrites.

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Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. l’ablation d’une sous-population de neurones à l’aide d’un Microscope biphotonique Laser

Remarque : Si utilisateurs comptez sur l’exécution d’ablation suivante d’imagerie Ca, utilisez la ligne de UAShspzGCaMP6s21. Si les utilisateurs plan sur l’exécution d’enregistrement comportemental après ablation, utilisez la ligne de UAS:EGFP, comme l’ablation des cellules positives EGFP est plus facile à réaliser que des cellules exprimant le GCaMP6s.

  1. Commencer par la mise en place de l’accouplement d’une ligne de Gal4 que les labels des neurones spécifiques à étudier et UAS:EGFP ou UAShspzGCaMP6s. N’oubliez pas d’utiliser le fond de nacre pour les deux parents afin que nacre homozygotes peuvent être obtenues.
    Remarque : Homozygotes de nacre ne contenant aucun mélanophores sur la surface du corps (Figure 1B). Dans le présent étudier, une gSAIzGFFM119B de ligne de Gal4 (qui étiquète le prétectum) et un autre Gal4 line hspGFFDMC76A (qui marque la ILH) sont utilisés21.
  2. Le lendemain de l’installation de l’accouplement, recueillir les oeufs de poisson-zèbre et élever au stade larvaire à quel point les neurones d’intérêt exprimera reporters fluorescents.
  3. Montez la larve de poisson-zèbre à point de fusion bas-agarose à 2 % (Figure 1B).
    1. Commencez par la préparation de solution-mère 2 % d’agarose : dissoudre 2 g de poudre faible point de fusion d’agarose dans 100 mL d’eau système (c.-à-d., l’eau utilisée pour maintenir le poisson-zèbre adulte dans un circuit d’eau) de22 ou E3 l’eau23, en apportant de l’eau au point d’ébullition dans un four à micro-ondes et mélanger vigoureusement.
    2. Le stock de bas point de fusion d’agarose 2 % au micro-ondes jusqu'à ébullition. Verser 3,5 à 4,0 mL de l’agarose sur le couvercle d’une boîte de Pétri 6 cm. Attendez que l’agarose refroidit afin qu’il soit chaud au toucher avant de continuer.
    3. Ensuite, placez une seule larve (non anesthésiée à cette étape) dans le gel d’agarose. Garder la position et l’orientation de la larve de réglage pour qu’il soit debout, à l’aide d’une aiguille dissection (Figure 1C), jusqu'à ce que l’agarose se solidifie pour assurer le bon positionnement de la larve.
      Remarque : La larve va continuer à nager autour tandis que l’agarose se solidifie.
    4. Une fois que la larve est positionnée, laisser 5 min pour l’agarose à solidifier complètement.
    5. Versez 5 mL de solution de tricaïne (0,4 % à 1 x concentration de travail) sur l’agarose.
      Remarque : Pour éviter les mouvements des larves au cours de l’ablation laser, les larves doivent rester anesthésiés tout au long de la procédure d’ablation.
  4. L’ablation de la larve à l’aide de la fonction de blanchiment dans un système de microscopie biphotonique laser.
    1. Placez la larve d’agarose-encastré sous un microscope à balayage laser deux photons et démarrer le système de microscopie.
    2. Lancez le logiciel d’acquisition d’image et cliquez sur le bouton « On » sur l’onglet « Laser » pour allumer l’appareil (Figure 1D). Attendez que le « statut » du laser pour changer de « Occupé » à « Mode bloqué. »
    3. Sous l’onglet « Canaux », régler longueur d’onde du laser à 880 nm (puissance maximale : environ 2 300 mW) pour ablation EGFP ou à 800 nm (puissance maximale : environ 2 600 mW) pour ablation de GCaMP.
    4. Sélectionner l’objectif X 20 en déplaçant manuellement le revolver de lentille. Cliquez sur l’onglet « Rechercher », cliquez sur « GFP » de changer les voies optiques et de regarder directement la fluorescence par oeil.
    5. Localiser le cerveau de larves de poisson zèbre au centre de la vue ; puis cliquez sur l’onglet « Acquisition » pour revenir à la microscopie biphotonique.
    6. En tant qu’enregistrement de l’état « avant ablation », prendre une image de z-pile avec l’objectif de 20 X à vitesse de balayage rapide (pour éviter les dommages thermiques). Par la suite comparer les images prises avant et après les expériences d’ablation (Figure 2A). Pour obtenir un tapis z, cliquez sur « Z-Stack » pour sélectionner l’option z-pile et développez l’onglet définir la limite inférieure (cliquer sur la « valeur d’abord » bouton ») après la mise au point à l’extrémité ventrale du cerveau larvaire et réglez la limite supérieure (cliquez sur le bouton « Définir en dernier ») après en se concentrant sur la la plupart-surface dorsale du cerveau. Puis, cliquez sur le bouton « Commencer l’expérience » pour lancer l’acquisition d’images de z-pile.
    7. Sélectionner l’objectif X 63 en déplaçant manuellement le revolver de la lentille.
    8. Cliquez sur l’onglet « Rechercher » pour passer à la microscopie fluorescente epi, localiser les cellules pour être pratiqué l’ablation au centre de la vue par les yeux, puis cliquez sur l’onglet « Acquisition » pour revenir à la microscopie à balayage au laser.
  5. Sous l’onglet « Mode d’Acquisition », définir la taille du « cadre » à 256 x 256. Cliquez sur « Live » et observez les neurones d’intérêt.
  6. À partir de la face dorsale plus, trouver un plan focal dans lequel les cellules pour être pratiqué l’ablation sont en discussion.
  7. Marquer une petite zone circulaire taille environ un tiers de la cellule de diamètre sur chaque neurone comme une région d’intérêt (ROI) à l’aide de la fonction de « Régions ».
  8. Régler la vitesse de balayage à 13,93 s/256 x 256 pixels (134.42 µm x 134.42 µm), ce qui correspond à un temps de pause de laser d’environ 200 µs/pixels ou 200 µs/0,5 µm. En outre, la valeur 4 répétitions ("cycle d’itération : 4'). Vous pouvez également optimiser le nombre d’itérations et vitesse de numérisation afin que l’ablation suffisante est atteint.
  9. Remplir la fonction de « Blanchiment » pour l’ablation, en combinaison avec la série « Time (2 cycles) » pour l’image de l’échantillon (avant et après l’ablation) et des « Régions » (pour définir la ROIs) ou des fonctions équivalentes dans le logiciel utilisé (Figure 1D).
  10. En comparant la première image (avant l’ablation) et la deuxième image (après ablation) dans les séries chronologiques cycle, veiller à ce qu’après le blanchiment, la fluorescence, la diminution des cellules ciblées à celui observé à la concentration de fond (Figure 2B).
  11. Si la fluorescence est toujours présent après ablation, augmenter le nombre d’itérations.
  12. Ensuite, déplacer le plan focal légèrement plus profond (c'est-à-direvers la face ventrale) et choisir le prochain plan focal où apparaissent les cellules non ramollis.
  13. Remplir la fonction de blanchiment tel que décrit ci-dessus (étape 1.9). Répétez ces étapes jusqu'à ce que toutes les cellules de la structure neuronale d’intérêt ont été pratiqué l’ablation.
  14. Après avoir parcouru tous les plans focaux couvrant les structures neurales à être pratiqué l’ablation, vérifier les cellules pour fluorescence supprimé. Si certaines cellules se trouvent toujours être fluorescent en raison de l’ablation insuffisante, laser-irradient leur nouveau comme décrit ci-dessus.
  15. Si la larve doit être récupéré auprès d’agarose après irradiation laser, n’essayez pas de forcer sur l’agarose car cela risquerait d’endommager la larve. Au lieu de cela, faites en petites coupures dans l’agarose autour de la larve perpendiculairement à la surface de son corps. Ensuite, attendez que la larve de nager hors d’agarose sur ses propres lorsque l’anesthésie s’estompe.
  16. Passez à la prochaine larve pour ablation ou d’effectuer des expériences de contrôle à l’aide d’une autre population de neurones qui sont non impliqués dans le comportement incriminé.
    Remarque : Ici, comme un contrôle, les neurones du bulbe olfactif dans UAS:EGFP ; gSAIzGFFM119B larves étaient laser-ablation en utilisant le même protocole décrit ci-dessus (Figure 2A, droite).
  17. Laisser plusieurs heures ou 1 jour de rétablissement avant de procéder à l’imagerie Ca (Section 2) ou comportementaux enregistrement (Section 3). Pendant ce temps de récupération, vérifier la santé larvaire (p. ex., nage spontanée normale, aucune chaleur-dommages apparents autour de la zone type, etc.) et supprimer les larves montrant des signes de mauvaise santé.

2. calcium imagerie pour enregistrer l’activité neuronale induite sur les proies chez les larves de poisson zèbre prétectum-ablation

  1. Pour préparer une chambre d’enregistrement, mettre un joint de chambre de garantir-seal hybridation sur une lame de verre, avec la face adhésive sur la vitre et enlever le joint supérieur.
    Remarque : Cela crée une chambre de petit enregistrement qui est de 9 mm de diamètre et de 0,8 mm d’épaisseur (Figure 3A).
  2. Ensuite, placez une maille en nylon (taille de l’ouverture : 32 µm) sur un tube de 50 mL qui a le fond découpé. Utilisez le bouchon pour attacher la maille sur le tube (Figure 3B).
  3. Préparer la paramécie (qui est la proie à être utilisé comme le stimulus visuel pour larve).
    Remarque : Préparer la culture de la paramécie (mesures 2.3.1 et 2.3.2) au préalable.
    1. Obtenir des paramécies graines culture de sources commerciales ou bio-ressource académique Centres24 à l’avance.
    2. Culture la paramécie pendant plusieurs jours dans l’eau contenant la paille de riz stérilisés à l’autoclave et une pastille de levure de bière sèche22 (Figure 3C).
    3. Versez la culture de la paramécie par 2 tamis successivement (une avec une ouverture de 150 µm, suivie d’une autre avec une ouverture de 75 µm) pour enlever les débris de la culture.
    4. Recueillir des paramécies dans le cheminement de l’étape précédente sur une maille en nylon (ouverture 13 µm).
    5. Remettre en suspension les paramécies sur les mailles de nylon dans un bécher de verre à l’aide d’une pissette d’eau système (Figure 3D).
  4. Rincez le maillage (Figure 3B) dans l’eau-système 2 x (Figure 3E).
    Remarque : L’objectif de cette étape est de supprimer tous les composés malodorants possible et aromatisants contenues dans le milieu de culture de paramécie , que l’objectif de cette étude est d’observer visuellement piloté par l’activité neuronale.
  5. Placez une larve de poisson-zèbre dans la solution de tricaïne à anesthésier.
  6. Monter une seule larve dans 2 % faible point de fusion d’agarose.
    1. Tout d’abord, micro-ondes 2 % faible point de fusion d’agarose et ajouter 1/10 volume de 10 x tricaïne concentré à l’agarose.
    2. Placez une goutte de l’agarose de tricaïne contenant sur la chambre d’enregistrement (Figure 3A).
    3. Après avoir confirmé l’agarose n’est pas trop chaude, placez la larve anesthésiée (de l’étape 2.5) dans l’agarose, enlever immédiatement tout excès agarose afin que la surface de l’agarose ressemble légèrement convexe.
    4. Orienter rapidement la larve en position verticale avec une aiguille dissection (Figure 1C).
      Remarque : Ces procédures doivent être effectuées dans plusieurs secondes avant que l’agarose se solidifie.
    5. Une fois que la larve est correctement positionnée, laisser 5 min pour l’agarose à solidifier complètement. Puis, versez une goutte de solution de x tricaine 1 sur l’agarose.
  7. Retirez l’agarose autour de la tête de la larve de poisson-zèbre et faire place à la paramécie à nager à l’aide d’un bistouri. Pour ce faire, d’abord, faire quelques petites coupures dans l’agarose (Figure 3-F). Ensuite, retirez soigneusement l’agarose excès en versant doucement de l’eau système sur la chambre.
    Remarque : À cette étape, le tricaïne va être rincé.
  8. Ensuite, mettre une paramécie dans la chambre d’enregistrement pour servir un stimulus visuel.
    Remarque : Lorsque la paramécie nage près de la tête de la larve de poisson-zèbre, il évoquera une réponse neuronale (Figure 3G).
  9. Place la chambre d’enregistrement sous le microscope épifluorescente équipé d’une caméra CMOS de scientifiques (Figure 3H), puis sélectionnez un objectif X 2,5 (Figure 3j’ai).
  10. Recueillir des enregistrements Time-lapse des fluorescence des signaux GCaMP.
    1. Démarrez l’application d’acquisition d’image pour la caméra équipée.
    2. Cliquez sur « Séquence Pane » et sélectionnez « Disque dur Record » sur le volet. Dans la section paramètres de numérisation, définir le « nombre d’images » à 900 ou tout autre numéro d’image total désiré.
      Remarque : Si possible, utilisez un logiciel d’enregistrement Time-lapse avec un module (ici, « disque dur Record ») qui permet une économie efficace des données sur un disque dur.
    3. Dans le volet de « Capture », définir la durée d’exposition à 30-ms (c.-à-d., 33,3 fps) et Binning 2 x 2.
    4. Le microscope contrôle tactile, choisissez un filtre défini pour GFP, comme le GCaMP a les spectres d’excitation/émission similaire à GFP.
    5. Cliquez sur « Live » dans le volet de Capture pour localiser la larve dans la vue de la caméra et de se concentrer (Figure 4A), puis cliquez sur « Arrêter Live » et cliquez sur le bouton « Start ». Enregistrez le film en .cxd ou tout autre format qui contient des informations sur la condition de l’acquisition.
  11. Après les enregistrements, analyser les GCaMP6s fluorescent des signaux (Ca) en obtenant les valeurs moyennes de pixel pour le retour sur investissement sur une structure du cerveau dans le Time-lapse film en utilisant le logiciel gratuit Fidji25.
    Remarque : Fidji est une version de ImageJ avec beaucoup utile du plug-in de préinstallé et peut lire des fichiers image au format .cxd avec les Bio-Formats plug-in.
  12. Si la larve se déplacer légèrement lors de l’enregistrement, effectuez d’image en exécutant le plug-in TurboReg26 à Fidji. Dans le menu, sélectionnez « Plugins », « Enregistrement » et « TurboReg ».
  13. Étudier les moyens d’analyser les données selon l’objectif de l’étude. Ce qui suit est un exemple.
    1. Calculer la F/F0 (intensité de fluorescence à chaque fois, divisée par l’intensité de la fluorescence au repos ou avant toute transitoire Ca a eu lieu) comme suit :
    2. Définissez des ROIs sur le prétectum ou la ILH en utilisant le gestionnaire de ROI : dans le menu, sélectionnez « Analyser, » « Outils », « Gestionnaire de ROI » et « Ajouter » à la liste de la ROIs (Figure 4A).
    3. Calculer les valeurs moyennes de pixel pour la ROIs (i.e., les intensités de fluorescence de GCaMP6s) en sélectionnant dans le volet gestionnaire de ROI : « More » « Multi-mesures » et « OK ». Enregistrer les résultats dans un fichier de feuille de calcul.
    4. Comme les signaux sont bruyants, en moyenne les signaux pour 11-points dans le temps (moyenne mobile) à l’aide d’une application qui pourrait traiter les données de feuille de calcul.
    5. Diviser F (intensités de fluorescence au fil du temps) par F0 (intensité de la fluorescence au niveau basal) pour calculer l’intensité de la fluorescence normalisée. Comme un exemple de visualisation de données, modifie en intensité de la fluorescence GCaMP6s normalisée dans le prétectum et la ILH sont à codes de couleur et mappé sur les trajectoires de la paramécie (Figure 4B - D).

3. Evaluation des conséquences comportementales suite à Ablation Laser

  1. Mettre en place un système d’enregistrement comportementale qui se compose d’un stéréoscope équipé d’une caméra vidéo. Utiliser un appareil photo avec un image appropriée logiciel d’acquisition, commerce ou faits sur mesure (Figure 5A).
  2. Optimiser les conditions d’éclairage de sorte que la paramécie peut être détectées par traitement d’images. Par exemple, utiliser une anneau blanc LED lumière avec une entretoise (Figure 5B).
    Remarque : La distance et l’angle, la LED affecte l’apparence de l’échantillon (c.-à-d., lumineux en fond noir ou foncé en fond clair) et sont donc critiques de traitement d’image réussie. Déterminer la meilleure hauteur de l’entretoise (Figure 5C).
  3. Placez une larve de poisson-zèbre (extraite de l’expérience d’ablation laser décrite à la Section 1) dans une chambre d’enregistrement comportementale (qui était attachée à une lame de verre) avec le joint supérieur original retiré (Figure 5D).
  4. Collecter 50 paramécie , de la culture (étape 2.3.5) à l’aide d’une micropipette et placez-les dans la chambre d’enregistrement.
  5. Placez une lamelle couvre-objet sur le dessus de la chambre d’enregistrement. Mettre une petite goutte d’eau sur la lamelle couvre-objet avant de le placer sur la surface de l’eau de la chambre d’enregistrement pour éviter l’introduction d’air dans la chambre.
    Remarque : Dans cette étape, un peu d’eau avec paramécies débordera de la chambre d’enregistrement. Le nombre restant de paramécies dans la chambre d’enregistrement sera d’environ 30-40.
  6. Placez la chambre d’enregistrement (contenant une larve et la paramécie) dans le système d’éclairage (Figure 5D).
  7. Démarrer l’enregistrement Time-lapse à 10fps pendant 11 min (6 600 cadres).
  8. (Facultatif) Pour chaque larve qui a été testé pour le comportement, observer la fluorescence des domaines ablation laser par microscopie fluorescente pour confirmer l’efficacité de l’ablation laser (c.-à-d., absence ou sensiblement réduits nombre de cellules fluorescentes dans la zone irradiée laser).
    Remarque : Même après l’irradiation, certaines cellules fluorescentes peuvent encore être observés en raison de l’apparition ultérieure de Gal4 l’expression des gènes dans les cellules différenciées après ablation27.
  9. Après l’enregistrement d’un comportement de la larve, pour compenser le manque d’uniformité dans le fond, effectuez une division de pixel par pixel de chaque image en une image moyenne dans les îles Fidji : cliquez sur « Process », « Image Calculator », ' opération : diviser ', 32 bits (float) résultat ', et ' OK'. Pour rendre une image moyenne, cliquez sur « Image », « Empile », « Z-Project », « Intensité moyenne » et « OK » (Figure 5E, F).
  10. Compter le nombre des paramécies reste dans la chambre en cliquant sur « Analyser », « Analyser les particules », définissant une gamme de zone qui couvre tous les paramécies, cochant la case « Show : masques », puis en cliquant sur « OK ». L’option « Show : masques » fournira une image extraite paramécies (Figure 5G), avec une liste du nombre de particules (paramécie) dans chaque image.
  11. Tracer le nombre de paramécies laissés dans la chambre d’enregistrement au fil du temps. Parce que les estimations du nombre des paramécies sont bruyantes, nous vous recommandons d’effectuer une moyenne mobile sur chaque point dans une gamme de 600 cadres (1 min) sur la feuille de calcul.

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Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neurones spécifiques ont été génétiquement marquées avec EGFP ou GCaMP6s, dont l’expression furent chassés dans les lignées Gal4. Un gSAIzGFFM119B de ligne de Gal4 a été utilisé pour étiqueter un noyau dans la zone pretectal (magnocellulaire superficiel pretectal noyau) et une sous-population de neurones du bulbe olfactif. Une autre ligne de Gal4, hspGFFDMC76A, a été utilisée pour marquer la ILH. Nous laser-ablation des neurones pretectal sur le plan bilatéral (panneau de gauche de

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bien que le deux photons laser a une excellente résolution spatiale pour spécifiquement l’ablation des neurones individuels, grande prudence convient pour éviter tout dommage non désiré sur le tissu cérébral en raison de la chaleur. L’étape la plus importante dans l’expérience d’ablation est de déterminer la quantité optimale d’irradiation laser. Irradiation insuffisante ne parvient pas à tuer les neurones. Trop d’irradiation sera endommagé par la chaleur le tissu environnant, ce qui donnera lieu à des effets indésirable...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts au rapport.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ces études ont été financées par des subventions provenance du MEXT, JSPS KAKENHI Grant numéros JP25290009, JP25650120, JP17K07494 et JP17H05984.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
NuSieve GTG AgaroseLonzaCat.#50080agarose à basse température de
fusion 6 cm boîte de PétriFALCONProduit# :351007
aiguille de dissectionAS ONE CorporationCat. N° 2-013-01https://keystone-lab.com/en/item/detail/404142
LSM7MPMicroscope à balayage laser à deux photonsCarl Zeiss
W Plan-Apochromat 63x/1.0Objectif Carl Zeiss63X
Imager.Z1Carl Zeissun microscope à épifluorescence
ZENLogiciel d’acquisition d’images Carl Zeisspour microscopes confocaux
de chambre d’hybridation Secure-Seal, 8 chambres, 9 mm de diamètre x 0,8 mm de profondeurSondes moléculairesCatalogue # S-24732Utilisé comme chambre d’enregistrement en imagerie Ca
Chambres d’imagerieGrace Bio-LabsCoverWell Chambres d’imagerie PCI-A-2.5Utilisé comme chambre d’enregistrement comportemental
couteau chirurgicalMANICouteau ophtalmique MST15
ORCA-Flash4.0Hamamatsu Photonicsmodèle :C11440-22CUune caméra CMOS scientifique
HCImageHamamatsu Photonics Logiciel d’acuisitiond’image
Hard Disk Module RecordingHamamatsu PhotonicsUn module logiciel qui permet d’enregistrer les fichiers vidéo sur un disque dur en peu de temps
objectif pour SZX7
Point Grey Grasshopper3 4.1 MP Mono USB3 VisioFLIR Systems, Inc.N° de produit GS3-U3-41C6NIR-CCaméra CMOS
XIMEA Caméra XIQ,XIMEAN° de produit. Caméra CMOS
un anneau LED lumièreCCSModèle : LDR2-100SW2-LABlanc LED
Nylon mesh 32µ ; mTokyo ScreenN-No.380Thttp://www.tokyo-screen.com/cms/sta20347/
Maille nylon 13µ ; mÉcran TokyoN° 508T-Khttp://www.tokyo-screen.com/cms/sta20347/
Écran en métal 150 microns Écranhttp://www.tokyo-screen.com/cms/sta20341/#ami
en métal avec ouverture 75 micronsÉcranhttp://www.tokyo-screen.com/cms/sta20341/#ami
EBIOSAsahi Alimentation & Soins de santé, Co. Ltd.levure de bière sèche
LabVIEWNational Instrumentsun environnement de développement intégré pour la programmation
Mai-Tai, HPSpectra Physics  ;Laser à deux photons  ;
Joint SZX7 Olympus stéréoscope DF PL 0.5X Olympus MQ042RG-CMen métal,

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Feierstein, C. E., Portugues, R., Orger, M. B. Seeing the whole picture: A comprehensive imaging approach to functional mapping of circuits in behaving zebrafish. Neuroscience. 296, 26-38 (2015).
  2. Nakai, J., Ohkura, M., Imoto, K. A high signal-to-noise Ca(2+) probe composed of a single green fluorescent protein. Nat Biotechnol. 19 (2), 137-141 (2001).
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