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Article de méthode

La périnatalité asphyxié agneau modèle : Un modèle pour la réanimation néonatale

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DOI :

10.3791/57553

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15 août 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of California Davis, 2Department of Pediatrics, University at Buffalo

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Instrumentation envahissante de l’agneau fœtale fournit des mesures précises et physiologiques de la transition de la circulation dans un modèle qui imite étroitement le nouveau-né.

Résumé

Asphyxie à la naissance représente presque 1 million de décès dans le monde chaque année et est l’une des principales causes de mortalité et de morbidité néonatale précoce. Beaucoup d’aspects des lignes directrices actuelles de la réanimation néonatale demeure controversées, compte tenu des difficultés dans la conduite des essais cliniques randomisés en raison de la rare et souvent imprévisible besoin de réanimation étendue. La plupart des études sur la réanimation néonatale proviennent de modèles de mannequin qui ne parviennent pas véritablement le reflet des changements physiologiques ou Porcinet qui ont autorisé leur liquide pulmonaire et ont mené à terme la transition entre fœtale et néonatale circulation. Le présent protocole fournit une description détaillée étape par étape comment créer un modèle d’agneau foetus présentant une asphyxie périnatale. Le modèle proposé a un tirage de transition et les poumons remplis de liquide, qui imite les nouveau-nés humains suivant l’accouchement et est donc un excellent modèle animal pour étudier la physiologie nouveau-né. Une limitation importante à l’expérimentation de l’agneau est le coût plus élevé.

Introduction

Asphyxie périnatale se produit dans environ 4 pour 1 000 naissances à terme aux Etats-Unis et est responsable d’environ 25 % des décès néonatals 4 millions dans le monde1,2. Tout au long de l’évolution naturelle du fœtus, plusieurs adaptations doivent avoir lieu pendant le travail et à la naissance afin de permettre une transition en douceur vers l’environnement extra-utérine de l’intra - quand les poumons se sur le rôle du placenta, organe d’échanges gazeux. Toute défaillance du nouveau-né à adéquatement la transition à la naissance plus compromet les efforts de réanimation. Instances avec un dégagement de poumons foetaux incomplètes ou en retard3,4et les circonstances qui donnent lieu à un impact de5 persistants haute résistance vasculaire pulmonaire (PVR), l’efficacité de la ventilation, qui reste le plus intervention importante à la réanimation des nouveau-nés présentant une asphyxie6. En outre, clampage immédiat du cordon ombilical et extraction du placenta faible résistance peut conduire à des changements brutaux de débit cardiaque qui peut entraîner une dysfonction myocardique7,8.

En raison de la nécessité peu fréquente de réanimation agressive (besoin de compressions thoraciques ou administration d’épinéphrine)1,9, il y a un manque de preuves solides de grands essais cliniques randomisés pour supporter le courant lignes directrices du programme (PNR) réanimation néonatale. De nombreuses études de recherche translationnelle en réanimation néonatale sont réalisés sur des modèles animaux postnatals (particulièrement les porcelets) qui ne parviennent pas à décrire adéquatement la transition circulation fœtale et les poumons remplis de liquide inhérents au nouveau-né dans la livraison chambre. Étant donné les défis particuliers associés à la transition de la circulation foetale à circulation néonatale, le modèle de foetus d’agneau de Dépigmentations présentant une asphyxie périnatale est idéal pour étudier la physiologie de réanimation néonatale.

Les études menées par Joseph Barcroft sur foetus agneaux, dès les années 1930, a jeté les bases pour la physiologie foetale et néonatale10. Dans la seconde moitié du 20ème siècle, novateurs et méticuleux expériences de Geoffrey Dawes sur foetus d’agneau modèles, et plus tard ceux de Abraham Rudolph ont énormément contribué à la connaissance de la physiologie cardiovasculaire et pulmonaire chez le foetus 11 , 12. ces dernières années, les études sur les modèles d’agneau foetal et néonatal ont fourni une meilleure compréhension de l’impact de la ventilation sur l’hémodynamique13,14, les effets de l’oxygénation PVR15,16, ainsi que les modifications circulatoires qui se produisent pendant le cordon de serrage7,17. Enfin, au cours de la dernière année, l’agneau nouveau-né a été un nouveau modèle pour étudier les effets hémodynamiques au cours de la réanimation18,19,20. Un récit étape par étape de ce qui est impliqué dans la réalisation d’une expérience de l’agneau, ainsi que la description détaillée de l’instrumentation chirurgicale et la méthode expérimentale sera présentée.

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Protocole

Tous les protocoles ont été approuvés par l’animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC) par le Buffalo State University of New York. Une illustration de la méthode dépeignant envahissantes et la surveillance non invasive est illustrée à la Figure 1.

1. les animaux

  1. Utilisation de temps à jour, fièvre Q séronégatifs, enceintes les brebis (race, Suffolk-Dorset-Katahdin race) avec des agneaux foetaux à 127-143 jours de gestation.
    NOTE : Moutons à terme la gestation est de 145 jours et 127 agneaux de gestation se comporte comme des extrêmes prématurés.

2. pré-chirurgicale préparation

  1. Retenir la nourriture de la brebis 12 h avant la chirurgie.
  2. Endormir la brebis avec le diazépam par voie intraveineuse de (IV) (0,25 à 1,5 mg/kg) et la kétamine (4 mg/kg).
  3. Guider la brebis en décubitus latéral sur un chariot élévateur.
  4. Déplacer la brebis de décubitus dorsal sur une table chirurgicale V-haut.

3. l’anesthésie

Remarque : Avant la césarienne, la brebis est sous sédation avec le diazépam et kétamine et intubée suivie par inhalation continue d’isoflurane (1-4 %). Adéquation de l’anesthésie est surveillée par l’évaluation des réflexes de tonalité et oculaires musculaire ainsi qu’une surveillance continue du niveau d’oxygène dans le sang avec un oxymètre de pouls et de la fréquence cardiaque. Pendant l’instrumentation, agneaux sera sous l’influence de l’anesthésie maternelle et recevrez également anesthésie locale aux sites d’instrumentation.

  1. Intuber la brebis avec un tube endotrachéal 10,0 mm à revers (ETT). Avance l’ETT à travers la voix des cordons 1 – 2 cm au-delà de la manchette. Gonfler le brassard ETT et nouez l’ETT autour de mâchoire de la brebis pour le fixer en place.
    1. Lorsque la réponse palpébrale est absente, régler l’isoflurane (2 – 3 % est généralement suffisant).
    2. Fournir des respirations artificielles par ventilation mécanique conventionnelle (CMV) une fraction de l’oxygène inspiré (FIO2) de 0,21. Régler le ventilateur pour fournir des volumes de 10 à 15 mL/kg.
    3. Surveiller en continu la saturation de l’oxyhémoglobine par un oxymètre de pouls placé sur la langue de la brebis.
    4. Mesurer le dioxyde de carbone fin d’expiration (EtCO2) avec un capnographe.
    5. Ajustez la FIO2 et CMV pour maintenir la saturation de l’oxyhémoglobine entre 90 à 97 % et exhalé de CO2 entre 35-45 mm Hg, respectivement.
  2. Fixer les branches de la brebis à la table d’opération chirurgicale avec attaches chirurgicales.
    1. Ajuster la table d’opération chirurgicale pour inverser la position de Trendelenburg afin de soulager la pression sur le foetus.
  3. Placer un tube orogastrique pour décompresser et vider le contenu de l’estomac.
  4. Supplément liquide IV (sérum physiologique ou une solution de Ringer lactate) à 10 mL/kg/h.
  5. Placer une sonde de température rectale pour obtenir la température centrale continue.

4. chirurgie

NOTE : La césarienne et procédures foetales sont considérés comme des chirurgies aiguës dans lequel les animaux sont euthanasiés par l’administration de pentobarbital de sodium 100 mg/kg IV. Les brebis sont euthanasiées après la livraison des agneaux et les agneaux sont euthanasiés à l’issue des expériences. L’euthanasie est confirmée par l’asystole. Une méthode secondaire de la thoracotomie bilatérale ou exsanguination est aussi utilisee. Dans ce cas, l’asepsie n’est pas pratiquée pendant la chirurgie. Le personnel a encore besoin de porter des vêtements protecteurs pendant le contact avec des animaux.

  1. Raser la laine de l’abdomen ventral.
  2. La cautérisation permet de faire une incision abdominale superficielles de 15 à 18 cm au cours de la linea alba pour exposer le fascia.
    1. Créer une petite ouverture dans l’abdomen à l’aide de pression avec une hémostatique à pointe émoussée.
    2. Maintenir cette ouverture tout en glissant un ciseau à pointe émoussée dans la paroi abdominale.
    3. Utilisez les ciseaux pour compléter l’incision de la linea alba.
  3. Localiser et extérioriser la tête fœtale dans l’utérus de l’abdomen.
    1. Tenez la tête fœtale avec une main et utilisez la cautérisation à pratiquer une incision de 10 cm à travers la paroi de l’utérus (sur le front de l’agneau). Veiller à éviter toute cotylédons.
    2. Pince de Babcock permet de fixer les couches de l’utérus et le placenta ensemble aux quatre coins opposés.
    3. Exposer la tête de l’agneau dans l’utérus et à l’extérieur de l’abdomen de la brebis.
    4. Laissez la pince de Babcock pose à l’extérieur de l’abdomen au cours de la chirurgie fœtale.

5. foetale Airway

  1. Intuber le partiellement exposé ETT à revers agneau foetale avec 3,5 à 4,5 mm. Faire progresser l’ETT par les cordes vocales 1 cm au-delà de la manchette.
    1. Gonfler le brassard et garantir l’ETT en attachant une bande ombilicale autour du tube, puis autour de la tête.
    2. Permettre au liquide de poumons foetaux excès dans l’ETT s’écouler passivement en inclinant la tête sur le côté. Cela simule l’évacuation du liquide pulmonaire pendant le travail.
    3. Occlure l’ETT pour empêcher les échanges gazeux au cours haletant dans la période de l’asphyxie.

6. encolure bateau Instrumentation

  1. Râper la laine et s’infiltrer dans 1 à 2 mL de chlorhydrate de bupivacaïne sous-cutanée (0,25 %) à tous les sites d’incision.
    1. Faire deux incisions cutanées de 3 cm de chaque côté du cou (distal par rapport à la tête d’environ 6 cm) adjacent à la trachée. Les incisions doivent transverse du cou.
    2. Effectuer l’incision à l’aide de la cautérisation lors de soulèvement de la peau, pour éviter la lacération des tissus profonds de le œil.
  2. Séparer le carénage avec une pincette courbée de Kelly ou moustique.
  3. Isoler la veine jugulaire interne droite et artère carotide commune droite.
    1. Place deux 20 cm, 0 soie sutures sous les deux navires.
    2. Laisser un espace (proximal à distal) de 1 cm entre les sutures en soie.
    3. Soulevez doucement chaque suture qui est autour du navire, en apparence, de restreindre la circulation sanguine et de faire une coupe transversale de 1 à 2 mm dans le vaisseau à l’aide de ciseaux chirurgicaux Iris.
  4. Pour l’artère carotide, insérer un cathéter préalablement rincé (15 – 17 G) dans l’artère carotide droite direction caudale vers la crosse aortique pour la surveillance de la pression artérielle et de prélèvements sanguins.
    1. La cravate proximale permet de ligaturer l’artère complètement.
    2. Répétez les étapes 6.3.2 - 6.3.3.
    3. Insérer le cathéter artériel carotidien préalablement vidé et utiliser la suture distale de soie à nouer autour de l’artère et le cathéter avec 3 noeuds.
  5. Utiliser une technique semblable, à insérer un cathéter préalablement rincé (14 – 16 G) dans la veine jugulaire, répétez les étapes 6.3.2–6.3.3, avance de 7 à 10 cm de direction caudale se reposer dans l’entrée thoracique (vers l’oreillette droite). Il est utilisé pour l’administration de fluides et de médicaments ainsi que les mesures de la pression veineuse.
    1. Vérifier le cathéter pour perméabilité avec du sérum physiologique hépariné et terminer la cravate de suture autour du navire et le cathéter (avec la suture proximale uniquement) à l’aide de 2 ou 3 noeuds.
    2. Insérer le cathéter second (14 – 16 G) environ 5 cm rostralement à recueillir le sang de la circulation cérébrale. Utilisez la même coupe pour le placement de deux cathéters.
    3. Répétez l’étape 6.5.1 en ce qui concerne la suture distale et le cathéter et puis lier les sutures soie autour des lignes de cathéter adverse à fixer en place afin d’empêcher.
  6. Prolonger l’incision déjà fabriquée en forme de T (1 à 2 cm) sur le côté gauche.
    1. Élever la carotide gauche à l’aide d’hémostatiques courbes ouvertes.
    2. Place une sonde de flux périvasculaires 2 mm autour du navire afin de mesurer le flux sanguin.
    3. Couvrir la sonde de débit avec une douille de 1 cm polymère flexible pour stabiliser la sonde en position.
    4. Placez la ligne de câble de sonde débit dans l’incision en forme de T, ce qui permet du câble parallèlement avec le navire.
    5. Refermer l’incision de la peau. Nouer autour du câble et dans une boucle du câble, afin d’éviter de limiter la circulation si tiré.

7. grand navire Instrumentation

  1. Extraire l’agneau fœtale pour exposer la poitrine et couvrir la peau exposée d’une pellicule de polyéthylène pour éviter toute perte de chaleur.
  2. Placer l’agneau en décubitus latéral droit.
  3. Positionnez la patte gauche avant autour du cou pour exposer le site chirurgical.
  4. S’infiltrer dans 3 mL de chlorhydrate de bupivacaïne (0,25 %) le long de l’espace intercostal de 4ème et pratiquer une incision de la peau de 6 cm à l’aide de la cautérisation.
    1. Avec précaution, percer le muscle intercostal avec une pince courbe émoussé, cercle sous la nervure 3rd et sortir entre le prochain espace intercostal. Veillez à ne pas blesser les poumons ou le cœur.
    2. Ouvrir la pince pour un morceau prédécoupé de soie 0 et l’amener par le biais d’encercler les côtes.
    3. Répétez les étapes 7.4.1–7.4.2 pour sécuriser la suture sous la 4ème côtes.
    4. Serrer les liens autour de chaque nervure. Doucement tirer vers le haut et insérez un coton-tige dans la poitrine sous l’espace intercostal de 4ème .
    5. Utiliser l’écouvillon pour protéger le contenu du coffre à l’aide de la cautérisation d’ouvrir l’espace intercostal à 1 cm pour une ouverture définitive du 6-8 cm. veiller à ce que le poumon n’est pas pris dans les liens de côtes.
    6. Placez un épandeur de côtes dans l’ouverture du coffre. Ouverture de la poitrine va révéler les gauche lobes supérieurs des poumons, la principale artère pulmonaire (AP) et la persistance du canal artériel.
  5. Gazes de 2 x 2 pouces permet d’envelopper le poumon et poussez doucement les tissus exposés hors de la zone chirurgicale.
    1. Utilisez un petit enrouleur manuel pour améliorer le champ de vision (si nécessaire).
    2. Place une bande ombilicale (1/4 po largeur, 6 po. de longueur) préalablement trempé dans l’amnios autour des gros vaisseaux. Tremper la bande ombilicale diminue le frottement (et blessure) sur les parois des vaisseaux.
  6. À l’aide de pinces, soulevez le péricarde et découper le long de l’artère pulmonaire principale, en prenant soin de ne pas pour couper le nerf vagal. Utilisez un bâtonnet applicateur pour garder l’oreillette droite d’interférer avec une coupe latérale du péricarde le long du nerf vagal.
  7. À l’aide de pinces de Gemini, déplacer la pince lentement de l’encoche canalaire/PA autour et derrière la gauche PA de « encercler » et d’émerger de l’autre côté de l’AP de gauche. Nombreux tissus délicats s’exécutent sous ce domaine et avoir lieu que si il n’y a pas de résistance.
    1. Lorsque l’extrémité de la pince est observée, ouvrez seulement assez loin pour attraper une extrémité de la bande ombilicale pré-humidifiées. Pince avec 1 seul poste verrouille en place. Il est possible que les tissus environnants pourraient être pris dans les pinces aussi, et si étroitement serré que le tissu peut être capturé avec la bande ombilicale entraînant des lésions de navire.
    2. Régularisez doucement la pince pour tirer la bande en place. Cela sert à ouvrir un espace pour la sonde de débit et permet de diriger l’insertion des sondes de débit (Figure 2). Soin de protéger l’encoche partie de n’importe quel navire est impératif car c’est la partie la plus fragile du tissu.
  8. Placez une 4 – 6 mm périvasculaires flux-sonde en doucement soulevant la bande ombilicale et en guidant la partie métallique (support en L) de la sonde autour du navire le long de l’ouverture établie.
    1. Diriger la bande vers l’arrière de la sonde afin d’accueillir le navire en place et de visualiser la fin de la L-support permettant ainsi la fermeture coulissante pour être assujetti.
    2. S’assurer que le navire est > 75 % de la taille de sonde pour assurer un flux tight fit et précis des mesures.
    3. Coupez l’extrémité de la bande ombilicale à proximité de la sonde et tirer doucement sur l’autre extrémité pour sortir la cassette du navire. La bande n’interférera avec mesures sinon supprimé.
    4. Appliquer le gel d’échographie et ajustez la position de sonde et câble pour améliorer la qualité et l’intensité du signal.
  9. Répétez les étapes 7,6 – 7.7.4 en ce qui concerne la mise en place d’une 6-8 mm périvasculaires flux-sonde autour de la persistance du canal artériel.
  10. Retirer toute protection gaze 2 x 2 de la poitrine et laisser le poumon à remettre en place.
  11. Placez une gaze 2 x 2 nouvelle autour de chaque support en métal de la sonde de débit afin de protéger les poumons.
  12. Fermer la poitrine en couches à l’aide d’une aiguille conique et suture de monofilament synthétique 2.0. Fixez les câbles des sondes-débit à l’épiderme avec une boucle à l’aide d’une aiguille de découpage et suture de soie 2.0.

8. mesure non invasive

  1. Fixez EKG mène à l’aisselle droite, région axillaire gauche et région inguinale droite (trois dérivations ECG). Saturation de l’oxyhémoglobine artérielle pré- et post-canalaire (SpO2) est surveillée avec un oxymètre de pouls placé sur la patte avant droite et des deux membres postérieurs, respectivement. Fixer un moniteur spectroscope proche infrarouge (NIRS) sur le front avec des points de suture et un pansement opaque.

9. collecte des données

  1. Recueillir et consigner des données à l’aide d’un logiciel d’acquisition de données. La figure 1 illustre les paramètres invasives et non invasive dont : sang veineux central et artériel pression, écoulement de sang artériel pulmonaire et canalaire carotide, gauche commune gauche, EKG, SpO2, NIRS, ETCO2.
    Remarque : La mise en place de logiciels et de matériel pour la collecte des données peut varier et déborde le cadre de cet article.

10. plan expérimental

  1. Occlure et couper le cordon ombilical et déplacer l’agneau de l’abdomen maternel à un réchauffeur radiant.
  2. Au cours de la période de l’asphyxie, insérer un cathéter veineux ombilical pour l’administration d’épinéphrine (0,01 à 0,03 mg/kg IV, / recommandations PNR).
  3. Insérer un cathéter artériel ombilical pour recueillir les gaz du sang artériel après canalaire.
  4. Surveiller l’agneau pour l’asystole imminente, ce qui peut être définie comme l’absence de pression et de débit carotide détectée.
  5. S’assurer que le personnel adéquat est disponible et consacrer chaque personne aux tâches suivantes : (1) gérer la ventilation et les voies respiratoires, (2) effectuer des compressions thoraciques, administrer des médicaments (3), (4) dessiner des échantillons de sang, (5) conduisent le code.
  6. Commencer la réanimation en fournissant une ventilation à pression positive (VPP) avec un réanimateur té à des pressions de 35/5 cm H2O. initier la minuterie 20 min pour le protocole expérimental de réanimation.
  7. Après 30 s de ventilation, commencer les compressions thoraciques en plaçant le pouce et les doigts d’une main sur les côtés opposés de la poitrine.
    1. Fournir des compressions thoraciques en serrant les doigts et le pouce ensemble jusqu'à une profondeur d’environ 1/3.
  8. Administrer de l’épinéphrine à intervalles de 3 min.
  9. Poursuivre les efforts de réanimation jusqu’au retour de circulation spontanée ou jusqu'à concurrence de 20 min.
  10. Au retour de la circulation spontanée, fluides IV continus (5 cc/kg/h) et le fentanyl (0,5 à 2,0 µg/kg/h ; titrée à effet), sont donnés par le biais de la voie veineuse jugulaire précédemment établie. Après la période de réanimation de 20 min, l’animal est euthanasié. Si les agneaux n’atteindre pas les RONC de 20 min, procéder à l’euthanasie.

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Résultats

Après l’instrumentation des agneaux foetus, variables hémodynamiques peuvent être enregistré (Figure 3 et Figure 4), puis analysé et interprété (Figure 5). Des échantillons de sang fréquents peuvent être collectées, et la Figure 6 illustre le pH et la PaCO2 données de l’une des expériences. Occasionnellement, cathéters ou sondes de débit peuvent mal fonctionne...

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Discussion

Le modèle de l’agneau est comparable en taille aux nouveau-nés humains et permet instrumentation facile à mesurer des variables hémodynamiques invasives. Le modèle du foetus/nouveau-né agneau a été un outil de recherche inestimable qui a richement aidé à comprendre la transition de la circulation, ainsi que la physiologie cardiovasculaire et pulmonaire du nouveau-né. Plusieurs modèles expérimentaux d’agneau ont été établies au cours des années à étudier les stratégies de ventilation optimale chez les nouveau-nés prématur...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Pince BabcockMiltex16-44
Transducteur de pression artérielleBecton DickinsonP23XL-1Utilisé avec des dômes de diaphragme remplis de solution saline
Ciseaux à pointe émousséeMiltex98SCS50-56
CapnographePhilips7900Utilisé avec des capteurs de débit néonatal
Crayon CauteryValley Lab287879
Unité de cautérisationValley LabSSE2K
Pince courbéeEverost711714
Logiciel d’acquisition de donnéesBiopac Systems Inc.
EKGBiopac Systems Inc.
Tube endotrachéal à ballonnetRusch111780035
Modulateur de débitTransonic Systems Inc.T403
Sonde de débitTransonic Systems Inc.  ;MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA
Sonde gastriqueJorgensen Labs Inc.J0106LEPour décompresser et drainer l’estomac de brebis
Tondeuseà cheveux Andis Company65340  ;# 40 Clipper Blade
Chauffe-eau pour nourrissonGE healthcare7810
Cathéters intraveineuxBecton Dickinson381234
Ciseaux chirurgicaux IrisPatterson510585
Kelly ForecepsPatterson
Pince à moustiquesRICA Produits chirurgicaux INC1-74
Spectroscopie proche infrarougeNonin Medical Inc.X-100MSensmart Equanox &
Capteur RSO2Nonin Medical Inc.  ;8004CB-NANéonatal  ;
Manche et lame de scalpelEverost707203
Sutures -soie 2-0CovidienSS-695Utilisé pour attacher des cathéters aux vaisseaux
Sutures -vicryl  ; 2-0EthiconJ269HUtilisé pour fermer la thoracotomie  ;
Réanimateur à pièce en TNeo-TeeMCM1050812
Liens ombilicauxJorgensen Labs Inc.
Écarteur WeitlanderMiltex11-625
ACK100WECG100C510535 PureSAT J0025UA

Références

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